ラットにおける慢性栄養注入のモデル

ラットにおけるグルコースとイントラリピッドの慢性的な注入のためのプロトコルが記載されている。このモデルは、臓器機能および生理学的パラメータに対する過剰な栄養素の影響を研究するために使用することができる。

この手順の全体的な目標は、ラットの頸静脈と頸動脈をカテーテル挿入して、慢性的な栄養素過剰のモデルとしてブドウ糖と脂質を注入することです。これは、最初にカテーテルを挿入し、全身麻酔下で頸静脈と頸動脈をカテーテル挿入することによって達成されます。処置後、ラットは6日間回復します。

次に、カテーテルはケージの上部に取り付けられたテザーとスイベルを介して輸液ポンプに接続されます。最後に、ラットにグルコースと脂質溶液を注入します。最終的には、慢性的な栄養素の過剰がグルコースの恒常性に及ぼす影響を示す結果を得ることができます。

この手法が他のモデル(例えば遺伝子モデルなど)と比較した場合の主な利点は、栄養素の過剰に反応したベータ細胞機能の初期の変化を調べることができることです。他の利点は、循環中のグルコースと脂質内または脂質のレベルを特異的に調節できることです。現在、この手法を使用してベータ細胞機能の変化を調べていますが、もちろん、インスリン抵抗性などの他の生理学的パラメーターを調べるためにも使用できます。

たとえば、手順を実演するのは、私の研究室の動物衛生技術者であるグレース・ファーガソンで、開始する前に、手順の少なくとも16〜24時間前にオートクレーブですべての手術器具を滅菌します。カニューレ挿入チューブを2.6%臀部アルデヒドに入れて滅菌します。輸液条件ごとに4匹のラットを使用して、各ラットの体重を量り、鎮痛薬と抗コリン薬の投与量を計算します。.

ラットに2〜3%iso、フッ素、酸素で麻酔をかけた後、つま先で鎮静レベルを確認します。ネズミをつまんでお腹に置きます。耳の後ろの部分を肩の付け根まで剃り、次に動物を仰向けにし、首の下の部分を前足まで剃ります。

次に、手術部位をクロルヘキシジンアルコールとヨウ素で3回消毒した後、カルプロフェンとグリコピロレートを投与します。ラットを手術領域に移し、次に無菌技術で移します。50単位のヘパリン食塩水で満たされた1ミリリットルのシリンジに取り付けられたPE50カニューレを使用して、右頸静脈と左頸動脈をカニューレにします回復期間中の凝固を避けるために、鈍い23ゲージの針を通して50ユニットのヘパリン食塩水でカニューレを洗い流し、手術後に別の23ゲージピンを使用して各カニューレを閉じます。 切歯の底から約2.5ミリメートルを切り取り、カニューレが食べられないようにラットを注入ジャケットに入れます。

ISOフッ素を排出するために、1分間に1リットルの酸素を投与します。ラットが完全に目覚めるまで、加熱されたケージに入れます。手術後の1日目と2日目。

ラットの体重を量り、グリコピロレートを 1 日目に 2 回、2 日目に 1 回皮下投与し、手術後 7 日目にテキスト プロトコルに従って必要に応じて追加の治療を提供します。各ラットの体重を量って注入の流量を計算した後、頸静脈のカニューレをスプリングの内側のチューブ延長で青いスイベルに接続します。カニューレを5ユニットのヘパリン化生理食塩水で洗い流し、テザーに接続します。

次に、テザーとスイベルを使用してラットを輸液システムに接続します。次に、カニューレを5ユニットのヘパリン化生理食塩水でもう一度洗い流して、凝固を防ぎます。ラットがテザーに順応し、注入を開始する前に少なくとも24時間回転させて注入を実行します。.

まず、各ラットの頸動脈から0.15ミリリットルの血液を採取し、血糖を測定します。頸静脈カニューレを洗い流し、50ユニットのヘパリン化生理食塩水を使用して、両方のカニューレの凝固を防ぎます。血液サンプルを2%EDTAを含む0.5ミリリットルの収集チューブに移し、次に10, 000 RBMで2分間遠心分離し、血漿をマイナス20°Cで凍結します。

ここに記載されている輸液条件ごとに、2つの60ミリリットルシリンジを満たします。.Yコネクタと滅菌済みのCoex T 22チューブを使用して、溶液の各ペアを結合します。次に、シリンジをHarbor 33からシリンジポンプに置き、シリンジ1をポンプの前の位置に、シリンジ2を後ろの位置に置きます。

次に、ケージの底を交換し、ケージグリルの上部からすべての食品を取り除き、150グラムの標準的なチャウと交換します。次に、シリンジをケージグリルのスイベルに接続し、シリンジを適切に洗い流します。最後に決定された体重を使用してラインから閉じ込められた空気を除去するには、実験全体で維持したい所定のグルコースレベルに基づいて、グルコース注入速度またはGIRを1時間あたりのミリリットルに変換するExcelファイルを使用して注入流量を計算します。

メーカーの設定に従って、60シリンジの流量を管理するようにポンプを設定し、シリンジ1とシリンジ2の流量を入力します。次に、ポンプを始動します。ポンプを始動した後、スイベルやカニューレから漏れがないこと、および注入チューブがねじれていないことを確認します。

また、チューブに気泡がないことを確認します。3時間の注入後、少量の血液サンプルを採取し、携帯型グルコースモニターを使用して血糖値の描画を測定します。少量は、血液量やヘマトクリット値の変化を防ぎます。

このタイムテーブルを使用して追加の血液サンプルを採取します。測定された血糖値に基づいて、シリンジ1の速度を変更して、血糖値をデシリットルあたり220〜250ミリグラムに維持します。.シリンジ2の速度は、遊離脂肪酸を1リットルあたり1ミリモルに維持するために一定のままです。

注入の24時間後、ケージの底を交換し、ケージグリルに残っている食物の重さを量ります。UNE部分をケージに戻し、必要に応じて72時間シリンジをグリルし、補充します。ラットに炎症や不快感の兆候がないか観察し、必要に応じて適切なケアを施してください。

注入の終わりに、ラットは高血糖またはu血糖高インスリン血症クランプ研究を受けることができ、続いて安楽死または安楽死させて組織学またはアイレット分離のために膵臓を採取することができる。この図は、72時間の注入期間中の血中、グルコース、脂肪酸のレベルを示しています。ここに示されているように、設計上、グルコースレベルは注入中、デシリットルあたり約220〜250ミリグラムに維持されます。

げっ歯類は、内因性インスリン分泌を増加させることにより、グルコース注入を補う強力な能力を持っています。したがって、血糖値を比較的安定した状態に維持するためには、注入の過程でGIRを増やす必要があります。.それにもかかわらず、血糖値は注入の終わりに向かって減少する傾向があります。

さらに、チョウの体重測定に基づくと、ブドウ糖と脂質内注入された動物はカロリー栄養素を摂取しているため、食物摂取量が自発的に減少します。一度習得すると生理食塩水を注入したコントロールラットとは異なり、この技術は適切に行われれば、ラットあたり30〜40分で実行できます。したがって、この手順に続いて、通常、高血糖またはUグリセミック高インスリン貧血クランプを実行して、インスリン分泌またはインスリン感受性をそれぞれ測定します。