Name: Modellazione e valutazione del modello di cardiomiopatia diabetica murina (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-11-29T14:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 22 s
Description: Scopri un metodo efficace per indurre la cardiomiopatia diabetica nei topi combinando dieta ad alto contenuto di grassi e iniezioni di streptozotocina. Questo protocollo fornisce un quadro affidabile per studiare i meccanismi della malattia.

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Tutte le procedure hanno seguito le linee guida istituzionali per la ricerca sugli animali in conformità con la Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio delineata dal National Institutes of Health degli Stati Uniti (NIH Publication No. 85-23, rivista nel 1996). Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati approvati dal Comitato Etico per la Cura degli Animali e dal Comitato Etico dell'Università del Sichuan. I topi maschi C57BL/6J sono stati acquistati da Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co. (Cina). Per tutta la durata dell'esperimento, i topi sono stati alloggiati in condizioni controllate di 24 °C e un ciclo regolato di luce/buio di 12 ore, con accesso ad libitum a cibo e acqua.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig01.jpg"> 
Figura 1: Sequenza temporale schematica dell'esperimento. I topi utilizzati nei gruppi HFD/STZ e ND avevano entrambi un'età di circa 7-8 settimane. Il peso corporeo e il livello casuale di glucosio nel sangue di ciascun topo sono stati registrati su base settimanale. Agli intervalli di alimentazione di 12 e 24 settimane, il fenotipo metabolico dei topi è stato valutato mediante un test di tolleranza al glucosio orale (OGTT) e una misurazione del livello sierico di insulina. Inoltre, l'ecocardiografia è stata valutata al basale (settimana 0), 12 settimane e 24 settimane. Dopo il periodo di alimentazione di 24 settimane, i topi sono stati soppressi. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig01large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
1. Alimentazione HFD
<ol>
	<li>Nutrire topi maschi C57BL/6J (7-8 settimane di età) con una dieta normale (ND) o HFD (60% kcal di grassi) per 24 settimane per indurre l'obesità.</li>
	<li>Registra il peso corporeo di ciascun topo ogni 4 settimane. Assicurarsi che la curva del peso mostri un andamento ascendente simile prima delle 12 settimane, con una pendenza più ripida osservata nel gruppo HFD.</li>
</ol>
2. Preparazione e iniezione della soluzione STZ
NOTA: Conservare STZ a -20 °C per evitare la degradazione dovuta alla sua elevata instabilità a temperatura ambiente (RT). Miscelare STZ con il tampone citrato immediatamente entro 5 minuti prima dell'iniezione.
<ol>
	<li>Preparare il tampone citrato. Pesare 2,1 g di acido citrico (massa molecolare relativa: 210,14) e scioglierlo accuratamente in 100 ml di acqua distillata per preparare la soluzione A; pesare 2,94 g di citrato di sodio (massa molecolare relativa: 294,10) e scioglierlo accuratamente in 100 mL di acqua distillata per preparare la soluzione B. Mescolare le soluzioni A e B in rapporto 1:1,32 per ottenere la soluzione di lavoro dell'acido citrico. Filtra le impurità utilizzando una membrana filtrante da 0,45 μm.</li>
	<li>Pesare 1 g di STZ e scioglierlo accuratamente in 100 mL della soluzione di lavoro preparata con acido citrico miscelato. Conservare la soluzione STZ risultante a 4 °C. Assicurarsi che l'iniezione della soluzione STZ avvenga entro 30 minuti, quando possibile.</li>
	<li>Utilizzando una siringa da 1 ml, somministrare iniezioni intraperitoneali di una soluzione contenente 30 mg/kg di STZ al giorno per 7 giorni consecutivi ai topi del gruppo HFD/STZ, fornendo un volume uguale di tampone citrato (0,1 mmol/L, pH = 4,5) ai topi del gruppo ND.</li>
	<li>Dosare i livelli di glucosio nel sangue 1 settimana dopo l'iniezione finale. Classificare i topi che presentano concentrazioni casuali di glucosio nel sangue superiori a 16,7 mmol/L come topi T2DM.<ol>
		<li>Posizionare con cura il mouse su un dispositivo di contenimento, assicurandosi che la coda si estenda completamente all'esterno.</li>
		<li>Prima del prelievo del sangue, disinfettare accuratamente il sito di raccolta del sangue della coda con un tampone alcolico al 70%, mantenendo la sterilità e la pulizia.</li>
		<li>Con un ago a punta affilata, inserirlo nella vena della coda, avanzando dalla punta verso la base ad una profondità di 3-4 mm. Una volta che l'ago è saldamente in posizione, premere delicatamente la parte superiore della coda per favorire il flusso sanguigno.</li>
		<li>Raccogliere circa 10 μL di sangue da un topo e applicare con cura il sangue raccolto sulla striscia reattiva dedicata. Una volta assorbito il sangue, il glucometro visualizzerà prontamente la lettura della glicemia.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Test di tolleranza al glucosio orale (OGTT)14
<ol>
	<li>Prima dell'OGTT, digiunare ogni topo durante la notte per 14 ore, mentre ha accesso illimitato all'acqua.</li>
	<li>Preparare circa 10 ml di una soluzione di glucosio al 20%. Somministrare una dose di 1 g/kg di glucosio tramite sonda gastrica orale a ciascun topo durante l'OGTT.</li>
	<li>Monitorare i livelli di glucosio nel sangue in diversi momenti: immediatamente (0 min), 15 min, 30 min, 60 min e 120 min dopo la somministrazione.</li>
</ol>
4. Valutazione ecocardiografica della funzione cardiaca
<ol>
	<li>Condurre l'ecocardiografia su ciascun topo al basale (0 settimane), 12 settimane e 24 settimane dopo l'alimentazione con HFD o ND.</li>
	<li>Prima dell'ecocardiografia, anestetizzare il topo mediante inalazione di isoflurano al 3% che viene somministrato con ossigeno al 100% utilizzando una macchina anestetica. Assicurati che il mouse non mostri alcuna reazione al pizzicamento della pelle utilizzando una pinzetta dentata o la stimolazione delle dita e della coda. Applicare un unguento veterinario sugli occhi per prevenire la secchezza durante l'anestesia.</li>
	<li>Posizionare il mouse su un termoforo per mantenere la temperatura corporea e fissare gli artigli a un elettrodo per garantire una posizione supina stabile. Regolare la concentrazione di isoflurano tra l'1% e il 2% per l'anestesia di mantenimento per mantenere una frequenza cardiaca target di circa 450 battiti al minuto.</li>
	<li>Rimuovere il pelo del topo usando una crema depilatoria e applicare il gel ad ultrasuoni sul petto. Rimuovere la crema depilatoria e il gel ad ultrasuoni con soluzione fisiologica sterile dopo l'ecocardiografia.</li>
	<li>Valutare la funzione cardiaca e i parametri strutturali con una sonda da 50 MHz.<ol>
		<li>Per ottenere una visuale ottimale dell'asse lungo del ventricolo sinistro (LV), posizionare la sonda sul lato sinistro del torace dell'animale.</li>
		<li>A seconda dell'anatomia individuale, ruotare la sonda in senso antiorario tra 15° e 45° rispetto alla linea parasternale sinistra, con la tacca diretta verso la spalla destra. Regolare l'asse x e l'asse y in modalità B15. NOTA: Un'appropriata vista dell'asse lungo del ventricolo sinistro dovrebbe includere (i) la valvola aortica e la radice aortica; (ii) la camera LV è posizionata al centro del campo visivo; iii) l'asse base-apice deve essere parallelo al trasduttore16.</li>
		<li>Premere M-mode 2 volte per visualizzare la linea di misurazione. Posizionare questa linea a livello del muscolo papillare. Successivamente, eseguire misurazioni per almeno tre battiti cardiaci consecutivi per garantire l'accuratezza. Tocca Salva clip per salvare il cine loop della serie.</li>
		<li>Identificare la dimensione telesistolica come la fase che coincide con l'onda T dell'ECG e determinare la dimensione telediastolica come la fase corrispondente all'onda R dell'ECG.</li>
		<li>Inclinare il pad operativo, assicurandosi che l'angolo superiore sinistro sia il più basso e l'angolo inferiore destro sia il più alto. Regolare la sonda in modo che penetri lungo la direzione dell'apice cardiaco del topo, parallelamente all'asse lungo del cuore, per ottenere una vista transapicale a quattro camere.</li>
		<li>Selezionare successivamente le modalità C (Color Doppler) e PW (PW Doppler), posizionare il volume del campione al punto di velocità più alto, regolare la direzione di campionamento in modo che corrisponda alla direzione del flusso sanguigno e registrare le informazioni emodinamiche della valvola mitrale (onda E e A)16. Tocca Salva clip per salvare il cine loop della serie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Interrompere l'inalazione di isoflurano per consentire ai topi di riprendere conoscenza. Rimetti gli animali nelle loro gabbie, alloggiate in un ambiente controllato con un ciclo luce/buio di 12 ore sia alla 0 che alla 12 settimana. Dopo la valutazione ecocardiografica di 24 settimane, sopprimere umanamente i topi attraverso la lussazione cervicale dopo inalazione di isoflurano.</li>
	<li>Eseguire l'analisi della frazione di eiezione (EF), dell'accorciamento della frazione (FS), della parete posteriore del ventricolo sinistro (LVPW), del diametro interno del ventricolo sinistro (LVID), del setto interventricolare (IVS) e del rapporto E/A utilizzando il dongle della workstation.</li>
</ol>
5. Colorazione istologica
<ol>
	<li>Dopo aver completato l'analisi ecocardiografica alla 24a settimana, sopprimere il topo mediante lussazione del midollo spinale dopo inalazione di isoflurano.</li>
	<li>Sezionare il mouse usando forbici oftalmiche e pinzette. Recidere accuratamente le costole per garantire la completa esposizione del cuore.</li>
	<li>Perfondere il cuore attraverso l'apice con soluzione salina fino a quando il fegato diventa pallore, indicando una perfusione riuscita. Rimuovere il cuore e sciacquarlo accuratamente con soluzione fisiologica per garantire la completa rimozione del sangue.</li>
	<li>Eseguire l'inclusione in paraffina17.<ol>
		<li>Fissare il cuore con formalina al 4% a RT per almeno 24 ore.</li>
		<li>Porre la scatola di disidratazione contenente il cuore in un essiccatore per sottoporla a un processo di disidratazione graduale che prevede la graduale disidratazione dell'alcol e della cera a 65 °C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Preparare le sezioni di tessuto17.<ol>
		<li>Posizionare il blocco di cera rifilato contenente il muscolo papillare in un microtomo per l'affettatura, con uno spessore di 4 μm, e conservarlo in RT per la colorazione patologica.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Eseguire la colorazione utilizzando la colorazione tricromica18 di Masson e l'agglutinina del germe di grano (WGA)19 .</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Modello murino per la cardiomiopatia diabetica tramite dieta ricca di grassi e iniezione di STZ

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<li>staining experiment report. , Servicebio. At 
 <a target="_blank" href="https://www.servicebio.com/data-detail?id=5588&code=RSSYBG">https://www.servicebio.com/data-detail?id=5588&code=RSSYBG</a> (2022).</li>
<li>Paraffin WGA staining protocol. , Servicebio. At 
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</ol>

<table><tbody><tr><td>Sistema di ultrosound per animali</td><td>Fujifilm Visual Sonics</td><td>VEVO 3100</td><td>Ecocardiografia</td></tr><tr><td>Glucometro</td><td>nel sangue Yuwell</td><td>GU100</td><td>Valutare il livello di glucosio nel sangue</td></tr><tr><td>Acido citrico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>251275</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>RWD scienze della vita</td><td>R510-22</td><td>Anestesia</td></tr><tr><td>Vaporizzatore di isoflurano</td><td>RWD scienze della vita</td><td>R500</td><td>anestesia</td></tr><tr><td>Insulina di topo (INS) ELISA Kit</td><td>Wuhan Feiyue Biotechnology Co., Ltd</td><td>FY-EM14029</td><td>Valutare il livello di insulina sierica</td></tr><tr><td>Crema depilatoria Nair</td><td>Nair</td><td>255g</td><td>Rimuovere il pelo del topo</td></tr><tr><td>Dieta per roditori con il 60% di grassi kcal</td><td>Research Diets Inc</td><td>D12492</td><td>Alimentazione dietetica ad alto contenuto di grassi</td></tr><tr><td>Citrato di sodio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S4641</td><td></td></tr><tr><td>Filtro sterile</td><td>Merck Millipore</td><td>SLHV033N</td><td></td></tr><tr><td>Streptozocina</td><td>Solarbio</td><td>S8050</td><td></td></tr><tr><td>Gel per ultrasuoni</td><td>Keppler</td><td>KL-250</td><td>Workstation per ecocardiografia</td></tr><tr><td>Dongle</td><td>Fujifilm Visual Sonics</td><td>Vevo LAB</td><td>Analisi dei dati ecocardiografici</td></tr></tbody></table>

modellazione e valutazione del modello di cardiomiopatia diabetica murina

Modeling and Evaluation of Murine Diabetic Cardiomyopathy Model

Questo studio ha comportato l'assegnazione casuale di topi in due gruppi: il gruppo ND e il gruppo HFD/STZ, con 6 topi in ciascun gruppo. Dopo l'ecocardiografia finale e i test OGTT 24 settimane dopo l'alimentazione, i topi sono stati soppressi per prelevare i loro tessuti cardiaci per una valutazione istologica.
HFD/STZ ha causato un evidente aumento di peso corporeo, raggiungendo il suo picco in 12 settimane, ed è stato significativamente più alto rispetto al gruppo ND. Dopo la somministrazione di STZ, è stata osservata una notevole diminuzione del peso corporeo tra i topi del gruppo HFD/STZ. Al contrario, i topi del gruppo ND hanno mantenuto un aumento costante del loro peso corporeo nel successivo periodo di 12 settimane (Figura 2A). I livelli casuali di glucosio nel sangue del gruppo HFD/STZ erano sempre significativamente più alti rispetto al gruppo ND durante l'intero periodo di alimentazione (Figura 2B). La curva OGTT del gruppo HFD/STZ era significativamente più alta di quella del gruppo ND. Era evidente che il picco di glucosio nel sangue in entrambi i gruppi raggiungeva in 15 minuti e poi diminuiva (Figura 2C, D). Nel corso dello studio, i livelli sierici di insulina nel gruppo ND erano inizialmente più alti rispetto al gruppo HFD nelle prime 12 settimane. Tuttavia, dopo la somministrazione di STZ, è stata osservata una tendenza inversa con i livelli sierici di insulina (Figura 2E, F).
I cuori esposti a HFD/STZ hanno mostrato sia disfunzione diastolica che sistolica rispetto al gruppo ND, presentando una debole ampiezza del setto interventricolare (IVS) e una pulsazione della parete posteriore ventricolare sinistra (LVPW) (Figura 3), una diminuzione della frazione di eiezione (EF) e dell'accorciamento frazionario (FS) (Figura 4A, B), un aumento della dimensione interna del ventricolo sinistro telediastolico (LVID), IVS e LVPW increspati (Figura 4C, D, E), e diminuzione del rapporto E/A (Figura 4F) nel gruppo HFD/STZ in 24 settimane.
Il rimodellamento cardiaco derivante da disturbi metabolici è mostrato nella Figura 5A, B. Un esame istologico ha rilevato un aumento della fibrosi cardiaca e della proporzione di area occupata dai cardiomiociti all'interno del gruppo HFD/STZ, rispetto al gruppo ND (Figura 5C).
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig02.jpg"> 
Figura 2: Peso corporeo, glicemia casuale, OGTT e variazione del livello sierico di insulina durante il momento del pasto. (A) Variazione del peso corporeo dei topi durante il momento del pasto. La curva del peso ha mostrato un andamento simile verso l'alto prima delle 12 settimane, con una pendenza più ripida osservata nel gruppo. Dopo il periodo di 12 settimane, è stata osservata una notevole riduzione del peso nel gruppo HFD/STZ, mentre il gruppo ND ha mantenuto la sua traiettoria ascendente nell'aumento di peso. (B) I livelli casuali di glucosio nel sangue sono cambiati durante il tempo di alimentazione. Il livello di glucosio nel sangue è rimasto stabile nel gruppo ND, mentre ha continuato a salire nel gruppo HFD/STZ, con un aumento significativo dopo 12 settimane. (C) e (D) Livelli di glucosio nel sangue durante l'OGTT a 12 settimane e 24 settimane. (E,F) Livello sierico di insulina a 12 settimane e 24 settimane per il gruppo ND e HFD/STZ. Dopo 12 settimane di sperimentazione, il livello di insulina nel gruppo HFD/STZ ha mostrato un notevole aumento rispetto al gruppo ND. Tuttavia, entro le 24 settimane, questa tendenza si è invertita, con il livello di insulina nel gruppo HFD/STZ significativamente inferiore a quello del gruppo ND. I dati sono presentati come media ± SD. I valori P sono stati calcolati mediante t-test non appaiato. **: P &lt; 0,01, ***: P &lt; 0,001, ****: P &lt; 0,0001; ND (n = 6) contro HFD/STZ (n = 6). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig02large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig03.jpg"> 
Figura 3: Ecocardiografia rappresentativa in modalità M e onda E/A della valvola mitrale a 0, 12 e 24 settimane. C'erano differenze nelle altezze dei picchi E e A tra i due gruppi, con il picco E &gt; A a 0 settimane e il picco E quasi uguale al picco A a 24 settimane nel gruppo HFD/STZ. L'ecografia color Doppler M-mode ha mostrato che l'ampiezza delle pulsazioni IVS e LVPW era più debole nel gruppo HFD/STZ a 12 e 24 settimane. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig03large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig04.jpg"> 
Figura 4: Risultati quantitativi della struttura e della funzione cardiaca. (A) Frazioni di eiezione (EF); (B) Short Short (FS); (C) Diametro interno telediastolico del ventricolo sinistro (LVID, d); (D) Setto telediastolico interventricolare (IVS, d); (E) Parete posteriore telediastolica ventricolare sinistra (LVPW, d); (F) Rapporto E/A. A 12 settimane, il gruppo HFD/STZ ha mostrato disfunzione diastolica, che si manifesta con un aumento del rapporto LVID ed E/A e una FE normale. Entro 24 settimane, sia la funzione sistolica che quella diastolica sono diminuite, mostrando un ispessimento di LVPW e IVS, diminuzioni significative di EF e FS, ulteriori aumenti di LVID e ulteriori diminuzioni del rapporto E/A. I dati sono presentati come media ± SD. I valori P sono stati calcolati mediante t-test non appaiato. *: P &lt; 0,05, **: P &lt; 0,01, ***: P &lt; 0,001, ****: P &lt; 0,0001; ND (n = 6) contro HFD/STZ (n = 6). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig04large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig05.jpg"> 
Figura 5: I topi del gruppo HFD/STZ portano al rimodellamento cardiaco dopo 24 settimane. (A) Colorazione WGA rappresentativa dei tessuti cardiaci in ciascun gruppo. (B) Colorazione Masson rappresentativa dei tessuti cardiaci in ciascun gruppo. (C, D) Area della sezione trasversale e area fibrotica quantificata del ventricolo sinistro. Nel gruppo HFD/STZ sono state osservate un aumento significativo della fibrosi e dell'ipertrofia cardiaca rispetto al gruppo ND. I dati sono presentati come media ± SD. I valori P sono stati calcolati mediante t-test non appaiato. : P &lt; 0,001, ****: P &lt; 0,0001; ND (n=6) contro HFD/STZ (n=6). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig05large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

Modellazione e valutazione del modello di cardiomiopatia diabetica murina

The underlying pathophysiological mechanisms of diabetic cardiomyopathy (DbCM), a leading cause of mortality among patients with type 2 diabetes mellitus ...

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È descritto un protocollo per stabilire un modello di cardiomiopatia dilatativa indotta da doxorubicina (DCM) nei topi tramite iniezione intraperitoneale a lungo termine di doxorubicina.

Un modello murino indotto da doxorubicina di cardiomiopatia dilatativa in vivo

Il presente protocollo descrive l'ottenimento della relazione pressione-volume attraverso la stimolazione transesofagea, che funge da strumento prezioso nella valutazione della funzione diastolica in modelli murini di insufficienza cardiaca.

Una procedura controllata dalla stimolazione per la valutazione delle funzioni diastoliche dipendenti dalla frequenza cardiaca in modelli murini di insufficienza cardiaca

Questo protocollo presenta un approccio dettagliato alla replicazione di un modello murino di insufficienza cardiaca indotta da iperlipidemia con frazione di eiezione conservata (HFpEF). Il disegno combina la somministrazione del virus adeno-associato 9-troponina cardiaca T-recettore delle lipoproteine a bassa densità (AAV9-cTnT-LDLR) e del poloxamer-407 (P-407).

Un modello murino di insufficienza cardiaca indotta da iperlipidemia con frazione di eiezione conservata

Qui, presentiamo un protocollo per stabilire un modello murino di cardiomiopatia diabetica e un dispositivo di fissazione dell'elettroagopuntura murina per l'uso dell'elettroagopuntura nei topi, che può fissare i topi più delicatamente durante il trattamento.

Fabbricazione del dispositivo di fissazione dell'elettroagopuntura del topo per il pretrattamento dell'elettroagopuntura nel modello murino della cardiomiopatia diabetica

Un modello di topo standardizzato di emorragia subaracnoidea da Circolo endoluminale di Willis perforazione viene descritto. Nave di perforazione e emorragia subaracnoidea sono monitorati da un monitoraggio della pressione intracranica. Inoltre diversi parametri vitali vengono registrati e controllati per mantenere condizioni fisiologiche.

Un modello murino di emorragia subaracnoidea

Qui si descrive la procedura dettagliata di intestinale ischemia-riperfusione nei topi che causa ferite riproducibili senza la mortalità per favorire la standardizzazione di questa tecnica in tutto il campo. Questo modello di intestinale danno da ischemia-riperfusione può essere utilizzato per studiare i meccanismi cellulari e molecolari di lesioni e di rigenerazione.

Modello murino di ischemia-riperfusione intestinale Injury

Le cellule staminali adiposo-derivate (ASCs) sono facilmente isolate e raccolto dal grasso dei ratti normali. Fogli di ASC possono essere creati usando l'ingegneria di strato delle cellule e possono essere trapiantate in Zucker ratti grassi diabetici che esibiscono di pieno-spessore della pelle difetti con osso esposto e poi coperto con un doppio strato di pelle artificiale.

Creazione e il trapianto di un foglio di cellule staminali di derivazione adiposa (ASC) in un modello diabetico di guarigione

Questo manoscritto descrive un modello murino calvarial osteolisi da esposizione a particelle di CoCrMo, che costituisce un modello animale ideale per valutare le interazioni tra le particelle di usura e varie cellule nella mobilizzazione asettica.

Costruzione e valutazione di un modello murino Osteolysis Calvarial tramite l'esposizione a particelle di CoCrMo in allentamento asettico

Qui, presentiamo un protocollo per la produzione di cardiomiopatia tachicardia-indotta in maiali. Questo modello rappresenta un modo potente per studiare l'emodinamica dell'insufficienza cardiaca cronica progressiva e gli effetti del trattamento applicato.

Cardiomiopatia tachicardia-indotta come un modello di insufficienza cardiaca cronica in maiali

Un metodo per generare un modello di cardiomiopatia indotta da doxorubicina in adulto zebrafish (Danio rerio) è descritto qui. Vengono presentati due modi alternativi di iniezione intraperitoneale e le condizioni per ridurre le variazioni tra i diversi gruppi sperimentali sono discusse.

Un modello di cardiomiopatia indotta da doxorubicina in Zebrafish adulto

Scopri un metodo efficace per indurre la cardiomiopatia diabetica nei topi combinando dieta ad alto contenuto di grassi e iniezioni di streptozotocina. Questo protocollo fornisce un quadro affidabile per studiare i meccanismi della malattia.

Modellazione e valutazione del modello di cardiomiopatia diabetica murina

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