November 25th, 2014
私たちは、軸索とミエリンの損傷のダイナミクスをリアルタイムで同時に視覚化するために、2光子励起タイムラプス顕微鏡を利用したプロトコルを提示します。この提案されたプロトコルは、中枢性有髄軸索に影響を与える可能性のある内因性および外因性の両方の要因の研究を可能にします 損傷後の運命と永続的な臨床的障害の一因となる可能性があります。
次の実験の全体的な目標は、急性軸索変性メカニズムをリアルタイムで評価することです。これは、大腿部の 1 つの YFP 陽性神経および脊髄組織を分離し、酸素化された低カルシウムの人工脳脊髄液で組織を継続的に灌流することによって達成されます。次に、生理学的条件を維持しながら脊髄組織を2光子顕微鏡対物レンズの下に整列させ、ミエリンを親油性蛍光色素ナイルレッドで染色します。
次に、レーザー出力を調整することにより、背側柱の背側表面にマイクロサイズの病変を作成し、柱内の有髄軸索を横断します。その結果、損傷した軸索、軸索周囲、ミエリン腫脹、およびその他の細胞応答の縮小が、画像の定量的測定に基づいて示されました。したがって、既存の方法に対するこの手法の主な利点は、頸髄全体を使用するため、背柱繊維が無傷のままであることです。
したがって、これにより、白質ストリップの準備中に一般的に発生する、下にある中心有髄線維の損傷を回避できます。この手順を実演するのは、私の研究室のポスドク研究員であるスターリン・エイダ博士で、心臓内灌流に備えるためにこの技術を本当に支持しました。ex vivo脊髄の豊富な増殖のために、低カルシウム、人工脳脊髄液、または2倍濃縮のストックBNC溶液を使用してCSFを調製します。
イメージング中に、ガラス瓶にAとBの2倍のストック溶液を入れた正常なAのCSFを調製します。これらの溶液をpH 7.4に供給します。低カルシウムのA CSFは解剖部位の近くで冷やし、正常なA CSFは顕微鏡の近くで室温に保ちます。
使用前に車とガスで両方の溶液を30分泡立て、使用中は継続的に泡立てます。次に、イメージング用のオープンバス灌流チャンバーを準備します。まず、インラインヒーターの金属出力をチャンバーに接続します。
次に、イメージングチャンバーを適量の粘着性材料でスピルチャンバーに接着し、イメージングチャンバーの位置をわずかに調整する可能性があります。インラインヒーターフィードバック温度プローブを流体入口の近くに固定し、ステンレス鋼の吸引チューブをチャンバー出口の真空ラインに固定します。次に、真空ポンプと灌流ポンプをオンにします。
チャンバーがA CSFで満たされたら、ポンプを毎分1.5〜2ミリリットルにダイヤルダウンします。次に、チャンバー内のACFボリュームを真空ラインの位置で制御します。6〜10週齢のTH 1つのYFPトランスジェニックマウスを安楽死させるように調整します。
まず、反射的なつま先の挟み込み反応がないことを確認します。次に、脊髄と脳を覆う領域を剃ります。髭剃り後、露出した肌をベタジンと70%エタノールで拭きます。
次に、胸部と腹部に70%エタノールをスプレーし、動物のトランスカルディにカルボゲンバブル低カルシウムA CSFを灌流します。肝臓が青白くなり始めたら、灌流針をクリップで心臓に取り付けます。次に、動物を裏返し、70%エタノールで背側の皮膚側を拭きます。
鼻から股関節までの正中線に沿って切開を行い、頭蓋骨と椎骨の上の組織を露出させます。ピンを使用して皮膚を脇に引き寄せ、動物を鼻とホーンに固定します。次に、嗅球のレベルで頭蓋骨の背側表面をしっかりと切ってハサミで、準備を解剖顕微鏡に移します。
はさみの先端を新しく作られた切開部に挿入し、頭蓋骨の両方の端に沿って切り込み、小脳を露出させます。頭蓋骨を完全に切除しないでください。脳が露出している頭蓋骨を持ち上げ、小脳の上の頭頂間骨の左右の端を慎重に切ります。
次に、頭蓋骨と背側の脊柱面をそっと引っ張りながら、後神経根のすぐ下に切り込みを入れて、脊髄をさらに露出させます。次に、先端の細かいはさみを使用して、椎骨を慎重に両側に切ります。45度の角度では、背柱の損傷を避けることが重要です。
これらの明るい白い繊維は、注意を払わずに簡単に損傷を受け、椎骨を切断しながら切除した骨と筋肉を優しく引き戻し続けます。1〜2センチメートルを切開して、イメージングに適した頸髄組織の一部を分離します。次に、はさみを使用して、椎骨と平行に組織と骨を切断します。
また、カラムの下のティッシュをきれいにします。イメージングのためには、組織がチャンバーレベルで平らになっていることが非常に重要であるため、これらのカットをできるだけ水平にします。最後に、11番のメスを使用して、草のウル線維の終点を過ぎて上部胸部レベルで脳幹を横断します。
次に、ハサミを使用して、これらの2つのポイントで組織と骨を切断します。分離された組織には、脊柱の3分の2が含まれ、臍帯脳幹、頸部肥大、および上部胸部脊髄が含まれます。単離された脊柱をex vivoイメージングチャンバーに移し、次の1時間でパーフューズ8の温度を摂氏36度から37度まで徐々に上昇させます。
イメージング中はこの温度を維持してください。このプロトコルの重要な側面の1つは、背柱の線維を損傷することなく脊髄を分離することです。このプロトコルの 2 番目に重要な側面は、脊髄に酸素化された人工脳脊髄液が連続的に灌流されるようにすることです。
改造されたティッシュスライドホルダーを使用して、椎柱をチャンバー内に慎重に固定します。露出した脊髄や背柱に触れたり、リッカースレッドの糸で圧力をかけたりしないようにすることが重要です。次に、ミエリンを染色するために、溶液の流れを一時的に停止し、真空ラインを取り外します。
脊髄の臍帯の端近くに5〜10マイクロリットルの5ミリモルナイルレッド染料を追加します。次に、溶液をイメージングチャンバー全体に穏やかに混合し、組織を1〜2分間インキュベートします。染色したら、酸素化A CSFの流れを毎分1.5〜2ミリリットルに戻し、2枚の写真顕微鏡を使用して真空ラインを交換します。
水浸対物レンズを使用して脊髄を画像化します。対物レンズをゆっくりとACSF表面まで下げてから、AF蛍光灯の下で脊髄に焦点を合わせます。次に、上昇する草のベースラインイメージングのためにスキャンモードに切り替えます。
Oculus有髄線維。YFPとナイルレッドを励起するには、励起を950ナノメートルに設定し、DI慢性フィルターとベンドパスフィルターで蛍光発光を分離します。画像診断から1時間以内に、軸索の3%以上にステロイドがあることに気付いた場合、これは分離中に脊髄が損傷したことを意味します。
それは今、準備を捨てるのが最善です レーザーで組織を傷つけるために。まず、水平に見える組織の領域を見つけます。次に、表示領域の倍率を30.3倍に増やします。
レーザーを800ナノメートルに調整し、出力を約110ミリワットに増やします。次に、5つの視野レーザースキャンを実行します。結果は、直径 20 ミクロンの完全なアブレーションになるはずです。
標準的な画像設定で、レーザーを17ミリワット、倍率20.08倍にして、傷害を確認します。アブレーション時の軸索線維が完全に切断されていない場合は、調製物を廃棄します。.次に、Zキャプチャーでタイムラプス設定を使用して、ダイナミックな傷害反応の記録を作成します。
調製物は最大24時間画像化できます。脊髄セグメントを分離し、ベースラインT-P-L-S-Mに記載されているように配置しました。記録は、有髄草関節サクソンが平行に整列したYFP陽性軸索として示され、軸索ステロイドまたは軸索変性の他の形態学的徴候がほとんどない、鞘のディナール赤く染色されたミエリン
。矢印で強調表示されたROM VAの鼻など、細部が見られます。レーザー誘発脊髄損傷の40分後。切除された軸索の大部分は、特徴的な軸索端球を形成し、損傷部位に隣接する軸索が損傷部位から収縮し、二次変性を起こし、軸索の腫脹がより顕著になりました。
四半期ごとの収縮線維とは異なり、病変およびステロイドから遠位に位置する収縮軸索端球の大部分は、軸索内の環境変化を示唆するナイルレッドで強く標識されていました。7時間後、軸索は病変部位から離れて収縮し続けました。しかし、これは、病変の近位または萍状に位置する端球よりも、病変から遠位または吻側に位置する端球でより明白です。
最終的に、最初は温存されていた軸索は、徐々に遅延した二次変性を起こしました。このビデオを見た後、神経と脊髄を分離し、レーザー誘発性脊髄損傷を実行する方法についてよく理解しているはずです。したがって、一次軸索変性症と二次軸索変性の両方の動的な側面をリアルタイムで調べることができます。
このモデルシステムを使用して得られる情報は、損傷後の軸索とミエリンの両方の損傷に関する重要なメカニズムの理解につながる可能性があります。
View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos
この研究では、二光子励起タイムラプス顕微鏡法を用いて、軸索およびミエリンの損傷をリアルタイムで可視化するプロトコルを提示します。この方法により、損傷後の髄鞘化された軸索の運命に影響を与える内因性および外因性因子を評価することができます。
This ex vivo spinal cord injury model enables real-time visualization of axonal degeneration mechanisms, providing a controlled system to dissect primary and secondary injury pathways. By preserving dorsal column integrity and allowing precise environmental manipulation, the model supports mechanistic de-risking in neurotherapeutic target validation. The approach offers predictive value for screening compounds that modulate axonal retraction, myelin integrity, or secondary degeneration processes.
The model fits within the discovery continuum from target validation through lead identification to preclinical efficacy testing, particularly for neuroprotective and axon-sparing strategies.