마우스의 심방 세동 감수성을 평가하기위한 경식도 심방 페이싱의 최적화

심방 세동 (AF)은 여러 후천적 및 유전 적 위험 요소에 대한 최종 공통 경로를 나타냅니다. AF 기질의 병태생리학적 메커니즘을 조사하는 연구의 경우, 마우스 모델은 유전자 조작의 용이성과 일반적으로 상이한 임상 표현형 ^1,2,3에 대해 인간에서 관찰된 AF 감수성을 재현한다는 사실을 고려할 때 유리하다. 그러나 마우스는 자발적인 AF⁴를 거의 개발하지 않으므로 도발적인 심방 페이싱 연구를 사용해야합니다.

프로그램 된 전기 자극 (PES)은 심장 내⁵ 또는 경식도⁶ 페이싱을 사용하여 쥐 심방 전기 생리학 및 AF 감수성을 평가하기 위해 수행 될 수 있습니다. 경식도 접근법은 생존 절차로서 특히 유리하지만, 그 사용은 수많은 발표 된 실험 프로토콜 ^7,8 및 재현성을 방해 할 수있는 가변성 원인⁹에 의해 복잡합니다. 또한 보고된 프로토콜 비교가 제한적으로 인해 적절한 페이싱 프로토콜을 선택하는 것이 어렵습니다.

현재 프로토콜은 재현성을 높이기 위해 쥐 AF 감수성을 평가하기 위한 모델별 경식도 PES 방법을 개발하기 위한 체계적인 전략을 활용하는 것을 목표로 합니다. 중요하게도, 초기 파일럿 연구는 연령, 성별 및 페이싱 모드 변동성을 고려하여 페이싱 프로토콜을 최적화하기 위해 수행되며^{, 페이싱}은 결과를 혼란스럽게 할 수 있는 부주의한 부교감 신경 자극을 최소화하도록 설계되었습니다9.

이 절차는 Vanderbilt 기관 동물 관리 및 사용위원회의 승인을 받았으며 실험실 동물의 관리 및 사용 가이드와 일치합니다. 상기 프로토콜은 AF 감수성의 유전자⁹ 및 획득된¹⁰ (예를 들어, 고혈압) 마우스 모델 둘 다를 사용하여 개발되었다. 작업자는 연구중인 마우스의 표현형에 대해 눈이 멀었다.

1. 동물 선택

1. 유전 모델의 경우, 마우스를 격주(즉, 격주로) 하기 설명된 바와 같이 심방 페이싱(단계 6 참조)하여 AF 감수성의 최적 기간을 결정한다.
   1. 생후 8주부터 격주로 페이싱을 시작합니다. 야생형 쓰레기를 대조군으로 사용하여 변동성을 줄입니다. AF 표현형이 발달하지 않을 수 있으므로 남녀 모두를 연구하십시오⁹.
2. 획득한 모델의 경우, 마우스가 신체적 성숙(~12주령)에 도달한 후 페이싱을 수행합니다¹⁰. 위에서 언급했듯이 남녀 모두를 연구하십시오.
3. 이러한 예비 연구 중에 버스트 페이싱⁸ (고정 페이싱 사이클 길이[CL] 사용)과 감소 페이싱⁷ (점진적으로 더 짧은 페이싱 CL 사용)을 모두 수행하여 최적의 페이싱 모드를 결정합니다. 각 절차를 최소 24 시간 간격으로 분리하십시오.
   참고: 점점 더 많은 수의 마우스가 연구됨에 따라 축적된 데이터를 검토하여 AF에 민감한 마우스에서 AF를 촉진하지만 대조군은 아닌 최적의 연령, 성별 및 페이싱 모드를 결정합니다.
   1. 일부 모델은 모든 정의가 아닌 하나에 대해 AF 표현형을 표시할 수 있으므로 AF 감수성의^{여러 정의(}예: AF 에피소드 수8, 총 AF 지속 시간⁹, AF 발생률4 및 지속 AF^발생률, 일반적으로 10초 11 또는 15초 12, 심지어 최대 5분^13,14)를 사용하여 데이터를 분석합니다.
      참고: AF 에피소드와 AF 감수성의 정의는 발표된 연구 ^4,7마다 다릅니다. AF 에피소드⁸은 일반적으로 최소 1초 동안 불규칙하게 불규칙한 심실 반응이 발생하는 빠른 심방 활동으로 정의됩니다(그림 1). AF 외에도 심방 페이싱은 규칙적이거나 불규칙한 심실 반응으로 심방 조동을 유발할 수 있습니다.
4. 추가 마우스에 대한 후속 연구를 위해 최적화된 모델별 파라미터와 AF 감수성 정의를 사용합니다.

2. 동물 준비

1. 100% 산소의 1L/min에 3% 이소플루란( 재료 표 참조)을 사용하여 유도 챔버에서 마우스를 마취합니다.
   알림: 이소플루란은 유해합니다. 피부나 눈을 자극할 수 있으며 다른 중추신경계 독성 중에서도 현기증, 피로, 두통을 유발할 수 있습니다. 적절한 청소 방법(예: 활성탄 캐니스터)을 사용하여 환기가 잘 되는 곳에서 사용하십시오.
2. 페달 반사가 사라진 후 뒷다리를 패드 표면에 테이프로 붙인 상태에서 체온을 약 37°C로 유지하도록 설계된 가열 패드의 앙와위 위치에 마우스를 놓습니다.
3. 건조를 방지하기 위해 눈에 윤활 눈 연고를 바르십시오.
4. 마취 마스크를 마우스의 코 위에 단단히 놓습니다. 100% 산소 1L/min에 1% 이소플루란을 사용하여 마취 유지를 시작합니다. 쥐가 의무적 인 코 호흡자이므로 콧 구멍이 막히지 않도록하십시오.
5. 생체 증폭기 및 데이터 수집 하드웨어에 연결된 27 G ECG 바늘 전극( 재료 표 참조)을 앞다리 내로 피하 배치하여 표면 심전도(ECG, 리드 I)를 얻습니다. 바늘 전극을 왼쪽 뒷다리에 배치하여 신호를 접지하십시오.

3. 카테터 배치

1. 마우스에서 이소 플루 란 마스크를 간단히 제거하십시오.
2. 자극기와 자극 아이솔레이터( 재료 표 참조)에 연결된 2F 팔극 전극 카테터(전극 폭 및 간격 = 0.5mm)를 식도에 삽입합니다(그림 2).
   1. 입에서 (목을 확장 한 상태에서) xiphoid 연골 바로 위까지의 거리와 비슷한 깊이로 삽입하십시오.
3. 이소플루란 마스크를 마우스의 콧구멍 위로 재배치합니다.
4. 분석 소프트웨어를 사용하여 ECG 리드 I의 지속적인 기록으로 데이터 수집을 시작합니다( 재료 표 참조).
5. 자극 아이솔레이터 모드를 양극성으로 조정합니다. 자극하는 동안 가장 말단 전극 쌍을 사용하십시오.
6. 포획이 가능하도록 식도 내에 카테터를 적절하게 배치합니다. 이렇게 하려면 부비동 CL보다 약간 짧은 CL에서 펄스 폭이 2ms인 1.5mA 자극을 적용합니다(예: 부비동 CL이 120ms인 경우 100ms의 CL 사용). 일관된 심방 포획이 얻어 질 때까지 카테터를 조심스럽게 배치하십시오.

4. 임계 값 결정

1. 심방 이완기 포획 임계 값 (TH)을 결정하려면 심방 포획에 사용되는 CL에서 펄스 폭이 2ms인 1.5mA에서 페이싱을 시작합니다. 심방 포획이 손실 될 때까지 자극 진폭을 0.05mA 씩 줄이고 포획 될 때까지 증가시킵니다.
   참고: 일관된 심방 포획이 얻어지는 가장 낮은 진폭은 심방 TH입니다. 인공물 AF 유도⁹로 페이싱하는 동안 과도한 AV 블록에 의해 반사되는 높은 자극 진폭에서의 부교감 신경 자극에 대한 우려로 인해 최대 허용 TH는 0.75mA입니다. 필요한 경우 TH ≤0.75 mA를 달성하기 위해 카테터를 재배치하십시오.
2. 자극 진폭을 두 배 TH로 조정합니다.

5. 전기 생리 학적 특성의 결정

1. AF 유도¹⁵를 위한 빠른 심방 페이싱 전에 부비동 결절 회복 시간(SNRT), 웬케바흐 주기 길이(WCL) 및 방실 유효 불응 기간(AVERP)을 포함한 전기생리학적 매개변수를 측정합니다.

6. 심방 부정맥 감수성

1. 다른 CL에서의 버스트 페이싱 또는 초기 연구에서 결정된 감소 페이싱을 사용하여 2ms의 펄스 폭으로 두 번 TH에서 페이싱을 수행합니다 (단계 1.1.-1.4).
2. 버스트 페이싱의 경우 15초 동안 50ms의 초기 CL에서 페이스를 유지하고 후속 열차는 40ms, 30ms, 25ms, 20ms 및 15ms ^8,10의 CL에서 발생합니다. 진행하기 전에 회복할 수 있도록 각 페이싱 열차 후 30초 동안 페이싱을 일시 중지합니다. 페이싱 트레인 후에 AF가 발생하면 종료 후 30초 동안 기다렸다가 후속 페이싱을 진행하십시오.
3. 감소 페이싱의 경우 40ms의 CL에서 페이스를 유지하고 20ms에서 종료될 때까지 2초마다 CL을^2ms씩 줄입니다7. 트리플리케이트¹⁶ 또는 퀸투플리케이트¹⁷에서 페이싱 트레인을 수행하고 각 트레인 후 회복을 위해 30초 동안 일시 중지합니다. 위와 같이 AF가 발생하면 종료 후 30초 동안 기다렸다가 계속 진행하십시오.
   참고: 예비 실험(즉, 1.1.-1.5단계) 중에 프로토콜 매개변수를 최적화할 때 5개의 트레인으로 감소 페이싱을 수행합니다. 사후 분석을 수행하여 3개 또는 5개의 열차가 가장 큰 감도를 제공하는지 확인합니다.
4. 마지막 페이싱 열차 이후 30초의 부비동 리듬 또는 AF의 10분 에피소드 후 중 먼저 도래하는 시점에 절차를 종료합니다.

7. 사후 절차

1. 데이터 수집을 중지합니다.
2. 카테터와 ECG 전극을 부드럽게 제거하십시오.
3. 마취를 중단하십시오.
4. 마취된 마우스를 케이지에 넣고 회복을 위해 10분 동안 관찰합니다.
5. 데이터 파일을 저장합니다. 연속 테스트의 경우 페이싱 절차를 반복하기 전에 최소 24시간 동안 기다리십시오.

경식도 심방 페이싱 연구는 SNRT 및 AVERP와 AF 감수성6 을 결정하여 SA 및 AV 노드의 전기생리학적 특성을 평가합니다(그림 1). ECG 기록을 통해 P 파 지속 시간, PR 간격, QRS 지속 시간 및 QT / QTc 간격을 측정 할 수 있습니다. 빠른 심방 페이싱 동안 ECG를 지속적으로 기록하면 연구 중에 유도 된 에피소드 수, 에피소드의 누적 및 평균 지속 시간, 지속 된 AF 에피소드 수와 같은 AF 취약성 측정을 제공 할 수 있습니다. 페이싱 중 과도한 AV 차단의 에피소드는 페이싱으로 인한 부교감 신경 자극 기간을 나타낼 수 있으며(그림 3), 이는 연관된 AF가모델 자체의 병태생리학이 아니라 이 현상의 인공물임을 나타냅니다9.

그림 1: 심방 페이싱의 대표적인 결과. 빠른 심방 페이싱 후 (A) 부비동 리듬 및 (B) 심방 세동을 묘사하는 표면 ECG 기록. 페이싱 속도가 Wenckebach CL을 초과하여 페이싱 중에 1:1 AV 노드 전도가 손실됩니다. 기준 아티팩트는 마우스 호흡과 관련이 있습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

그림 2: 경식도 카테터의 시각적 표현과 신경절 신경총에 대한 근접성. (A) 2-F 팔극 카테터를 묘사한 사진. (B) 카테터가 후방 좌심방 신경절 신경총에 근접한 것을 묘사합니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

그림 3: 빠른 심방 페이싱 중 과도한 AV 차단의 대표적인 결과. 심방 페이싱 중, 특히 더 높은 자극 강도와 짧은 CL로 페이싱하는 동안 발생할 수 있는 과도한 AV 블록이 있거나(B) 없는 (B) 심방 진행 리듬을 보여주는 표면 ECG 기록. 빨간색 화살표는 QRS 복합체를 나타냅니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

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