Name: 신장암 진행을 모델링하기 위한 건강한 신장과 종양 상피의 미세유체 공동 배양 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-01-31T13:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 29 s
Description: 배우세요 미세유체 칩을 활용한 신장암 모델링 방법으로 건강한 세포와 암세포 간 상호작용을 분석합니다. 이 기술은 유전자 발현 변화와 염증 반응 연구에 활용됩니다.

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참고: 이 프로토콜은 3D 콜라겐-아가로스 겔 준비, 세포 주입, 샘플 관류 및 추가 분석을 위해 추출하기 위한 포괄적인 단계를 간략하게 설명합니다. 특정 실험 요구 사항에 따라 배양 시간과 조건을 조정합니다.
1. 콜라겐 및 아가로스 젤 매트릭스의 준비
<ol>
	<li>3D 프린팅 참고: 겔 매트릭스에 적합한 모양을 만들기 위해 겔을 생리학적으로 관련된 오가노이드 형태로 형성하는 고유한 챔버 디자인을 개발했습니다( 보충 파일 1 참조).<ol>
		<li>컴퓨터 지원 설계 소프트웨어를 사용하여 챔버를 설계합니다. 챔버는 4개의 병렬 구획으로 구성됩니다: 2개의 셀 구획, 1개의 매트릭스 구획 및 연결 운하(그림 1 및 그림 2).</li>
		<li>3D 프린팅으로 챔버를 구축하십시오. 가열 노즐은 바이오 플라스틱 필라멘트를 녹이고 층별로 증착됩니다. 이 프로토콜을 따르려면 무독성 바이오 플라스틱 필라멘트인 폴리프로필렌(PP)과 XYZ 좌표계의 이름을 딴 데카르트형 3D 프린터를 사용합니다.</li>
		<li>세포 구획에 역 원뿔 모양의 기능을 추가하여 세포를 이관으로 유도합니다.</li>
		<li>매트릭스 구획에 둥근 모양을 부여하면 콜라겐 젤을 형성하는 데 중요합니다.</li>
		<li>세포와 매트릭스 격실을 운하(직경 0.04mm, 그림 3B)로 연결하여 세포가 세포 격실에서 매트릭스 격실로 흘러 튜브 표면에 부착되도록 합니다.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>RPTEC-TERT1 세포 배양을 위한 콜라겐 매트릭스 준비 참고: 이 절차는 콜라겐 매트릭스가 올바르게 준비되고 챔버에 로드되어 RPTEC/TERT1 세포의 후속 주입 및 배양 및 3D 세포 구조의 성장에 적합한 환경을 조성하도록 합니다. 오염을 방지하기 위해 모든 단계가 멸균 상태에서 수행되는지 확인하십시오.<ol>
		<li>철저한 혼합을 보장하기 위해 와류를 사용하여 50μL의 Genipin(30mM)과 50μL의 NaOH(1M)를 혼합하여 가교 용액을 준비합니다.</li>
		<li>조기된 Genipin 및 NaOH 용액에 1,000μL의 콜라겐 I형을 첨가하고 혼합물을 얼음에 보관하여 조기 겔화를 방지합니다. 균질한 혼합물을 얻기 위해 와류를 사용하여 용액을 다시 혼합합니다. 알림: 조기 겔화를 방지하기 위해 혼합 용액을 얼음에 계속 보관하십시오.</li>
		<li>1,000 μL 피펫 팁을 사용하여 준비된 전체 용액을 수집하고 150-200 μL의 용액을 3D 프린팅 챔버의 매트릭스 격실에 추가합니다.</li>
		<li>CO2 인큐베이터의 챔버를 37 oC에서 60-90 분 동안 유지하여 매트릭스가 중합되도록합니다. 매트릭스 상단에 150μL의 배양 배지를 추가하고 인큐베이터에서 밤새 그대로 둡니다.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>콜라겐-아가로스 매트릭스의 준비 및 Caki-1 세포의 포매 참고: RPTEC/TERT1 및 Caki-1 세포는 모두 ITS(인슐린 10μg/mL, 트랜스페린 5.5μg/mL, 셀렌산나트륨 5ng/mL)가 보충된 DMEM F-12 고포도당 배지, 표피 성장 인자(EGF) 10ng/mL, 하이드로코르티손 36ng/mL, 페니실린 100U/mL, 스트렙토마이신 100μg/mL(5% v/v) 및 10%(v/v) 태아 송아지 혈청(FCS).<ol>
		<li>아가로스 분말을 멸균수 또는 DPBS에 용해시켜 최종 농도 2%를 달성합니다. 완전한 용해를 보장하기 위해 85 oC로 설정된 가열 블록에 아가로스 용액을 놓습니다. 알림: 아가로스 용액은 온도에 민감하기 때문에 조심스럽게 다루십시오.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Caki-1 세포 임베딩<ol>
		<li>1x 트립신-EDTA를 첨가하고 세포가 분리될 때까지 37°C에서 배양하여 배양 플라스크에서 Caki-1 세포를 분리합니다. 1x 트립신을 동일한 부피의 배양 배지를 첨가하여 중화합니다.</li>
		<li>세포 현탁액을 수집하고 세포 계수를 거쳐 2,500 × g 에서 5분 동안 원심분리합니다. 상등액을 버리고 세포 펠릿을 신선한 배양 배지에 1 ×10 3 cells/mL(Caki-1)의 최종 농도로 재현탁합니다. 알림: 챔버에 로드하기 전에 세포 현탁액이 완전히 혼합되고 덩어리가 없는지 확인하십시오.</li>
		<li>25μL의 세포 현탁액을 1.5mL 마이크로 원심분리 튜브에 추가합니다. 알림: 주사기 또는 피펫이 멸균되어 있고 세포 취급에 적합한지 확인하십시오.</li>
		<li>75μL의 콜라겐 유형 I을 세포 현탁액 및 와류가 있는 튜브에 추가합니다. 알림: 조기 겔화를 방지하기 위해 혼합물을 얼음에 계속 보관하십시오.</li>
		<li>100μL의 용융된 아가로스 젤 2%를 추가하고 겔이 균질해질 때까지 와류에서 조심스럽게 혼합합니다. 참고: 겔 내의 세포가 균일하게 분포되도록 하십시오. 주입 중 기포가 유입되면 세포 분포와 겔 무결성을 방해할 수 있으므로 피하십시오!</li>
		<li>1시간 후 매트릭스 상단에 150μL의 세포 배지를 추가하고 주걱을 사용하여 챔버에서 제거합니다. 1,000μL의 배양 배지가 있는 24웰 플레이트에 세포가 있는 3D 매트릭스를 놓고 37°C, 5% CO2에서 배양합니다.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67456/67456fig01.jpg"> 
그림 1: 신장 세뇨관 재건을 위한 3D 프린팅 챔버 설계. (A,B) 신장 세뇨관 재건을 위해 가교 연결된 콜라겐 매트릭스를 수용하도록 설계된 3D 프린팅 챔버의 표현. 각 챔버는 동일한 양의 젤을 생산하는 데 사용되는 4개의 개별 구획으로 구성됩니다. 필라멘트를 위한 1-삽입 지점, 누출을 방지하기 위해 한천으로만 채워지는 2-사전 챔버, 3-콜라겐 챔버, 4-셀 챔버. (C) 가교 콜라겐 겔 및 내장된 신세뇨관의 치수. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67456/67456fig01large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67456/67456fig02v2.jpg"> 
그림 2: 콜라겐 및 한천-콜라겐 겔의 준비. (A) 필라멘트가 삽입된 3D 프린팅 챔버. (B) 가교결합된 콜라겐 용액을 챔버의 웰에 분배 (C) 콜라겐 용액으로 채워진 챔버를 인큐베이터에 배치하여 매트릭스 중합을 촉진합니다 (D) 콜라겐 매트릭스에 주입하기 전에 RPTEC-TERT1 세포를 수집합니다 (E) 챔버의 세포 구획에 세포 현탁액을 추가합니다 (F) 겸자의 도움으로 필라멘트를 제거하여 세포가 매트릭스 내부의 속이 빈 관 구조를 채울 수 있도록 ( G) 1.5mL 튜브 (H )에 콜라겐과 혼합된 RCC 세포의 현탁액 2% 한천 용액을 세포에 첨가하여 RCC 겔을 생성합니다. (I) 매트릭스 겔화를 촉진하기 위해 겔을 인큐베이터에 배치하고 (J,K,L) 주걱의 도움으로 3D 프린팅된 챔버에서 신세뇨관이 있는 중합된 콜라겐 겔을 제거하고 추가 처리 전에 24웰 플레이트에 배치( M,N,O) 주걱의 도움으로 RCC 세포와 함께 중합된 콜라겐-한천 겔을 제거하고, 추가 처리 전에 24웰 플레이트에 넣습니다 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67456/67456fig02large.jpg" target="_blank">.이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67456/67456fig03.jpg"> 
그림 3: 미세유체 배양 시스템의 조립. (A,B) 전용 도구를 사용하여 Humimic chip2의 배양 구획 열기 (C) 칩을 세척하는 데 사용된 배양 배지를 제거한 후 400μL의 신선한 배양 배지를 추가합니다. (디,이) 각각의 24개 웰 플레이트에서 신장 및 RCC 겔을 제거한 후, 주걱을 사용하여 겔을 처리하는 주걱을 사용하여 Humimic 칩의 단일 관류 회로의 배양 구획에 각 겔을 배치합니다. (여,지) 칩에 겔을 배치한 후 배양 챔버가 밀봉되고 칩은 특수 튜브로 연결된 각 미세유체 회로에 있는 3개의 마이크로 펌프를 통해 관류 장치에 연결됩니다. (H) 칩은 배양 기간 동안 인큐베이터에 배치됩니다 (I) 제어 장치에 설정된 관류 매개 변수. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67456/67456fig03large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
2. RPTEC/TERT1 세포 주입
<ol>
	<li>RPTEC/TERT1 세포 주입<ol>
		<li>1x 트립신-EDTA를 첨가하고 세포가 분리될 때까지 37°C에서 배양하여 배양 플라스크에서 RPTEC/TERT1 세포를 분리합니다.</li>
		<li>보충제와 함께 동일한 부피의 배양 배지를 첨가하여 1x 트립신을 중화합니다. 세포 현탁액과 원심분리기를 2,500 ×g에서 5 분 동안 수집합니다 .</li>
		<li>상등액을 버리고 세포 펠릿을 신선한 배양 배지에 1 × 106 cells/mL(RPTEC/TERT1)의 최종 농도로 재현탁합니다. 챔버에 로드하기 전에 세포 현탁액이 완전히 혼합되고 덩어리가 없는지 확인하십시오.</li>
		<li>준비된 세포 현탁액 10μL를 10μL 팁이 있는 마이크로 피펫에 로드합니다. 피펫이 멸균되어 세포 취급에 적합한지 확인하십시오. 챔버 내의 세포 구획을 통해 응고된 콜라겐(단계 1.2.4)에 세포 현탁액을 조심스럽게 주입합니다.</li>
		<li>겸자를 사용하여 필라멘트를 부드럽게 제거하여 세포가 매트릭스 내의 속이 빈 관 구조를 채울 수 있도록 합니다. 참고: 겔 내의 세포가 균일하게 분포되도록 하십시오. 주입 중 기포가 유입되면 세포 분포와 겔 무결성을 방해할 수 있으므로 피하십시오.</li>
		<li>챔버를 37°C, 5% CO2 인큐베이터에 놓습니다. 60분 후 건조를 방지하기 위해 매트릭스 상단에 150μL의 세포 배지를 추가합니다. 세포가 겔 매트릭스에 적응하고 통합될 수 있도록 24시간 동안 배양합니다.</li>
		<li>다음 날에는 주걱을 사용하여 챔버에서 매트릭스를 제거합니다. 1,000μL의 배양 배지가 있는 24웰 플레이트에 세포가 있는 3D 매트릭스를 놓고 5%CO2로 37°C에서 배양합니다. 참고: 재건된 신세뇨관과 내장된 RCC 스페로이드로 준비된 겔은 공동 배양을 위해 미세유체 시스템에 추가됩니다.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 3D 세포 시료의 관류
<ol>
	<li>Multi-organ chip system에서의 3D 세포 관류<ol>
		<li>3D 셀이 있는 칩을 튜브가 있는 관류 시스템에 연결합니다.</li>
		<li>시스템 설정: 주파수: 0.25Hz, 진공: -220mbar, 압력: 800mbar, 칩 2를 시스템에 연결합니다(그림 3).</li>
		<li>37°C의 인큐베이터에서 5% CO2로 5일 동안 동적 3D 세포 배양을 배양합니다.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. 3D 세포 시료 사후 관류 채취
<ol>
	<li>사후 관류 수집 및 분석<ol>
		<li>관류 시스템에서 젤을 제거하고 PBS로 헹굽니다.</li>
		<li>샘플을 실온에서 2-3시간 동안 2% 파라포름알데히드에 샘플을 넣어 겔을 고정합니다. 고정 시료는 4ºC에서 보관하십시오.</li>
		<li>염료(예: Hoechst33342, phalloidin, ZO1, tubulin)로 겔을 염색합니다.</li>
		<li>Multi-organ chip system을 이용한 5일간의 관류 후, 3D 세포 배양에 대해 다양한 분석 및 방법을 수행하고 배지를 수집하여 세포 생존율, 형태, 유전자 발현 수준 및 기능 조정을 평가했습니다. 콜라겐 겔 기질의 RPTEC/TERT1 세포와 콜라겐-아가로스 기질의 Caki-1 세포는 높은 생존력을 유지합니다. 살아있는/죽은 염색과 같은 생존도 분석을 사용하여 이를 확인합니다.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>미세생리학적 시스템을 이용한 신장암과 건강한 조직 공동 배양

<ol><li>Ainslie, G. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microphysiological+lung+models+to+evaluate+the+safety+of+new+pharmaceutical+modalities%3A+A+biopharmaceutical+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Microphysiological lung models to evaluate the safety of new pharmaceutical modalities: A biopharmaceutical perspective.</a> Lab Chip. 19 (19), 3152-3161 (2019).</li>
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</ol>

이 연구에서 설명한 프로토콜은 미세유체 시스템에서 특정 콜라겐 및 콜라겐-아가로스 겔 매트릭스 내에서 신장 근위 세뇨관 상피 세포(RPTEC/TERT1) 및 신장 세포 암종(Caki-1) 세포의 두 가지 고유한 세포 유형의 통합을 활용하는 복잡한 신장암 모델의 개발을 나타냅니다. 콜라겐 젤의 준비는 이 모델의 성공에 매우 중요합니다. 콜라겐과 아가로스의 정확한 농도는 관류 과정 전반에 걸쳐 매트릭스의 구조적 무결성을 유지하는 데 필요합니다. 매트릭스는 최대 2주 동안 지속될 수 있는 배양에서 미세유체 시스템 내의 주기적 관류 조건에 의해 가해지는 압력 하에서 유연하고 일관성 있게 유지되어야 합니다. 매트릭스의 불일치는 구조적 손상으로 이어질 수 있으며, 그 결과 신세뇨관이 분해될 수 있습니다. 그러므로, 젤 내의 균질성을 달성하는 것은 또 다른 중요한 단계입니다(그림 6). 이는 균일한 분포를 달성하기 위해 혼합물의 철저한 와류에 의해 보장될 수 있습니다.
<p cla...

<table><tbody><tr><td>1.5-2.0 mL&nbsp; 튜브&nbsp;</td><td>Eppendorf</td><td>003012/10237-20205</td><td></td></tr><tr><td>24웰 플레이트&nbsp;</td><td>Sarstedt</td><td>83.3922.500</td><td></td></tr><tr><td>3D 프린터&nbsp;</td><td>프루사</td><td></td><td></td></tr><tr><td>아가로스&nbsp;</td><td>Carl Roth</td><td>3810.3</td><td></td></tr><tr><td>AutoDesk Tinker CAD 소프트웨어</td><td></td><td></td><td>컴퓨터 지원 설계 소프트웨어</td></tr><tr><td>Caki-1 cells&nbsp;</td><td>ATCC</td><td>HTB-46</td><td></td></tr><tr><td>Caspase 활성</td><td>Promega</td><td>G8090</td><td>Caspase 3/7 분석</td></tr><tr><td>세포 생존</td>력 <td>Promega</td><td>G7570</td><td>Cell Titer Glo 분석</td></tr><tr><td>콜라겐 유형 I &ndash; 쥐 꼬리, 3.0 mg/mL</td><td>Corning</td><td>354236</td><td></td></tr><tr><td>DMEM/12F Medium&nbsp;</td><td>PAN Biotech</td><td>PO4-41650</td><td></td></tr><tr><td>DPBS 솔루션&nbsp;</td><td>PAN Biotech</td><td>P04-53500</td><td></td></tr><tr><td>표피 성장 인자</td><td>Merck&nbsp;</td><td>E4127</td><td></td></tr><tr><td>태아 송아지 혈청</td><td>PAN Biotech</td><td>P30-3033</td><td></td></tr><tr><td>Genipin (30 mM)&nbsp;</td><td>머크&nbsp;</td><td>G4796</td><td></td></tr><tr><td>HUMIMIC 칩 2&nbsp;</td><td>TissUse</td><td></td><td>다중 기관 칩</td></tr><tr><td>HUMIMIC 제어 장치&nbsp;</td><td>TissUse</td><td></td><td>다중 기관 칩 제어 장치&nbsp;</td></tr><tr><td>하이드로코르티손&nbsp;</td><td>머크&nbsp;</td><td>H6909</td><td></td></tr><tr><td>인큐베이터 (37 &deg; C, 5% CO2)&nbsp;</td><td>nd</td><td></td><td></td></tr><tr><td>인슐린, 셀렌산나트륨, 트랜스페린 (IST)</td><td>Merck&nbsp;</td><td>I1884</td><td></td></tr><tr><td>LDH 릴리스</td><td>Promega</td><td>J2380</td><td></td></tr><tr><td>메탈 스패튤라&nbsp;</td><td>nd</td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaOH (1M)&nbsp;</td><td>Carl Roth</td><td>P031.2</td><td></td></tr><tr><td>페트리 접시</td><td>Sarstedt</td><td>82.1135.500</td><td></td></tr><tr><td>폴리프로필렌 (PP) 필라멘트&nbsp;</td><td>Verbatin</td><td>55952</td><td></td></tr><tr><td>RNA-easy 추출 키트</td><td>Qiagen</td><td>74104</td><td></td></tr><tr><td>RPTEC/TERT 세포&nbsp;</td><td>ATCC</td><td>CRL - 4031</td><td></td></tr><tr><td>TNF-알파 ELISA</td><td>R& D 시스템</td><td>DY210-05</td><td></td></tr><tr><td>트리요오드티로닌 (T3)</td> <td>Merck&nbsp;</td><td></td><td></td>709611</tr><tr><td>트립신-EDTA</td><td>PAN 생명공학</td><td>P10-021100</td><td></td></tr></tbody></table>

신장암 진행을 모델링하기 위한 건강한 신장과 종양 상피의 미세유체 공동 배양

Microfluidic Co-culture of Renal Healthy and Tumor Epithelium to Model Kidney Cancer Progression

HUMIMIC 시스템은 대사 폐기물을 제거하면서 지속적인 영양분 및 산소 공급이 가능한 역동적인 환경을 제공하여 장기간 세포의 생존력과 기능을 유지합니다. 이러한 시스템은 특정 조직의 미세환경을 복제하는 복잡한 장기 칩 모델을 만드는 데 특히 유용합니다. 장기 칩 응용 분야를 위해 특별히 설계되었으며 조직 및 기관의 생리학적 조건을 시뮬레이션하는 데 중요한 요소인 유체 흐름 및 전단 응력을 정밀하게 제어할 수 있습니다.
본 연구에서는 HUMIMIC 관류 시스템을 활용하여 신장 근위세뇨관 상피세포(RPTEC/TERT1)와 신암세포(Caki-1)를 3차원(3D) 환경에서 배양하였다. HUMIMIC 칩은 3D 세포 배양을 배치하기 위한 두 개의 구획을 포함하는 두 개의 회로로 구성됩니다. 이러한 구획은 관류 장치에 의해 생성된 압력 하에서 매체, 영양소 및 산소의 관류를 허용하는 채널로 연결됩니다. 관류 장치는 압력을 0.25Hz로 설정하여 수동으로 제어됩니다. 37°C의 CO<sub...

Microphysiological systems (MPS) have enabled the introduction of more complex and relevant physiological elements into in vitro models, recreating ...

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Research

연구

JoVE Journal

Cancer Research

암 연구

이 프로토콜은 혈관 구조를 통한 세제의 사전 관류에 의한 Sprague Dawley 쥐 신장의 탈세포화를 설명하며, 인간 신장 상피 세포로 재증식하기 위한 템플릿 역할을 하는 무세포 신세포 외 기질을 생성합니다. 성장을 모니터링하기 위한 재세포화 및 레사주린 관류 분석법의 사용은 특별히 설계된 관류 생물반응기 내에서 수행됩니다.

상피 세포 다시 채우기 및 신장 조직 개발을위한 설치류 세포 외 기질 비계의 준비

면역 적격 마우스에서 신 세포 암의 동소 모델의 구현은 연구자에게 동일한 동물의 신장 차 종양 및 폐 전이의 존재에 의해 정의 된 임상 관련 시스템을 제공한다. 이 시스템은 전임상 생체 내에서 다양한 트리트먼트를 테스트하는 데 사용할 수 있습니다.

전임상 치료의 양적 및 종 방향 평가를위한 동계 마우스 모델 전이성의 신장 세포 암

신장 구조 조직 설계 기관 부족 및 투 석의 해로운 효과 위한 솔루션을 제공합니다. 여기, 우리는 마이크로 프로토콜 설명 cortico 골 수 세그먼트의 격리 murine 신장 해 부. 이 세그먼트는 신장 organoids를 형성 세포 비 계 없는 구문으로 이식.

서 주 신장 조직 세그먼트와 소설 비 계 없는 건설 기술 관

이 프로토콜에는 분리 하 고 마우스 기본 신장 관 세포 이후에 하위 신장 생물학 기능 비보 전, 미토 콘 드리 아 생체를 포함 하 여 평가 양식 수 있는 특성화 하는 비용 효율적인 접근 방식을 제공 합니다.

마우스 기본 신장 관 상피 세포의 고립, 특성, 및 높은 처리량 세포 외 유출 분석

이 작품은 장기 발달을 연구하기위한 두 가지 방법, 배양 배아 장기 및 오르가노이드의 혈관 을 허용하는 조류 배아에서 융모난성 막 (CAM)에 개선 된 이종이식 설정및 새로운 고정 z 방향을 설명합니다. 고해상도 시간 경과 공초점 이미징을 허용하는 수정 된 실험 조건을 가진 장기 배양 방법.

혈관 을 위한 신장 오르가노이드 및 Organotypic 문화의 최적화, 확장된 발달 및 향상한 현미경 검사법 화상 진찰

면역 요법 및 단일 세포 게놈 프로파일링 시대에 암 생물학은 적절한 시공간 맥락에서 종양-면역 인터페이스를 조사하기 위한 새로운 시험관 내 및 전산 도구를 필요로 합니다. 우리는 2D 및 3D 설정에서 종양 면역 미세유체 공동 배양을 활용하기 위한 프로토콜을 설명하며, 세포 기능의 동적 다중 매개변수 모니터링과 호환됩니다.

in vitro 종양 미세환경에서 면역 반응을 해부하기 위한 미세유체 공동 배양 모델

인간 신장 관형 배양은 신장 생리학 및 질병을 공부하는 중요한 체외 모형을 나타냅니다. Tubuloids는 신장 조직 (건강하고 병은) 뿐만 아니라 소변에서 설치될 수 있고, 후자는 연구 자료의 쉽게 얻을 수 있고 덜 침습적인 근원을 나타내는.

조직과 소변에서 인간 신장 tubuloids의 생성

여기에 제시된 것은 인간 유도 만능 줄기 세포에서 분화 된 유 전적으로 일치하는 상피 및 혈관 내피 세포를 통합하여 신장 사구체 여과 장벽의 구조와 기능을 요약하는 개인화 된 장기 온 칩 시스템을 설계하는 프로토콜입니다. 이 생체 공학 시스템은 신장 정밀 의학 및 관련 응용 분야를 발전시킬 수 있습니다.

인간 유도 만능 줄기 세포로 설계된 Isogenic 신장 사구체 칩

여기에서는 신장 피질에서 인간 신장 세뇨관 상피 세포(HRTEC)의 1차 배양을 얻어 세포외 기질(3D-HRTEC)에서 단층 및 3차원 배양을 개발하기 위한 프로토콜에 대해 설명합니다.

Development of human renal tubular epithelial cell primary cultures in monolayers and three-dimensional conditions(단층 및 3차원 조건에서의 인간 신장 세뇨관 상피 세포 1차 배양 개발)

우리는 원발성 신근위세뇨관 상피 세포를 분리 및 배양하기 위해 전체 인간 신장을 처리하기 위한 최적화된 프로토콜과 이러한 세포를 3차원, 미세유체, 미세생리학적 플랫폼에서 적용하여 신장 근위세뇨관을 재현하기 위한 최적화된 프로토콜을 제시합니다.

1차 인간 근위세뇨관 상피 세포의 분리 및 신장 근위세뇨관의 미세생리학적 모델 생성에 사용

배우세요 미세유체 칩을 활용한 신장암 모델링 방법으로 건강한 세포와 암세포 간 상호작용을 분석합니다. 이 기술은 유전자 발현 변화와 염증 반응 연구에 활용됩니다.

신장암 진행을 모델링하기 위한 건강한 신장과 종양 상피의 미세유체 공동 배양

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