Name: Un modello del Chronic Infusion nutrienti nel ratto (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-08-14T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 18 s
Description: Impara a cateterizzare vene giugulari e arterie carotidee nel ratto per infusione cronica di glucosio e lipidi. Questo modello permette di studiare gli effetti dell'eccesso nutrizionale sull'omeostasi del glucosio e sulla funzione delle cellule beta.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Questo lavoro è stato sostenuto dal National Institutes of Health (R01DK58096 a Vincent Poitout). Vincent Poitout detiene il Canada Research Chair in diabete pancreatico e funzione delle cellule beta. Bader Zarrouki ricevuto borse di studio post-dottorato da Merck e Eli Lilly. Ghislaine Fontes è stato sostenuto da una borsa di studio post-dottorato della Canadian Diabetes Association.

Sommario: La procedura consiste cateterizzazione della vena giugulare destra e sinistra arteria carotide in anestesia generale; consentendo un periodo di recupero di 7 giorni; collega i cateteri alle pompe utilizzando una girevole e sistema di contrappesi che consente all&#39;animale di muoversi liberamente nella gabbia; e infondendo glucosio e / o Intralipid (un&#39;emulsione di olio di soia che genera una miscela di circa 80% unsaturated/20% di acidi grassi saturi quando infuso con eparina 9) per 72 hr. 1. Canulation della Vena giugulare destra e l&#39;arteria carotide sinistra <ol><li> Sterilizzare gli strumenti chirurgici. Canulation tubazione deve essere sterilizzato a freddo usando un agente sterilizzante liquido (2,6% glutaraldeide) prima della procedura. Immergere il tubo in un contenitore sterilizzato per 16-24 ore. Risciacquare e lavare abbondantemente con acqua distillata sterile per rimuovere tutte le tracce di glutaraldeide prima dell&#39;uso. </li><li> Pesare il ratto per calcolaredosaggi di farmaci: Carprofene 5 mg / kg: diluizione 1/10 = Peso corporeo (g) x 0.001 ml SC (analgesico) Glicopirrolato 0,01 mg / kg: diluizione 1/10 = BW (g) X 0,0012 ml SC (anticolinergici) </li><li> Anestetizzare il ratto utilizzando isoflurano e ossigeno. </li><li> Posizionare il topo sul suo stomaco. Radere la zona dietro le orecchie alla base delle spalle. Posare il ratto sulla sua schiena. Radersi la regione sotto il collo per le zampe anteriori. </li><li> Preparazione del sito chirurgico con clorexidina, alcol e iodio. Somministrare farmaci. </li><li> Trasferire il ratto al campo chirurgico. </li><li> Utilizzando una tecnica asettica, canulate vena giugulare destra e l&#39;arteria carotide sinistra con una cannula PE-50 attaccato ad una siringa da 1 ml riempita con 5 U di soluzione fisiologica eparinizzata. Lavare le cannule con 50 U di soluzione fisiologica con eparina per evitare la coagulazione durante il periodo di recupero. Utilizzare aghi 23G smussati. Chiudere ogni cannula con un perno 23G. </li><li> Dopo l&#39;intervento chirurgico, tagliare circa 2,5 mm dalincisivi inferiori e il luogo del ratto in una giacca di infusione per evitare che le cannule da essere mangiato. </li><li> Fornire ossigeno (1 L / min per 10 minuti) per aiutare evacuare isoflurano. </li><li> Collocare il ratto in una gabbia riscaldata finché non è completamente sveglio. </li><li> Operare quattro ratti di utilizzare uno per condizione infusione (Tabella 1). </li></ol> 2. Assistenza post-operatoria (trattamento post-chirurgico e di collegamento dei cateteri) <ol><li> Pesare i ratti al giorno 1 e giorno 2 post-chirurgico. </li><li> Somministrare glycopyrrolate (BW (g) x 0,00048 ml) SC due volte al giorno 1 post-chirurgico e una volta il giorno 2 post-chirurgico. </li><li> Ulteriori trattamenti di supporto possono essere somministrati se necessario: liquidi, rilievo di riscaldamento, la dieta umida, ossigenoterapia, analgesici, anticolinergici. </li><li> Il giorno 7 post-chirurgia, pesare i topi per calcolare le portate per infusione. </li><li> Collegare ogni ratto di un sistema di infusione con un laccio e girevole montata su un grill da gabbia (Figura 1).</li><li> Lavare le cannule con 5 U di soluzione fisiologica con eparina per rimuovere i coaguli. Lavare le cannule, una volta di più con 50 U di soluzione fisiologica con eparina per prevenire la coagulazione. </li><li> Lasciare i ratti si adatti al laccio e girevole per almeno 24 ore prima di iniziare l&#39;infusione. </li></ol> 3. Infusione <ol><li> Disegnare 0,15 ml di sangue dalla carotide di ciascun ratto e misurare glicemia. Lavare le cannule giugulari. Utilizzare 50 U di soluzione fisiologica con eparina per prevenire la coagulazione sia cannule di ogni ratto. </li><li> Trasferire il campione di sangue di un tubo di raccolta ml 0,5 contenente il 2% di EDTA. Centrifugare a 10.000 rpm per 2 min e congelare il plasma a -20 ° C. </li><li> Riempire due siringhe 60 ml per ciascuna delle condizioni di infusione sotto elencate. Siringa 1 posto sulla posizione anteriore della pompa e siringa 2 posto sulla posizione posteriore della pompa. </li><li> Unisciti a ogni coppia di soluzioni con y-connettori e CO-EX tubi T22 che è stato sterilizzato. Mettere le siringhe su un Harvard 33doppia pompa siringa. </li><li> Modificare il fondo della gabbia e rimuovere tutti gli alimenti alla griglia superiore della gabbia. </li><li> Pesare 150 g di cibo standard e posto sulla griglia superiore della gabbia. </li><li> Collegare le siringhe per la girella sulla griglia della gabbia. Lavare le siringhe correttamente per rimuovere l&#39;aria intrappolata dalle linee. </li><li> Calcolare le portate di infusione utilizzando il peso corporeo che è stata presa prima di collegare il ratto al sistema di infusione. Le tariffe sono calcolate con un file di Microsoft Excel che converte il tasso di infusione di glucosio (GIR) in ml / h. </li><li> Impostare la pompa per amministrare le portate per 60 ml siringhe in base alle impostazioni del produttore. Inserire il tasso di siringa 1 (siringa anteriore) e il tasso per siringa 2 (torna siringa). </li><li> Avviare la pompa. </li></ol> 4. Monitoraggio <ol><li> Dopo aver avviato la pompa, verificare che non vi sia fuoriuscita dalla girevole o dalle cannule e tubi di infusione non sia attorcigliata. Verificare inoltre che non vi siano bolle d&#39;aria nelil tubo. </li><li> Dopo 3 ore di infusione, prelevare un campione di sangue per monitorare la glicemia. Ripetere dopo 6, 24, 48, e 72 ore di infusione. Per precauzione, glicemia viene monitorato anche dopo 30, 34, 54, e 60 ore di infusione. Glucosio nel sangue può essere misurata usando una goccia di sangue intero utilizzando un monitor portatile glucosio. Questo limita la quantità di sangue prelevato durante l&#39;infusione e quindi evita alterare significativamente il volume del sangue e / o ematocrito. </li><li> Il tasso per siringa 1 è modificato sulla base di valori di glicemia a mantenere glicemia a 220-250 mg / dl. Il tasso di siringa 2 non cambia durante la 72 ore di infusione, perché gli acidi grassi liberi sono mantenuti a 1 mmol / L. </li><li> Condizioni di infusione sono accoppiati in modo che il volume ricevuto per gli animali di controllo è equivalente al volume ricevuto per gli animali di prova (Tabella 1). </li><li> Dopo 24 ore di infusione, cambiare il fondo gabbia e pesare il cibo che rimane nella griglia gabbia. Restituire la parte non mangiato tØ la griglia della gabbia. Ripetere dopo 48 ore. </li><li> Refill siringhe al giorno secondo necessità durante la 72 ore di infusione. </li><li> Durante l&#39;infusione, osservare sempre il ratto per eventuali segni di infiammazione o di disagio. L&#39;assistenza appropriata, se necessario. </li></ol> 5. Eutanasia post-infusione <ol><li class="jove_content"> Dopo 72 h di infusione, i ratti vengono anestetizzati per via endovenosa con 0,5 ml di un cocktail di ketamina / xilazina (182 mg / kg di ketamina e 11,6 mg / kg di xilazina diluito 1:2 con 0,9% NaCl). </li><li class="jove_content"> Il riflesso toe-pinch viene utilizzato per verificare il livello di anestesia. Ulteriori anestetico viene somministrato come necessario. </li><li class="jove_content"> Quando il ratto è anestetizzato, la cavità addominale viene aperto con forbici chirurgiche. Il ratto è dissanguato disegnando 10-15 ml di sangue in una siringa dalla aorta o la vena cava. </li></ol>

<ol><li>Poitout, V., Robertson, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucolipotoxicity%3A+fuel+excess+and+beta-cell+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Endocr.+Rev%22%5BJournal%5D)">Glucolipotoxicity: fuel excess and beta-cell dysfunction.</a> Endocr. Rev. 29, 351-366 (2008).</li>
<li>Poitout, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucolipotoxicity+of+the+pancreatic+beta+cell%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim.+Biophys.+Acta%22%5BJournal%5D)">Glucolipotoxicity of the pancreatic beta cell.</a> Biochim. Biophys. Acta. 1801, 289-298 (2010).</li>
<li>Unger, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minireview%3A+weapons+of+lean+body+mass+destruction%3A+the+role+of+ectopic+lipids+in+the+metabolic+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Minireview: weapons of lean body mass destruction: the role of ectopic lipids in the metabolic syndrome.</a> Endocrinology. 144, 5159-5165 (2003).</li>
<li>Harmon, J. S., Gleason, C. E., Tanaka, Y., Poitout, V., Robertson, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antecedent+hyperglycemia%2C+not+hyperlipidemia%2C+is+associated+with+increased+islet+triacylglycerol+content+and+decreased+insulin+gene+mRNA+level+in+Zucker+diabetic+fatty+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Antecedent hyperglycemia, not hyperlipidemia, is associated with increased islet triacylglycerol content and decreased insulin gene mRNA level in Zucker diabetic fatty rats.</a> Diabetes. 50, 2481-2486 (2001).</li>
<li>Bachar, E., Ariav, Y., Cerasi, E., Kaiser, N., Leibowitz, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+nitric+oxide+synthase+protects+the+pancreatic+beta+cell+from+glucolipotoxicity-induced+endoplasmic+reticulum+stress+and+apoptosis%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetologia%22%5BJournal%5D)">Neuronal nitric oxide synthase protects the pancreatic beta cell from glucolipotoxicity-induced endoplasmic reticulum stress and apoptosis.</a> Diabetologia. 53, 2177-2187 (2010).</li>
<li>Peyot, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beta-cell+failure+in+diet-induced+obese+mice+stratified+according+to+body+weight+gain%3A+secretory+dysfunction+and+altered+islet+lipid+metabolism+without+steatosis+or+reduced+beta-cell+mass%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Beta-cell failure in diet-induced obese mice stratified according to body weight gain: secretory dysfunction and altered islet lipid metabolism without steatosis or reduced beta-cell mass.</a> Diabetes. 59, 2178-2187 (2010).</li>
<li>Hagman, D. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclical+and+alternating+infusions+of+glucose+and+intralipid+in+rats+inhibit+insulin+gene+expression+and+Pdx-1+binding+in+islets%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Cyclical and alternating infusions of glucose and intralipid in rats inhibit insulin gene expression and Pdx-1 binding in islets.</a> Diabetes. 57, 424-431 (2008).</li>
<li>Fontes, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucolipotoxicity+age-dependently+impairs+beta+cell+function+in+rats+despite+a+marked+increase+in+beta+cell+mass%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetologia%22%5BJournal%5D)">Glucolipotoxicity age-dependently impairs beta cell function in rats despite a marked increase in beta cell mass.</a> Diabetologia. 53, 2369-2379 (2010).</li>
<li>Stein, D. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Essentiality+of+circulating+fatty+acids+for+glucose-stimulated+insulin+secretion+in+the+fasted+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Essentiality of circulating fatty acids for glucose-stimulated insulin secretion in the fasted rat.</a> J. Clin. Invest. 97, 2728-2735 (1996).</li>
<li>Leahy, J. L., Cooper, H. E., Weir, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+insulin+secretion+associated+with+near+normoglycemia.+Study+in+normal+rats+with+96-h+in+vivo+glucose+infusions%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Impaired insulin secretion associated with near normoglycemia. Study in normal rats with 96-h in vivo glucose infusions.</a> Diabetes. 36, 459-464 (1987).</li>
<li>Hager, S. R., Jochen, A. L., Kalkhoff, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insulin+resistance+in+normal+rats+infused+with+glucose+for+72+h%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Insulin resistance in normal rats infused with glucose for 72 h.</a> The American Journal of Physiology. 260, 353-362 (1991).</li>
<li>Laybutt, D. R., Chisholm, D. J., Kraegen, E. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Specific+adaptations+in+muscle+and+adipose+tissue+in+response+to+chronic+systemic+glucose+oversupply+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Specific adaptations in muscle and adipose tissue in response to chronic systemic glucose oversupply in rats.</a> The American Journal of Physiology. 273, E1-E9 (1997).</li>
<li>Jonas, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+glucose+stimulates+early+response+gene+c-Myc+expression+in+rat+pancreatic+beta+cells%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">High glucose stimulates early response gene c-Myc expression in rat pancreatic beta cells.</a> The Journal of Biological Chemistry. 276, 35375-35381 (2001).</li>
<li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucose-induced+beta+cell+dysfunction+in+vivo+in+rats%3A+link+between+oxidative+stress+and+endoplasmic+reticulum+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetologia%22%5BJournal%5D)">Glucose-induced beta cell dysfunction in vivo in rats: link between oxidative stress and endoplasmic reticulum stress.</a> Diabetologia. 55, 1366-1379 (2012).</li>
<li>Alonso, L. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucose+infusion+in+mice%3A+a+new+model+to+induce+beta-cell+replication%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Glucose infusion in mice: a new model to induce beta-cell replication.</a> Diabetes. 56, 1792-1801 (2007).</li>
<li>Magnan, C., Gilbert, M., Kahn, B. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+free+fatty+acid+infusion+in+rats+results+in+insulin+resistance+but+no+alteration+in+insulin-responsive+glucose+transporter+levels+in+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Lipids%22%5BJournal%5D)">Chronic free fatty acid infusion in rats results in insulin resistance but no alteration in insulin-responsive glucose transporter levels in skeletal muscle.</a> Lipids. 31, 1141-1149 (1996).</li>
<li>Goh, T. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lipid-induced+beta-cell+dysfunction+in+vivo+in+models+of+progressive+beta-cell+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Endocrinol.+Metab%22%5BJournal%5D)">Lipid-induced beta-cell dysfunction in vivo in models of progressive beta-cell failure.</a> Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 292, 549-560 (2007).</li>
<li>Pascoe, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Free+fatty+acids+block+glucose-induced+beta-cell+proliferation+in+mice+by+inducing+cell+cycle+inhibitors+p16+and+p18%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Free fatty acids block glucose-induced beta-cell proliferation in mice by inducing cell cycle inhibitors p16 and p18.</a> Diabetes. 61, 632-641 (2012).</li>
<li>Bell, C. G., Walley, A. J., Froguel, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+genetics+of+human+obesity%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews.+Genetics%22%5BJournal%5D)">The genetics of human obesity.</a> Nature Reviews. Genetics. 6, 221-234 (2005).</li>
<li>Fontes, G., Hagman, D. K., Latour, M. G., Semache, M., Poitout, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lack+of+preservation+of+insulin+gene+expression+by+a+glucagon-like+peptide+1+agonist+or+a+dipeptidyl+peptidase+4+inhibitor+in+an+in+vivo+model+of+glucolipotoxicity%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes+Res.+Clin.+Pract%22%5BJournal%5D)">Lack of preservation of insulin gene expression by a glucagon-like peptide 1 agonist or a dipeptidyl peptidase 4 inhibitor in an in vivo model of glucolipotoxicity.</a> Diabetes Res. Clin. Pract. 87, 322-328 (2010).</li>
<li>Crawford, P. A., Schaffer, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolic+stress+in+the+myocardium%3A+Adaptations+of+gene+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+and+Cellular+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Metabolic stress in the myocardium: Adaptations of gene expression.</a> Journal of Molecular and Cellular Cardiology. , (2012).</li>
<li>Kewalramani, G., Bilan, P. J., Klip, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Muscle+insulin+resistance%3A+assault+by+lipids%2C+cytokines+and+local+macrophages%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Clin.+Nutr.+Metab+Care%22%5BJournal%5D)">Muscle insulin resistance: assault by lipids, cytokines and local macrophages.</a> Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab Care. 13, 382-390 (2010).</li>
<li>Cusi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+obesity+and+lipotoxicity+in+the+development+of+nonalcoholic+steatohepatitis%3A+pathophysiology+and+clinical+implications%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Role of obesity and lipotoxicity in the development of nonalcoholic steatohepatitis: pathophysiology and clinical implications.</a> Gastroenterology. 142, 711-725 (2012).</li>
</ol>

Vincent Poitout è co-fondatore di contratti di ricerca e ha ricevuto da Bêtagenex Inc., un&#39;organizzazione di ricerca a contratto, che offre il modello di infusione presentato in questo articolo come un servizio commerciale.

Sebbene un certo numero di studi precedenti hanno impiegato infusioni cronici di glucosio (ad esempio 10-15) o lipidi (ad esempio 16,17) nei roditori, a nostra conoscenza l&#39;infusione combinata di entrambi i carburanti è stato riportato soltanto nei topi 18. Il modello di infusione cronica qui presentato offre diversi vantaggi per studiare gli effetti sulla eccesso di nutrienti su una varietà di funzioni biologiche nei ratti. In primo luogo, esso non comporta roditor...

Livelli cronicamente elevati di glucosio e lipidi in circolo sono state proposte per contribuire alla patogenesi del diabete di tipo 2 alterando la funzione dei vari organi implicati nel mantenimento dell&#39;omeostasi del glucosio compreso, ma non limitato a, il pancreas cellule beta (recensione in 1). Le ipotesi postula glucotossicità che l&#39;iperglicemia cronica aggrava il difetto delle cellule beta che ha dato origine alla iperglicemia, in primo luogo, creando così un circolo vizioso e contribuendo al deterioramento del controllo glicemico nei pazienti con diabete di tipo 2. Allo stesso modo, l&#39;ipotesi glucolipotoxicity propone che aumenti concomitanti dei livelli di glucosio e di lipidi, come spesso osservati nel diabete di tipo 2, sono dannosi per la cellula beta. Decifrare i meccanismi cellulari e molecolari degli effetti deleteri di nutrienti cronicamente elevati di funzionalità delle cellule beta del pancreas è la chiave per il understanding della patogenesi del diabete di tipo 2 1. A tal fine, un gran numero di studi hanno esaminato i meccanismi della cronica nutrienti in eccesso ex vivo in isole di Langerhans isolate o in vitro in linee cellulari clonali, secernono insulina. Tuttavia, la traduzione dei risultati ottenuti in questi sistemi modello per l&#39;intero organismo è complesso, in particolare perché le concentrazioni di acidi grassi utilizzati in cellule coltivate o isolotti raramente corrispondono i livelli circolanti nelle vicinanze delle cellule beta in vivo 2. D&#39;altra parte, i meccanismi di guasto beta-cellula in risposta ad eccesso di nutrienti sono stati esaminati in modelli di roditori di diabete, come esemplificato dal ratto Zucker Diabetic Fatty 3,4, il gerbillo Psammomys obesus 5 e l&#39;alta percentuale di grassi dieta- fed del mouse 6. Questi modelli, tuttavia, sono caratterizzati da intrinseche anomalie metaboliche e non sono facilmente suscettibili di manipolazioni di glicemiae / o livelli di lipidi in un ambiente più controllato e meno cronica. Per essere in grado di alterare i livelli circolanti di nutrienti in un lasso di tempo di giorni in animali altrimenti normali, abbiamo sviluppato un modello di infusione cronica in ratti normali che ci permette di esaminare gli effetti di lipidi e del glucosio, da soli o in combinazione, su parametri fisiologici e funzionali 7,8.

<table><tbody><tr><td>Soluzione salina 0,9%</td><td>BD</td><td>JB1324</td><td></td></tr><tr><td>Destrosio 70%</td><td>McKesson</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Intralipide 20%</td><td>Fresenius Kabi</td><td>JB6023</td><td></td></tr><tr><td>Metricide (Glutaraldeide 2,6%)</td><td>Metrex</td><td>11-1401</td><td></td></tr><tr><td>Eparina Sodica 10.000 USP u/ml</td><td>PPC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Carprofene</td><td>Metacam</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glicopirrolato</td><td>Sandoz</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Abbott</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cloesadina 2%</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Alcool 70%</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Iodio</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PE-50</td><td>BD</td><td>427411</td><td></td></tr><tr><td>CO-EX T22</td><td>Instech Solomon</td><td>BCOEX-T22</td><td></td></tr><tr><td>Connettore 22G</td><td>Instech Solomon</td><td>SC22/15</td><td></td></tr><tr><td>Girevole 22G</td><td>Instech Solomon</td><td>375/22PS</td><td></td></tr><tr><td>Connettore a Y 22G</td><td>Instech Solomon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Contrappeso e braccio</td><td>Instech Solomon</td><td>CM375BP</td><td></td></tr><tr><td>23 G aghi smussati</td><td>Instech Solomon</td><td>LS23</td><td></td></tr><tr><td>23 G perni di canulazione</td><td>Instech Solomon</td><td>SP23/12</td><td></td></tr><tr><td>Lacci (12 pollici)</td><td>Lomir</td><td>RT12D</td><td></td></tr><tr><td>Giacche per infusione </td><td>Lomir</td><td>RJ01, RJ02, RJ03, RJ04</td><td></td></tr><tr><td>(SM-XL)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pezzo di fissaggio</td><td>Lomir</td><td>RS T1</td><td></td></tr><tr><td>Siringa da 60 ml</td><td>BD</td><td>309653</td><td></td></tr><tr><td>Siringa da 1 ml</td><td>BD</td><td>309602</td><td></td></tr></tbody></table>

un modello del chronic infusion nutrienti nel ratto

A Model of Chronic Nutrient Infusion in the Rat

Esposizione cronica a livelli eccessivi di nutrienti è postulata a pregiudicare la funzione di diversi organi e tessuti e per contribuire allo sviluppo delle molte complicazioni associate con l&#39;obesità e la sindrome metabolica, compreso il diabete di tipo 2. Per studiare i meccanismi con cui livelli eccessivi di glucosio e acidi grassi influenzano la beta pancreatiche cellule e la secrezione di insulina, abbiamo stabilito un modello infusione di sostanze nutrienti cronica nel ratto. La procedura consiste di cateterizzazione della vena giugulare destra e sinistra arteria carotide in anestesia generale; consentendo un periodo di recupero di 7 giorni; collega i cateteri alle pompe utilizzando una girevole e sistema di contrappesi che consente all&#39;animale di muoversi liberamente nella gabbia; ed infondendo glucosio e / o Intralipid (un&#39;emulsione di olio di soia che genera una miscela di circa 80% unsaturated/20% di acidi grassi saturi quando infuso con eparina) per 72 hr. Questo modello offre diversi vantagGES, compresa la possibilità di modulare finemente i livelli target di glucosio circolante e di acidi grassi, la possibilità di co-infusione composti farmacologici, e il lasso di tempo relativamente breve rispetto a modelli alimentari. Può essere usato per esaminare i meccanismi della disfunzione nutrienti indotta in una varietà di organi e testare l&#39;efficacia dei farmaci in questo contesto.

Su una serie di 42 ratti che hanno subito un intervento chirurgico, 5 ratti sono stati persi durante il periodo post-operatorio e 1 ratto è stato perso durante l&#39;infusione, con un tasso complessivo di successo del 86%. Il peso corporeo medio dei 37 ratti che sono stati poi infuse era 608 ± 5 g prima dell&#39;intervento e 588 ± 6 g al di iniziare l&#39;infusione (media ± SE, n = 37, p &lt;0,0001 per paired t-test). I seguenti risultati rappresentativi sono stati ottenuti in due gruppi: infusione. Saline (SAL), e gluc...

Un protocollo per infusioni cronici di glucosio e Intralipid nei ratti è descritto. Questo modello può essere utilizzato per studiare l&#39;impatto di un eccesso di nutrienti in funzione degli organi e dei parametri fisiologici.

Un modello del Chronic Infusion nutrienti nel ratto

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to  affect the function of several organs and tissues and to contribute to the  ...

L'obiettivo generale di questa procedura è cateterizzare le vene giugulari e le arterie carotidi dei ratti per infondere glucosio e lipidi come modello di eccesso cronico di nutrienti. Questo viene realizzato cateterizzando innanzitutto la vena giugulare e l'arteria carotidea sotto anestesia generale. Dopo la procedura, al ratto viene consentito un periodo di recupero di sei giorni.Successivamente, i cateteri vengono collegati a pompe di infusione tramite un tubo flessibile e un giunto rotante montati sulla sommità della gabbia. Infine, il ratto viene sottoposto a infusione di soluzioni di glucosio e lipidi. In definitiva, è possibile ottenere risultati che mostrano gli effetti dell'eccesso cronico di nutrienti sull'omeostasi del glucosio.Il vantaggio principale di questa tecnica rispetto ad altri modelli, come ad esempio i modelli genetici, è che consente di esaminare i cambiamenti precoci della funzione delle cellule beta in risposta all'eccesso di nutrienti. Un altro vantaggio è la possibilità di modulare specificamente i livelli di glucosio e di intralipidi o lipidi nella circolazione. Attualmente utilizziamo questa tecnica per analizzare le alterazioni della funzione delle cellule beta, ma ovviamente può essere impiegata anche per valutare altri parametri fisiologici, come ad esempio la resistenza all'insulina.Ad esempio, la procedura sarà dimostrata da Grace Ferguson, una tecnica sanitaria per animali nel mio laboratorio. Prima di iniziare, sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici mediante autoclave almeno 16-24 ore prima dell'intervento. Collocare i tubi per la cannulazione in aldeide glutarica al 2,6% per la sterilizzazione. Utilizzando quattro ratti per ciascuna condizione di infusione, pesare ogni ratto e calcolare quindi le dosi dei farmaci analgesici e anticolinergici.Dopo aver anestetizzato il ratto con il 2-3% di iso, fluoro e ossigeno, verificare il livello di sedazione pizzicando l'alluce e posizionare il ratto in posizione prona. Rasare la zona dietro le orecchie fino alla base delle spalle, quindi girare l'animale in posizione supina e rasare la regione sotto il collo fino agli arti anteriori.Successivamente, disinfettare il sito chirurgico tre volte con alcol di clorexidina e iodio, quindi somministrare carprofene e glicopirrolato. Trasferire il ratto nell'area chirurgica e quindi utilizzare una tecnica asettica. Utilizzando una cannula PE 50 collegata a una siringa da un millilitro riempita con cinque unità di soluzione salina eparinizzata, cannullare la vena giugulare destra e l'arteria carotidea sinistra. Per evitare la formazione di coaguli durante il periodo di recupero, lavare le cannule con 50 unità di soluzione salina eparinizzata attraverso un ago smussato da 23 gauge, quindi utilizzare un altro perno da 23 gauge per chiudere ciascuna cannula dopo l'intervento chirurgico, tagliare circa 2,5 millimetri dalla parte inferiore degli incisivi e posizionare il ratto in una giacca per infusione per impedire che le cannule vengano rosicchiate.Per favorire l'evacuazione del fluoro ISO, somministrare ossigeno a un litro al minuto. Collocare il ratto in una gabbia riscaldata fino al completo risveglio. Nei giorni uno e due, dopo l'intervento chirurgico.Pesare i ratti, somministrare glicopirrolato per via sottocutanea due volte il primo giorno e una volta il secondo giorno, e fornire trattamenti aggiuntivi quando necessario secondo il protocollo descritto nel testo al settimo giorno post-operatorio. Dopo aver pesato ciascun ratto per calcolare le portate di infusione, collegare la cannula della vena giugulare mediante un’estensione di tubo all’interno della molla allo swivel blu. Lavare le cannule con cinque unità di soluzione salina eparinizzata e collegarle al tether.Quindi collegare il ratto al sistema di infusione utilizzando il connettore flessibile e il giunto rotante. Ora risciacquare nuovamente le cannule con cinque unità di soluzione salina eparinizzata per prevenire la formazione di coaguli. Lasciare che i ratti si abituino al connettore flessibile e al giunto rotante per almeno 24 ore prima di iniziare l'infusione, in modo da poter effettuare correttamente l'infusione.Prelevare inizialmente 0,15 millilitri di sangue dalla carotide di ciascun ratto e misurare la glicemia. Sciacquare le cannule giugulari e utilizzare 50 unità di soluzione salina eparinizzata per prevenire la formazione di coaguli in entrambe le cannule. Trasferire il campione di sangue in un tubo da raccolta da 0,5 millilitri contenente EDTA al 2%, quindi centrifugare a 10.000 giri al minuto per due minuti e congelare il plasma a meno 20 gradi Celsius.Riempire due siringhe da 60 millilitri per ciascuna delle condizioni di infusione elencate qui. Utilizzare connettori a Y e tubi coassiali T 22 sterilizzati per unire ogni coppia di soluzioni. Successivamente, posizionare le siringhe su una pompa per siringhe Harbor 33, collocando la siringa uno nella posizione anteriore della pompa e la siringa due nella posizione posteriore.Successivamente, cambiare la base della gabbia e rimuovere tutto il cibo dalla griglia superiore della gabbia prima di sostituirlo con 150 grammi di mangime standard. Quindi collegare le siringhe allo snodo sulla griglia della gabbia ed eseguire correttamente la flushing delle siringhe. Per rimuovere l'aria intrappolata nei tubi, utilizzando il peso corporeo determinato più recentemente, calcolare le velocità di infusione con un file Excel che converte la velocità di infusione di glucosio o GIR in millilitri all'ora in base ai livelli di glucosio predeterminati da mantenere costanti durante l'esperimento.Impostare la pompa per somministrare portate per 60 siringhe secondo le impostazioni del produttore ed inserire la velocità per la siringa uno e la siringa due. Quindi avviare la pompa. Dopo l'avvio della pompa, verificare che non ci siano perdite dal connettore rotante o dalle cannule e che il tubo di infusione non sia attorcigliato.Inoltre, verificare che non vi siano bolle d'aria nei tubi. Dopo tre ore di infusione, prelevare un piccolo campione di sangue ed utilizzare un glucosimetro portatile per misurare la glicemia. Piccoli volumi eviteranno alterazioni del volume ematico e dell'ematocrito.Prelevare ulteriori campioni di sangue utilizzando questo programma. Sulla base dei valori di glicemia misurati, modificare la velocità della siringa uno per mantenere il glucosio ematico tra 220 e 250 milligrammi per decilitro. La velocità della siringa due rimane costante per mantenere gli acidi grassi liberi a un millimole per litro.Dopo 24 ore di infusione, sostituire il fondo della gabbia e pesare il cibo rimanente nella griglia della gabbia. Reintrodurre la porzione di UNE nella gabbia, nella griglia e ricaricare le siringhe secondo necessità nel corso delle 72 ore. Osservare il ratto per eventuali segni di infiammazione o disagio e somministrare le cure appropriate secondo necessità.Al termine dell'infusione, i ratti possono essere sottoposti a studi clamp iperglicemici o iperglicemici con iperinsulinemia, e successivamente essere sacrificati per prelevare il pancreas per analisi istologiche o per l'isolamento delle isole di Langerhans. Questa figura mostra i livelli di sangue, glucosio e acidi grassi durante il periodo di infusione di 72 ore. Come mostrato qui per design, i livelli di glucosio sono mantenuti intorno a 220-250 milligrammi per decilitro per tutta la durata dell'infusione.I roditori hanno una forte capacità di compensare l'infusione di glucosio aumentando la secrezione endogena di insulina. Pertanto, il GIR deve essere aumentato nel corso dell'infusione affinché i livelli di glucosio nel sangue siano mantenuti in uno stato relativamente stazionario. Tuttavia, i livelli di glucosio nel sangue tendono a diminuire verso la fine dell'infusione.Inoltre, in base alle misurazioni del peso del cibo, poiché gli animali infusi con glucosio e intralipidi ricevono nutrienti calorici, riducono spontaneamente l'assunzione di cibo. A differenza dei ratti di controllo infusi con soluzione salina, una volta acquisita padronanza, questa tecnica può essere eseguita in 30-40 minuti per ratto se effettuata correttamente. Pertanto, dopo questo procedimento, di solito eseguiamo clamp iperglicemici o clamp iperglicemici iperinsulinemici per misurare rispettivamente la secrezione insulinica o la sensibilità all'insulina.

a-model-of-chronic-nutrient-infusion-in-the-rat

Research

Ricerca

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Questo video mostra l'incannulamento intraduodenale in un modello di ratto. Dopo aver anestetizzato il ratto, si localizza il duodeno e si crea una piccola puntura. Una cannula a forma di J con una punta smussata viene inserita e fissata con cura e l'incisione viene chiusa. Il modello di ratto cannulato consente l'infusione intra-intestinale per studi di immunopatologia.

Incannulamento intraduodenale in un modello di ratto per studi di immunopatologia

Questo protocollo descrive un modello murino cateterizzato centralmente di malattia critica prolungata. Combiniamo il metodo della legatura e della puntura cecale per indurre la sepsi con l'uso di una linea venosa centrale per la somministrazione di fluidi, farmaci e nutrienti per imitare l'ambiente clinico umano.

L&#39;uso di un venoso Central Line per fluidi, farmaci e nutrienti Administration in un modello murino di malattia critica

Questo protocollo descrive l'uso di una dieta caffetteria molto appetibile e in stile occidentale per modellare l'eccesso di cibo e l'obesità nei roditori. Qui, forniamo un contorno dettagliato della selezione, preparazione e misurazione degli alimenti e spieghiamo i fattori metodologici che aiutano a generare un fenotipo robusto e riproducibile.

Palatable Western-stile caffetteria dieta come un metodo affidabile per la modellazione dell'obesità indotta da dieta nei roditori

L'accesso per infusione a lungo termine nell'arteria mesenterica superiore (SMA) dei ratti è una procedura chirurgica che consiste nella cannulazione di un ramo prossimale della SMA. La cannula esce dalla ferita addominale e viene tunnelizzata attraverso lo spazio sottocutaneo fino alla piega interscapolare.

Targeting dell'intestino tenue del ratto: infusione a lungo termine nell'arteria mesenterica superiore

La pancreatite cronica (CP) è una malattia caratterizzata da infiammazione e fibrosi del pancreas, spesso associata a dolori addominali intrattabili. Questo articolo si concentra sul perfezionamento della tecnica per generare un modello murino di CP tramite infusione del dotto biliare con acido 2,4,6 -trinitrobenzene solfonico (TNBS).

Un modello murino per la pancreatite cronica tramite infusione di TNBS del dotto biliare

Questo documento presenta le risposte morfometriche e i risultati delle prestazioni di allenamento di un protocollo di allenamento a intervalli ad alta intensità (HIIT) in un modello di ratto Sprague-Dawley di obesità indotta dalla dieta. Lo scopo di questo protocollo era quello di massimizzare l'intensità dell'esercizio e determinare le risposte fisiologiche all'HIIT nei ratti magri e obesi.

Un modello cronico di allenamento a intervalli ad alta intensità e obesità indotta dalla dieta per massimizzare lo sforzo fisico e indurre cambiamenti fisiologici nei ratti

Un modello di abbuffata è stato stabilito nei topi utilizzando l'accesso intermittente a M&amp;M's (un alimento altamente appetibile a base di grassi e zuccheri). I topi con accesso intermittente a questo alimento ad alto contenuto di grassi e zuccheri hanno mostrato comportamenti simili allo stress, un aumento dell'apporto calorico e una preferenza per quel cibo rispetto al cibo standard rispetto ai topi con accesso continuo o nullo al cibo.

Modello di abbuffata intermittente nei topi

Questo protocollo descrive un modello di trapianto intestinale basato su ratto con ileostomia per la valutazione del decorso temporale dell'intervento farmacologico sul rigetto del trapianto.

Un modello di trapianto intestinale di rigetto dell'innesto di ratto con ileostomia esteriorizzata per la valutazione della prognosi longitudinale

Questo studio offre un metodo riproducibile e standardizzato al fine di stabilire modelli di ratto obesi che mostrano obesità semplice, comunemente caratterizzata da pancreas grasso. Include anche protocolli dettagliati per il campionamento del tessuto pancreatico e l'immunoistochimica.

Sviluppo e convalida di una metodologia per stabilire modelli di ratto obesi con pancreas grasso tipico

Questo articolo presenta un modello ischemico di CKD utilizzando IRI renale unilaterale con nefrectomia controlaterale eseguita un giorno prima della raccolta del campione; questo protocollo consente la valutazione funzionale basata sul siero, la sopravvivenza elevata e la patologia riproducibile della MRC entro 28 e 42 giorni, fornendo una piattaforma versatile per studi meccanicistici e interventistici.

Modello murino di transizione da malattia renale acuta a cronica indotta da ischemia/lesione da reperfusione renale

Impara a cateterizzare vene giugulari e arterie carotidee nel ratto per infusione cronica di glucosio e lipidi. Questo modello permette di studiare gli effetti dell'eccesso nutrizionale sull'omeostasi del glucosio e sulla funzione delle cellule beta.

Un modello del Chronic Infusion nutrienti nel ratto

Esplora altri video