Ex vivo en in vivo diermodellen voor mechanische en chemische verwondingen van cornea-epitheel
April 6th, 2022
Hier worden diermodellen op basis van muis en konijn ontwikkeld voor mechanisch en chemisch letsel van hoornvliesepitheel om nieuwe therapieën en het onderliggende mechanisme te screenen.
Ex vivo en in vivo diermodellen werden opgezet voor het bestuderen van mechanisch en chemisch hoornvliesletsel. De techniek biedt een eenvoudig op te bouwen platform voor onderzoekers om mechanische en chemische schade aan het hoornvlies te bestuderen. Om een murine cornea-epitheelwond te creëren, markeert u het centrale hoornvlies van de verdoofde muis met behulp van een huidbiopsiestoot om een goed afgebakend en goed meetbaar gebied van de wond te bevestigen.
Laat de pons voorzichtig over het centrale hoornvlies glijden om een cirkelvormige markering achter te laten Debride de cornea-epitheel tot aan de laag van de Bowman met behulp van een handbediende cornearoestringverwijderaar met een 0,5 millimeter braam die ervoor zorgt dat de laag van de Bowman niet wordt beschadigd. Verwijder de resterende losse weefsels in de wondrand met een hoornvliestang. Bevestig het debridementgebied met fluorescerende kleuring door een druppel normale zoutoplossing op een fluoresceïnepapier te plaatsen om fluoresceïne op te lossen en vervolgens de fluoresceïnehoudende druppel op murine-epitheeldefect te plaatsen om het onder kobaltblauw licht te visualiseren.
Ga verder met ex vivo cultuur van het murine corneale schuurwondmodel door zachtjes op de superieure en inferieure orbitale randen van geëuthanaseerde muizen te drukken om de oogbol naar buiten te duwen. Breng de punt van de gesloten hoornvliesschaar in de retrobulbaire ruimte langs de inferieure orbitale wand en zorg ervoor dat deze niet in de oogbol doordringt. Houd de oogbol stabiel met een hoornvliestang van 0,3 millimeter en knip vervolgens de oogzenuw en het periorbitale zachte weefsel door met een hoornvliesschaar om de oogbol te isoleren.
Voor ex vivo kweken van muriene oogbollen, bereid een 48-well plaat met gesmolten was in de put en wacht op stolling, dan met de punt van de conjunctiva tang, maak een rond gat op het oppervlak van gestolde was om de oogbollen te huisvesten. Plaats de geoogste oogbollen direct op de 48-putplaat met met was bedekte bodems en zijwanden om stabilisatie tot stand te brengen. Kweek de oogbollen met DMEM met 1% foetaal runderserum met of zonder antibiotica, afhankelijk van het doel van het onderzoek.
Dompel het oogoppervlak onder met het kweekmedium zonder de oogbol te laten zweven en documenteer het verloop van de wondgenezing door fluoresceïnekleuring en het verzamelen van foto's met een digitale camera onder kobaltblauw licht. Om een alkalische brandwond op te wekken, plaatst u een cirkelvormig filterpapier met een diameter van 8 millimeter in een petrischaaltje. Voeg met behulp van een druppelaar 0,5 normaal natriumhydroxide toe aan de petrischaal om het filterpapier te weken en de overtollige oplossing uit het filtreerpapier af te tappen voordat u ze op het verdoofde konijnenhoornvlies plaatst.
Zorg er na het openen van de oogleden met een ooglidspeculum voor dat het konijnenmembraan het inbrengen van filtreerpapier niet verstoort en plaats het met alkali doordrenkte filterpapier gedurende 30 seconden op het centrale hoornvlies. Verwijder het filtreerpapier en spoel het oogoppervlak af met 10 milliliter normale zoutoplossing om alkalisch materiaal uit te spoelen. Om het hoornvliesdefect te voltooien, debrideer het cornea-epitheel binnen het opacified gebied tot aan het membraan van de Bowman met behulp van een corneale roestringverwijderaar.
Bevestig het debridementgebied met fluoresceïnekleuring onder het kobaltblauwe licht en verwijder het resterende hoornvliesepitheel met behulp van een hoornvliestang. Om de wondconditie met tarsorrhafy te beveiligen, moet u bevestigen dat het nictitating membraan het oculaire oppervlak en het cornea-epitheeldefect aan de neuszijde soepel bedekt. Voer een tijdelijke tarsorrhafie uit met of zonder actuele middelen met behulp van een 6-0-hechtdraad om het oogoppervlak te beschermen en om te voorkomen dat het konijn eraan krabt, zorg ervoor dat de hechting voor tarsorrhaphy zich op 3 tot 4 millimeter van de bovenste en onderste dekselranden bevindt met vier tot vijf banden en langere knopen om te voorkomen dat het konijn de hechtingen breekt.
In het ex vivo wondgenezingsmodel van het muis cornea-epitheel van de muis werd het licht verlaagde centrale hoornvliesgebied met positieve fluoresceïnekleuring waargenomen in de centrale twee millimeter na het in vivo debridement van het muis cornea-epitheel. De ex vivo cultuur van de muriene oogbollen bevestigd op een met was bedekte 48-well kweekplaat werd dagelijks onderzocht en gedocumenteerd in een 48-well kweekplaat onder een stereomicroscoop. Een dag na het debriding van het murine cornea-epitheel, werd een cirkelvormig fluoresceïne-gekleurd epitheeldefect van 2 millimeter in diameter onthuld op digitale foto's verkregen onder kobaltblauw licht.
Na het creëren van een alkali-verwonding aan het hoornvliesepitheel van het konijn, werd positieve fluoresceïnekleuring waargenomen met of zonder kobaltblauw licht over het centrale hoornvlies met een duidelijke en volledige cirkelvormige marge. De cornea-epitheliale wondher-epithelisatie met pannusingroei werd waargenomen vanuit de limbus. De belangrijkste stappen zijn procedures om gladde en gelijkmatige epitheliale defecten op het hoornvliesoppervlak van muizen en konijnen te creëren.
Nieuwe medische en chirurgische therapieën kunnen op deze platforms worden getest. Het effect van re-epithelisatie kan na de procedures worden gevolgd. Cornea-neovascularisatie en ondoorzichtigheid na letsel in dit protocol zou een onvervulde behoefte zijn voor verder onderzoek.
View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos
Overzicht
Deze studie ontwikkelt diermodellen met behulp van muizen en konijnen om mechanische en chemische verwondingen aan het hoornvliesepitheel te onderzoeken. Deze modellen zijn bedoeld om de screening van nieuwe therapeutische middelen te vergemakkelijken en om de onderliggende mechanismen van hoornvlisletsel te begrijpen.
Belangrijkste studiecomponenten
Wetenschappelijke discipline
- Neurowetenschappen
- Oogheelkunde
- Farmacologie
Achtergrond
- Hoornvlisverwondingen kunnen worden veroorzaakt door mechanische of chemische factoren.
- Het begrijpen van deze verwondingen is cruciaal voor het ontwikkelen van effectieve behandelingen.
- Diermodellen zijn essentieel voor het bestuderen van de mechanismen van hoornvlisletsel.
- Deze studie richt zich op muis- en konijnenmodellen voor onderzoeksdoeleinden.
Doel van het onderzoek
- Om betrouwbare diermodellen te creëren voor het onderzoek van hoornvlisletsel aan het epitheel.
- Om potentiële therapeutische middelen voor hoornvlisletsel te screenen.
- Om de mechanismen die ten grondslag liggen aan hoornvlisletsel te verduidelijken.
Gebruikte methoden
- Ex vivo en in vivo diermodellen werden opgezet.
- Mechanische verwondingen werden geïnduceerd met behulp van een huidbiopsiepomp.
- Chemische verwondingen werden beoordeeld door middel van gecontroleerde blootstelling.
- Fluorescente kleuring werd gebruikt om het gebied van letsel te bevestigen.
Belangrijkste resultaten
- De ontwikkelde modellen bieden een platform voor het bestuderen van hoornvlisletsel.
- Technieken voor het creëren en beoordelen van verwondingen werden met succes gevalideerd.
- Fluorescente kleuring visualiseerde effectief epitheliale defecten.
- Deze modellen kunnen worden gebruikt voor toekomstige therapeutische screenings.
Conclusies
- De studie stelt met succes diermodellen vast voor onderzoek naar hoornvlisletsel.
- Deze modellen zijn waardevol voor het testen van nieuwe therapeutische middelen.
- Het begrijpen van de mechanismen van letsel kan leiden tot betere behandelingsopties.
Veelgestelde vragen
Executive Industry Relevance
Robust ex vivo and in vivo animal models for corneal epithelial injury provide a critical translational bridge for evaluating regenerative therapeutics and mechanistic interventions in ocular surface disease. These models enable quantitative assessment of wound healing, neovascularization, and scarring, supporting predictive confidence in early-stage ophthalmic drug development. Their reproducibility and adaptability position them as foundational platforms for preclinical candidate triage and mechanistic de-risking in ocular R&D portfolios.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Enables interrogation of corneal wound healing pathways and regenerative mechanisms.
- Supports functional validation of candidate therapeutics targeting epithelial repair.
- Facilitates mechanistic de-risking by isolating injury and repair variables in controlled models.
- Provides quantitative endpoints for hypothesis-driven target evaluation.
Screening & Assay Development
- Delivers standardized, reproducible injury models for compound screening and efficacy ranking.
- Enables quantitative measurement of wound closure and neovascularization using imaging and staining.
- Supports assay scalability and cross-study comparability through defined injury protocols.
- Prepares validated biological systems for downstream pharmacological evaluation.
Translational & Preclinical Research
- Aligns preclinical testing with disease-relevant injury phenotypes observed in human ocular trauma and chemical burns.
- Enables longitudinal monitoring of therapeutic effects on corneal opacity and vascularization.
- Supports risk-adjusted advancement of regenerative and anti-scarring agents.
- Provides continuity from discovery through preclinical validation for ophthalmic candidates.
Pipeline & Workflow Integration
These animal models integrate into the discovery-to-preclinical continuum, enabling early hypothesis testing, lead identification, and translational validation for ocular surface therapeutics.
- Discovery Biology: Facilitates hypothesis-driven testing of regenerative and anti-fibrotic mechanisms in corneal repair.
- Screening: Provides reproducible, quantitative readouts for compound efficacy and safety assessment.
- Analytics: Enables standardized imaging and staining outputs for cross-condition comparison and statistical analysis.
- Translational Research: Bridges in vitro findings to in vivo efficacy in disease-relevant animal models.
- Enterprise Reuse: Offers a reusable, adaptable platform for diverse therapeutic modalities and mechanistic studies.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence and reduces mechanistic ambiguity in ocular drug development.
- Operational Value: Standardizes injury induction and healing assessment for reproducibility and scalability.
- Strategic Value: Informs go/no-go decisions and optimizes resource allocation in ophthalmic R&D pipelines.
- Portfolio Impact: Supports risk-adjusted prioritization and advancement of regenerative and anti-scarring candidates.
Implementation Considerations
- Requires expertise in ocular microsurgery and animal handling for reproducible injury induction.
- Demands access to stereomicroscopy, imaging systems, and quantitative analysis software.
- Necessitates cross-team standardization of injury protocols and readout criteria.
- Adaptable to both murine and rabbit models for mechanistic and translational studies.
- Limitations include species-specific healing responses and the need for careful endpoint selection.
