A Neonatal Rodent Model of Retroorbital Vein Injection

Eridan Rocha-Ferreira; Syam Nair; Owen Herrock; Erik Axel Andersson; Carl Joakim Ek; Carina Mallard; Henrik Hagberg

doi:10.3791/65386

JoVE Journal
Neuroscience
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JoVE Journal Neuroscience

A Neonatal Rodent Model of Retroorbital Vein Injection

眼窩後静脈注射の新生児げっ歯類モデル

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04:39 min

February 23, 2024

DOI: 10.3791/65386-v

Eridan Rocha-Ferreira¹, Syam Nair¹, Owen Herrock¹, Erik Axel Andersson², Carl Joakim Ek², Carina Mallard², Henrik Hagberg¹

¹Centre of Perinatal Medicine and Health, Institute of Clinical Sciences, Department of Obstetrics and Gynecology, Sahlgrenska Academy,University of Gothenburg, ²Centre of Perinatal Medicine and Health, Institute of Neuroscience and Physiology, Sahlgrenska Academy,University of Gothenburg

Please note that some of the translations on this page are AI generated. Click here for the English version.

Overview

This protocol highlights a reproducible retro-orbital injection method for intravenous drug administration in neonatal rats and mice. The technique facilitates compound delivery into the venous circulation, which is particularly crucial for preclinical studies mimicking neonatal care unit conditions.

Key Study Components

Area of Science

Neuroscience
Pharmacology
Animal models

Background

Intravenous administration is commonly used in neonatal intensive care units.
Injections via the tail vein are difficult in neonates, making alternative routes necessary.
The retro-orbital route is simpler and can be used effectively for compound administration.
This method allows for real-time monitoring of injection success through visible dye tracking.

Purpose of Study

To optimize intravenous drug administration techniques in neonatal rodents.
To provide a reliable method for compound delivery that can be used in various preclinical settings.
To enhance reproducibility and outcomes in rodent studies related to neonatal care.

Methods Used

The retro-orbital injection method is demonstrated using trypan blue dye.
Subjects include neonatal rats and mice under anesthesia during the procedure.
New sterile syringes are utilized for each animal to prevent contamination.
Injection occurs at the medial canthus of the eye at a 40-degree angle.
Recovery protocols ensure the well-being of the animals post-injection.

Main Results

The protocol enables successful visualization of compounds in the venous system.
Effective tracer administration allows for assessment of vascular responses after injury.
These results highlight the potential for quantifying vascular leakage and injury assessment.
The method does not cause adverse effects when performed properly.

Conclusions

This study establishes the retro-orbital injection as a reliable method for drug administration in neonatal rodents.
The technique presents significant clinical relevance in translational research.
Enhanced understanding of venous drug delivery mechanisms supports future studies in neonatal pharmacology.

Frequently Asked Questions

What are the advantages of using the retro-orbital injection method?

The retro-orbital injection method simplifies intravenous administration in neonatal rodents, providing a more accessible alternative to tail vein injections, which can be challenging.

How is the retro-orbital injection performed?

The injection is performed with the animal under anesthesia, using a 29 to 31 gauge needle positioned at the medial canthus of the eye, angled appropriately to access the venous plexus.

What types of data can this method help obtain?

The method allows for real-time monitoring of compounds in the blood circulation, enabling assessments of tracer distributions and vascular responses.

Can this method be adapted for other substances?

Yes, this injection technique can be used for various compounds, including antibodies, cells, and other therapeutic agents directly into the venous circulation.

Are there any limitations to this injection method?

Care must be taken to ensure proper needle placement to avoid complications, and the procedure should only be performed by trained individuals for optimal animal welfare.

How does this study contribute to neonatal pharmacology?

The study presents a reliable method for intravenous drug administration that can improve translational research on drug effects in neonatal care settings.

このプロトコルは、新生児期を通じてラットおよびマウスで使用できる再現性のある静脈投与経路を実証することを目的としています。この手順は、主に静脈内投与を使用して新生児ケアユニットでの薬物投与を反映したい前臨床げっ歯類研究にとって重要です。

眼窩後注射は、静脈循環に化合物を投与するために使用される特殊な注入方法です。動物実験は、臨床研究への重要なステップです。動物実験の一環として、異なる経路で異なる種類の化合物を投与する必要があります。

これらの経路には、皮下、腹腔内、および静脈内が含まれます。静脈内注射は、新生児集中治療室にいる新生児で最も一般的に使用されるルートです。しかし、げっ歯類の研究、特に成体げっ歯類では、尾静脈にIV注射が日常的に行われています。

新生児では、尾静脈注射を成功裏に、そして再現性を持って行うことは非常に困難です。したがって、後軌道ルートはより簡単な代替手段として使用できます。まず、染料であるトリパンブルーを使用して、染料が静脈循環に入るのを視聴者がはっきりと確認できるようにする方法を実演します。

新生仔ラットは完全な麻酔下に置かれ、頭を横向きにして光源の上に置いて、目と外側血管系が露出して見えるようにします。針は、内側カンサスに相当する眼窩の前面に挿入されます。穏やかで滑らかで流動的な動きで溶液を注入します。

この手順をよりよく再現するには、眼窩静脈の解剖学的構造を理解することが重要です。ラットでは、眼のすぐ下にいくつかの静脈のネットワークがあり、静脈神経叢に簡単かつ直接アクセスできます。新生仔アルビノラットでは、表在性側頭静脈と顔面静脈の両方にも見えます。

この手順は、まったく同じ方法で実行できます。新生仔マウス。針は29〜31ゲージ、約0.30ミリメートルを使用してください。

正確な容量を得るには、ピペットで留めた容量から注入する溶液を採取します。動物を横臥で平らな面に置きます。全身イソフルラン麻酔を誘発します。

5%誘導、3%メンテナンス。引き抜き反射法で麻酔の深さを確認します。頭を右に向けて、右眼窩後洞に注射します。

針の斜角を眼窩の前面(中央の眼窩に相当)に約40度の角度で挿入します。この角度により、針を眼窩の後ろに向けることができます。穏やかで滑らかで滑らかな動きで注入します。

逆流を避けるために、針をゆっくりと引き抜く前に、少し待ってください。汚染を避けるために、動物ごとに新しい滅菌シリンジを使用してください。子犬を回復ボックスに置き、摂氏35〜37度前後の保護された加温装置の上に置きます。

回復を待ち、苦痛の兆候がないか確認してから、子犬をダムに戻します。この技術は、胚基質出血を起こした動物の脳の血管系にトレーサービオチン-デキストランを投与するために使用されました。対照として生理食塩水注射を受けた動物は、脳内の血管系の目に見える染色を示さなかった。

ビオチン-デキストラントレーサーの眼窩後注射に成功し、眼窩後投与後10分以内に脳血管系におけるその存在を評価することができました。次に、この技術を使用して、GMHで損傷した動物の個々の血管レベルでトレーサーの血管漏出を検出しました。この結果により、例えば、GMH脳損傷後に漏れている血管の量を定量化することにより、損傷の定量化が可能になります。

さらに、この手順は光源なしでも実行できるため、新生仔ラットおよびマウスの静脈循環に直接化合物を投与できる、シンプルで簡単で再現性の高い技術です。正しく実行すれば、この手順は悪影響を及ぼさないはずです。この投与経路により、抗体、細胞、およびその他の化合物を新生児動物の静脈循環に直接注射することができます。

この経路は、腹腔内注射や皮下注射などの他の経路と比較して、臨床的関連性が高くなります。.