Un modello del Chronic Infusion nutrienti nel ratto

Un protocollo per infusioni cronici di glucosio e Intralipid nei ratti è descritto. Questo modello può essere utilizzato per studiare l'impatto di un eccesso di nutrienti in funzione degli organi e dei parametri fisiologici.

L'obiettivo generale di questa procedura è quello di cateterizzare le vene giugulari e le arterie carotidi dei ratti per infondere glucosio e lipidi come modello per l'eccesso cronico di nutrienti. Ciò si ottiene con il primo cateterizzazione, la vena giugulare e l'arteria carotide in anestesia generale. Dopo la procedura, il ratto può riprendersi per sei giorni.

Quindi i cateteri vengono collegati alle pompe di infusione tramite un laccio e una girella montata sulla parte superiore della gabbia. Infine, il ratto viene infuso con soluzioni di glucosio e lipidi. In definitiva, si possono ottenere risultati che mostrano gli effetti dell'eccesso cronico di nutrienti sull'omeostasi del glucosio.

Il vantaggio principale di questa tecnica rispetto ad altri modelli, come ad esempio i modelli genetici, è che si possono esaminare i primi cambiamenti nella funzione delle cellule beta in risposta all'eccesso di nutrienti. L'altro vantaggio è che si possono modulare in modo specifico i livelli di glucosio e intralipidi o lipidi in circolazione. Ora, usiamo questa tecnica per esaminare i cambiamenti nella funzione delle cellule beta, ma ovviamente può essere utilizzata per esaminare altri parametri fisiologici come l'insulino-resistenza.

Ad esempio, a dimostrare la procedura sarà Grace Ferguson, un tecnico di salute animale nel mio laboratorio, Prima di iniziare, sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici in autoclave almeno 16-24 ore prima della procedura. Posizionare il tubo di incannulamento nell'aldeide glutea al 2,6% per la sterilizzazione. Utilizzando quattro ratti per condizione di infusione, pesare ogni ratto e quindi calcolare i dosaggi per i farmaci analgesici e anticolinergici.

Dopo aver anestetizzato il ratto con il 2-3% di iso, fluoro e ossigeno, controllare il livello di sedazione in punta di piedi. Pizzica e posiziona il topo a pancia in giù. Radere l'area dietro le orecchie fino alla base delle spalle, quindi girare l'animale sulla schiena e radere la regione sotto il collo fino alle zampe anteriori.

Successivamente, disinfettare il sito chirurgico tre volte con alcool clorexidina e iodio, quindi somministrare carprofene e glicopirrolato. Trasferire il ratto nell'area chirurgica, e poi con tecnica asettica. Utilizzando una cannula PE 50 collegata a una siringa da un millilitro riempita con cinque unità di soluzione fisiologica eparinzzata, incannulare la vena giugulare destra e l'arteria carotide sinistra Per evitare la coagulazione durante il periodo di recupero, lavare le cannule con 50 unità di soluzione salina eparinizzata attraverso un ago smussato calibro 23, quindi utilizzare un altro perno calibro 23 per chiudere ciascuna cannula dopo l'intervento chirurgico, Taglia circa 2,5 millimetri dal fondo degli incisivi e metti il ratto in una giacca per infusione per evitare che le cannule vengano mangiate.

Per aiutare a evacuare il fluoro ISO, somministrare ossigeno a un litro al minuto. Metti il topo in una gabbia riscaldata fino a quando non è completamente sveglio. Il primo e il secondo giorno, dopo l'intervento.

Pesare i ratti, somministrare glicopirrolato, per via sottocutanea due volte il primo giorno e una volta il secondo giorno e fornire trattamenti aggiuntivi quando necessario secondo il protocollo di testo il settimo giorno dopo l'intervento. Dopo aver pesato ogni ratto per calcolare le portate per l'infusione, collegare la cannula della vena giugulare tramite una prolunga del tubo all'interno della molla alla girella blu. Lavare le cannule con cinque unità di soluzione salina eparinizzata e collegarle al cavo.

Quindi collegare il ratto al sistema di infusione utilizzando il laccio e la girella. Ora sciacquare nuovamente le cannule con cinque unità di soluzione salina eparinizzata per prevenire la coagulazione. Lasciare che i ratti si acclimatino al laccio e girino per almeno 24 ore prima di iniziare l'infusione per effettuare l'infusione.

Inizia prelevando 0,15 millilitri di sangue dalla carotide di ciascun ratto e misura la glicemia. Sciacquare le cannule giugulari e utilizzare 50 unità di soluzione salina eparinizzata per prevenire la coagulazione di entrambe le cannule. Trasferire il campione di sangue in una provetta di raccolta da 0,5 millilitri contenente il 2% di EDTA, quindi centrifugare a 10.000 RBM per due minuti e congelare il plasma a meno 20 gradi Celsius.

Riempire due siringhe da 60 millilitri per ciascuna delle condizioni di infusione qui elencate. Utilizzare connettori a Y e tubi coex T 22 sterilizzati per unire ogni coppia di soluzioni. Quindi posizionare le siringhe su una pompa Harbor 33 per siringa, posizionando la siringa uno nella posizione anteriore della pompa e la siringa due nella posizione posteriore.

Quindi, cambia il fondo della gabbia e rimuovi tutto il cibo dalla parte superiore della griglia della gabbia prima di sostituirlo con 150 grammi di cibo standard. Quindi collegare le siringhe alla parte girevole sulla griglia della gabbia e sciacquare correttamente le siringhe. Per rimuovere l'aria intrappolata dalle linee utilizzando il peso corporeo determinato più di recente, calcolare le velocità di infusione utilizzando un file Excel che converte la velocità di infusione del glucosio o GIR in millilitri all'ora in base ai livelli di glucosio predeterminati che si desidera mantenere durante l'esperimento.

Impostare la pompa in modo che somministri le portate per 60 siringhe in base alle impostazioni del produttore e inserire la velocità per la siringa uno e la siringa due. Quindi avviare la pompa. Dopo aver avviato la pompa, verificare che non vi siano perdite dalla parte girevole o dalle cannule e che il tubo di infusione non sia attorcigliato.

Inoltre, verificare che non vi siano bolle d'aria nel tubo. Dopo tre ore di infusione, prelevare un piccolo campione di sangue e utilizzare un monitor portatile del glucosio per misurare il prelievo di glicemia. Piccoli volumi impediranno l'alterazione del volume del sangue e/o dell'ematocrito.

Prelevare ulteriori campioni di sangue utilizzando questo calendario. Sulla base dei valori di glicemia misurati, modificare la velocità della siringa uno per mantenere la glicemia da 220 a 250 milligrammi per decilitro. La velocità della siringa due rimane costante per mantenere gli acidi grassi liberi a un milli mole per litro.

Dopo 24 ore di infusione, cambiare il fondo della gabbia e pesare il cibo rimasto nella griglia della gabbia. Rimettere la porzione UNE nella gabbia, grigliare e riempire le siringhe secondo necessità per 72 ore. Osservare il ratto per eventuali segni di infiammazione o disagio e somministrare cure adeguate secondo necessità.

Al termine dell'infusione, i ratti possono essere sottoposti a studi di clamp iperinsulinemico iperglicemico o uglicemico, e successivamente soppressi o soppressi per raccogliere il pancreas per l'istologia o l'isolamento degli occhielli. Questa figura mostra i livelli di sangue, glucosio e acidi grassi durante il periodo di infusione di 72 ore. Come mostrato qui per progettazione, i livelli di glucosio vengono mantenuti intorno a 220-250 milligrammi per decilitro durante l'infusione.

I roditori hanno una forte capacità di compensare l'infusione di glucosio aumentando la secrezione endogena di insulina. Pertanto, il GIR deve essere aumentato durante il corso dell'infusione affinché i livelli di glucosio nel sangue siano mantenuti a uno stato relativamente stazionario. Tuttavia, i livelli di glucosio nel sangue tendono a diminuire verso la fine dell'infusione.

Inoltre, sulla base delle misurazioni del peso del cibo, poiché gli animali infusi di glucosio e intralipidi ricevono nutrienti calorici, diminuiscono spontaneamente l'assunzione di cibo. A differenza dei ratti di controllo infusi di soluzione salina una volta padroneggiata, questa tecnica può essere eseguita in 30-40 minuti per ratto se eseguita correttamente. Quindi, dopo questa procedura, di solito eseguiamo morsetti iperglicemici o iperinsulinici anemici U glicemici per misurare rispettivamente la secrezione di insulina o la sensibilità all'insulina.