Artykuł metodologiczny

LarvaSPA, czyli metoda montowania larw Drosophila do długotrwałego obrazowania poklatkowego

DOI:

10.3791/60792

⸱

27 lutego 2020

 , 
1Weill Institute for Cell and Molecular Biology and Department of Molecular Biology and Genetics, Cornell University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje metodę montowania larw Drosophila w celu osiągnięcia dłuższego niż 10 godzin nieprzerwanego obrazowania poklatkowego u nienaruszonych żywych zwierząt. Metoda ta może być stosowana do obrazowania wielu procesów biologicznych w pobliżu ściany ciała larwy.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obrazowanie na żywo jest cennym podejściem do badania zagadnień biologii komórki. Larwa Drosophila jest szczególnie przydatna do obrazowania na żywo in vivo, ponieważ ściana ciała larwy i większość narządów wewnętrznych są przezroczyste. Jednak ciągłe obrazowanie na żywo nienaruszonych larw Drosophila przez okres dłuższy niż 30 minut było wyzwaniem, ponieważ trudno jest nieinwazyjnie unieruchomić larwy przez długi czas. Przedstawiamy metodę aportowania larw o nazwie LarvaSPA, która pozwala na ciągłe obrazowanie żywych larw Drosophila z wysoką rozdzielczością czasową i przestrzenną przez okres dłuższy niż 10 godzin. Metoda ta polega na częściowym przyczepieniu larw do szkiełka nakrywkowego za pomocą kleju reagującego na promieniowanie UV i dodatkowym ograniczeniu ruchu larw za pomocą bloku z polidimetylosiloksanu (PDMS). Ta metoda jest kompatybilna z larwami w stadiach rozwojowych od drugiego stadium do wędrującego trzeciego stadium. Przedstawiono zastosowania tej metody w badaniu dynamicznych procesów neuronów somatosensorycznych Drosophila, w tym wzrostu dendrytów i zwyrodnienia dendrytów wywołanego urazami. Metoda ta może być również stosowana do badania wielu innych procesów komórkowych, które zachodzą w pobliżu ściany ciała larw.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obrazowanie poklatkowe na żywo to potężna metoda badania dynamicznych procesów komórkowych. Informacje przestrzenne i czasowe dostarczane przez filmy poklatkowe mogą ujawnić ważne szczegóły, które pomogą odpowiedzieć na pytania dotyczące biologii komórki. Larwa Drosophila jest popularnym modelem in vivo do badań z wykorzystaniem obrazowania na żywo, ponieważ jej przezroczysta ściana ciała pozwala na nieinwazyjne obrazowanie struktur wewnętrznych1,2. Ponadto u Drosophila dostępne są liczne narzędzia genetyczne do fluorescencyjnego znakowania struktur anatomicznych i makrocząsteczek3. Jednak długoterminowe obrazowanie poklatkowe larw Drosophila jest trudne. W przeciwieństwie do nieruchomych wczesnych zarodków lub poczwarek, larwy Drosophila poruszają się nieustannie, co wymaga unieruchomienia w celu obrazowania na żywo. Skuteczne sposoby unieruchamiania żywych larw Drosophila obejmują montaż w oleju halowęglowym z chloroformem4, znieczulenie za pomocą roztworu izofluranu lub dichlorfosu5 i ściskanie między szkiełkiem nakrywkowym a szkiełkiem mikroskopowym6. Chociaż niektóre z tych metod były używane w mikroskopii, żadna z nich nie jest skuteczna w długoterminowym obrazowaniu na żywo. Opracowano inne metody obrazowania neuronów ściany ciała u pełzających larw przy użyciu konwencjonalnej mikroskopii konfokalnej lub mikroskopii świetlnej7,8,9. Jednak metody te nie są idealne do monitorowania dynamiki komórkowej ze względu na ruch larw.

Opracowano nowe metody, aby uzyskać długoterminowe obrazowanie poklatkowe larw Drosophila. Za pomocą "chipa larwowego" z polidimetylosiloksanu (PDMS), larwy Drosophila mogą być skutecznie unieruchomione poprzez odsysanie wytwarzane przez podciśnienie w specjalistycznej mikrokomorze bez znieczulenia. Jednak ta metoda nie oferuje wysokiej rozdzielczości czasowej dla badań biologii komórki i ma ścisłe ograniczenia dotyczące wielkości zwierząt10. Inna metoda wykorzystująca urządzenie anestezjologiczne pozwoliła na obrazowanie na żywo larw Drosophila w wielu punktach czasowych i została zastosowana do badania połączeń nerwowo-mięśniowych11,12,13,14,15,16. Jednak ta metoda również nie pozwala na ciągłe obrazowanie przez okres dłuższy niż 30 minut i wymaga wielokrotnego stosowania desfluranu, który może hamować aktywność neuronalną i wpływać na badany proces biologiczny17,18. Ostatnio nowa metoda, która łączy urządzenie mikroprzepływowe i krioanestezję, została wykorzystana do unieruchamiania larw o różnych rozmiarach na krótkie okresy czasu (minuty)19. Jednak metoda ta wymaga specjalistycznych urządzeń, takich jak system chłodzenia, a dłuższe okresy unieruchomienia wymagają wielokrotnego chłodzenia larw.

Tutaj prezentujemy uniwersalną metodę unieruchamiania larw Drosophila, która jest kompatybilna z nieprzerwanym obrazowaniem poklatkowym przez ponad 10 godzin. Ta metoda, którą nazywamy "stabilizacją larw przez częściowe przyczepienie" (LarvaSPA), polega na przyklejeniu naskórka larwy do szkiełka nakrywkowego w celu obrazowania w specjalnie zbudowanej komorze obrazowania. Protokół ten opisuje, jak wykonać komorę obrazowania i jak montować larwy na różnych etapach rozwoju. W metodzie LarvaSPA pożądane segmenty ciała są przyklejane do szkiełka nakrywkowego za pomocą kleju reagującego na promieniowanie UV. Prostopadłościan PDMS dodatkowo wywiera nacisk na larwy, uniemożliwiając ucieczkę. Powietrze i wilgoć w komorze obrazowania zapewniają przeżycie częściowo unieruchomionych larw podczas obrazowania. Zalety LarvaSPA w porównaniu z innymi technikami obejmują: (1) Jest to pierwsza metoda, która pozwala na ciągłe obrazowanie na żywo nienaruszonych larw Drosophila przez wiele godzin z wysoką rozdzielczością czasową i przestrzenną; (2) Metoda ma mniej ograniczeń co do wielkości larw; (3) Komora obrazowania i prostopadłościany PDMS mogą być produkowane przy minimalnych kosztach i nadają się do wielokrotnego użytku.

Oprócz opisania metody montowania larw, podajemy kilka przykładów jej zastosowania do badania rozwoju dendrytów i degeneracji dendrytów neuronów arboryzacji dendrytycznej (da) Drosophila.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Wykonanie komory obrazowania

  1. Metalowa rama może być wykonana z aluminiowego bloku w typowym warsztacie mechanicznym. Specyfikacja ramy jest zilustrowana w Rysunek 1A.
  2. Aby zbudować komorę obrazowania, uszczelnij spód metalowej ramy za pomocą długiego szkiełka nakrywkowego (22 mm x 50 mm) i kleju UV (Rysunek 1A). Utwardź klej UV za pomocą ręcznej lampy UV.

2. Wykonywanie prostopadłościanów PDMS

  1. Przygotuj formę do prostopadłościanów PDMS.
    1. Przymocuj warstwy taśmy pakowej do wewnętrznej powierzchni prostokątnej (80 mm x 55 mm) szalki Petriego lub okrągłej płytki do hodowli komórkowych. Użyj jednej warstwy (0,063 mm grubości) dla larw drugiego stadium rozwojowego, 2 warstwy (0,126 mm grubości) dla wczesnych larw trzeciego stadium lub trzech warstw (0,189 mm grubości) dla larw późnego trzeciego stadium rozwojowego (Rysunek 1B).
    2. Pokrój taśmę na paski o określonej szerokości za pomocą żyletki: 1,5 mm dla taśmy 1-warstwowej i 2 mm dla taśmy 2-warstwowej lub 3-warstwowej. Szerokość i grubość paska określi wielkość larw, które może pomieścić końcowy prostopadłościan PDMS. Pozostaw co najmniej 5 mm odstępu między dwoma paskami. Usuń warstwy taśmy zakrywające przestrzeń (Rysunek 1B).
    3. Usuń kurz z wewnętrznej powierzchni płyty za pomocą taśmy klejącej. Forma jest gotowa do użycia.
  2. Przygotuj mieszankę PDMS.
    1. W małym pojemniku dokładnie wymieszaj 7 g bazy PDMS i 0,7 g utwardzacza (w proporcji 10:1).
    2. Umieścić pojemnik w eksykatorze próżniowym na co najmniej 15 minut w celu usunięcia powietrza z mieszaniny.
    3. Powoli wlej około 5,5 g mieszaniny PDMS na formę, aby osiągnąć grubość 1–2 mm (Rysunek 1B).
    4. Umieścić mieszaninę PDMS w eksykatorze próżniowym ponownie na co najmniej 15 minut w celu usunięcia pozostałych pęcherzyków powietrza z mieszaniny. Rozbij kilka ostatnich pęcherzyków za pomocą końcówki pipety.
    5. Utwardzić PDMS na płaskiej powierzchni w inkubatorze ciepła w temperaturze 65 °C przez 2 godziny.
    6. Użyj żyletki, aby poluzować utwardzony PDMS wzdłuż krawędzi formy i odłącz go od formy. Przechowuj PDMS między dwoma kawałkami dużej taśmy klejącej w temperaturze pokojowej.
    7. W przypadku wczesnych i późnych larw trzeciego stadium rozwojowego, pokrój PDMS na prostopadłościany o wymiarach 8 mm x 2 mm x 1 mm (wzdłuż przerywanych linii w Rysunek 1B), umieszczając rowek utworzony przez pasek taśmy (krok 2.1.2) pośrodku dłuższego boku prostopadłościanu (Rysunek 1B,C). W przypadku larw drugiego stadium rozwojowego przytnij prostopadłościan o wymiarach 8 mm x 1 mm x 1 mm.

3. Montaż larw do długoterminowego obrazowania poklatkowego

  1. Przygotuj górne szkiełko nakrywkowe do montażu.
    1. Wybierz sześć prostopadłościanów PDMS z rowkami dopasowanymi do rozmiarów larw. Postępuj zgodnie z zalecanym rowkiem i rozmiarem PDMS w oparciu o kroki 2.1.1, 2.1.2 i 2.2.7.
    2. Usuń kurz z powierzchni PDMS za pomocą taśmy klejącej.
    3. Przymocuj cztery kawałki taśmy dwustronnej (12 mm x 5 mm) na długim szkiełku nakrywkowym (22 mm x 50 mm) w celu późniejszego zamocowania prostopadłościanów PDMS. Odstępy między dwoma kawałkami taśmy dwustronnej powinny być takie same jak szerokość rowka PDMS.
    4. Nałóż małą kroplę (~1,2 μl) kleju UV w rowek każdego prostopadłościanu PDMS i dodaj sześć małych kropli kleju UV w przestrzeń między taśmą dwustronną na szkiełku nakrywkowym.
  2. Przygotuj larwy do montażu.
    1. Za pomocą kleszczy oczyść larwy w wodzie, aby usunąć pokarm z powierzchni ciała.
    2. Umieść czyste larwy na małym kawałku zwilżonej bibuły na małej (35 mm) szalce Petriego bez pokrywki. Umieść małą szalkę Petriego na dużej (60 mm) szalce Petriego zawierającej kawałek suchej bibuły. W kapturze chemicznym nanieść 8–12 kropli (160–240 μl) izofluranu na suchą bibułkę za pomocą plastikowej pipety transferowej i zamknąć pokrywę dużej szalki Petriego.
    3. Odczekaj 2–3 minuty, monitorując larwy. Wyjmij larwy z dużej szalki Petriego, gdy ich haczyki gębowe przestaną się poruszać.
  3. Dosiądź zwierząt.
    1. Aby zobrazować struktury po stronie grzbietowej zwierzęcia, umieść unieruchomione larwy na kleju UV między dwustronną taśmą na szkiełku nakrywkowym, tak aby naskórek grzbietowy był skierowany w stronę szkiełka nakrywkowego.
    2. Przykryj każdą larwę blokiem PDMS i dopasuj pień larwy do rowka PDMS. Pozostaw głowę i ogon larwy poza rowkiem PDMS. Unikaj blokowania przetchlinków larwy przez klej.
    3. Dociśnij końce bloku PDMS do taśmy dwustronnej bez przykładania siły do rowka. Delikatnie pociągnij za ogon larwy, aby spłaszczyć naskórek pod PDMS.
    4. Klej UV utwardzać przez 4 minuty za pomocą ręcznej lampy UV na wysokim ustawieniu (około 0,07 mW/mm2).
      UWAGA: Chroń oczy okularami ochronnymi podczas korzystania z UV lamp.
    5. Odwróć szkiełko nakrywkowe do góry nogami i powtórz krok 3.3.4.
    6. Zwilż mały kawałek papieru do soczewek (15 mm x 30 mm) 20 μl–30 μl wody. Umieść zwilżony papier do soczewek na dnie komory obrazowania (Rysunek 1A,D).
    7. Umieść szkiełko nakrywkowe na komorze tak, aby larwy były skierowane do wnętrza komory. Przyklej oba końce szkiełka nakrywkowego do metalowej powierzchni za pomocą kleju UV (Rysunek 1A,D). Grzbietowa strona larwy jest gotowa do obrazowania pod mikroskopem konfokalnym (Ryc. 1E).

4. Obrazowanie

  1. Zobrazuj larwy za pomocą odpowiedniego mikroskopu. Wszystkie wyniki pokazane w tym protokole (Rysunek 2, Rysunek 3, Wideo S2, Wideo S3 i Wideo S4) zostały uzyskane przy użyciu systemu konfokalnego z obiektywem olejowym 40x (1,30 NA).

5. Odzyskiwanie komory obrazowania i prostopadłościanów PDMS

  1. Po obrazowaniu usuń olej z górnego szkiełka nakrywkowego za pomocą bibuły do soczewek. Odłącz górne szkiełko nakrywkowe od metalowej ramy, wycinając żyletką przestrzeń między szkiełkiem nakrywkowym a metalową ramą. Komora obrazowania jest gotowa do ponownego użycia.
  2. Odczep prostopadłościany PDMS od górnego szkiełka nakrywkowego za pomocą kleszczy. Zwiń prostopadłościany PDMS na taśmie klejącej, aby usunąć resztki kleju i kurz. Prostopadłościany PDMS są gotowe do ponownego użycia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Komora obrazowania larw jest skonstruowana poprzez sklejenie ze sobą specjalnie wykonanej metalowej ramy i dwóch szkiełek nakrywkowych. Konstrukcja metalowej ramy jest określona na rysunku 1A. Larwy Drosophila wewnątrz komory przykleja się do górnego szkiełka nakrywkowego za pomocą kleju UV i prostopadłościanów PDMS. Rowek na prostopadłościonie PDMS i taśma dwustronna prostopadłościan są przymocowane, aby stworzyć przestrzeń do trzymania larw (ryc. 1B, C...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj opisujemy LarvaSPA, wszechstronną metodę montowania żywych larw Drosophila w celu długoterminowego obrazowania poklatkowego. Metoda ta nie wymaga odzyskiwania ani ponownego montowania larw, co umożliwia nieprzerwane obrazowanie. Dlatego idealnie nadaje się do śledzenia procesów biologicznych, które trwają godzinami, takich jak degeneracja i regeneracja dendrytów. Metoda ta może być również stosowana do obrazowania wewnątrzkomórkowej dynamiki wapnia i zdarzeń subkomórkowych, takich jak wzrost mikrotubul. Po...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Lingfeng Tang za stworzenie wcześniejszej wersji metody LarvaSPA; Glenn Swan w Cornell Olin Hall Machine Shop za wykonanie wcześniejszych prototypów komory obrazowania; Philipp Isermann za konstrukcję ram metalowych i sugestie dotyczące wykonania prostopadłościanów PDMS; Placówka obrazowania Cornell BRC zapewniająca dostęp do mikroskopów (finansowana z grantu NIH S10OD018516); Marii Sapar za krytyczną lekturę rękopisu. Praca ta była wspierana przez stypendium Cornell Fellowship przyznane H.J.; fundusz startowy Cornell i granty NIH (R01NS099125 i R21OD023824) przyznane C.H. J. i C.H. opracowali projekt i zaprojektowali eksperymenty. H.J. przeprowadził eksperymenty. H.J. i C.H. napisali rękopis.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
6061 Pręty aluminioweMcMaster-Carr9246K421
Taśma dwustronna 3MTed Pella, Inc.16093
Taśma pakowa 3M Scotch3M1,88 "szer. x 22,2 jardów
Kleszcze DUMONT #3 FisherScientific50-241-34
Szklane szkiełko nakrywkoweAzer Scientific1152250
IsofluraneMidwest Veterinary Supply193.33161.3
Mikroskop konfokalny LeicaLeica SP8 wyposażony w rezonans
Papier do soczewekBerkshireLN90.0406.24
Szalki Petriego (średnie)VWR25373-085
Szalki Petriego (małe)VWR10799-192
ŻyletkaTed Pella, Inc.121-20
Prostokątna szalka PetriegoVWR25384-322
Zestaw SYLGARD 184 (zestaw PBMS)Mikroskopia elektronowa Nauki24236-10
Pipeta transferowaThermo Fisher Scientific1371126
Klej UVNorland products#6106, NOA 61Współczynnik załamania światła 1.56
Lampa UV (Workstar 2003)Maxxeon
Eksykator próżniowyMikroskopia elektronowa Nauki71232
ChusteczkiKimberly-ClarkKimwipes
skanerMXN02003

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Tiling of the Drosophila epidermis by multidendritic sensory neurons. Development. 129 (12), 2867-2878 (2002).
  2. Schmid, A., et al. Activity-dependent site-specific changes of glutamate receptor composition in vivo. Nature Neuroscience. 11 (6), 659-666 (2008).
  3. Venken, K. J., Simpson, J. H., Bellen, H. J. Genetic manipulation of genes and cells in the nervous system of the fruit fly. Neuron. 72 (2), 202-230 (2011).
  4. Daniele, J. R., Baqri, R. M., Kunes, S. Analysis of axonal trafficking via a novel live-imaging technique reveals distinct hedgehog transport kinetics. Biology Open. 6 (5), 714-721 (2017).
  5. Csordas, G., et al. In vivo immunostaining of hemocyte compartments in Drosophila for live imaging. PLoS One. 9 (6), 98191(2014).
  6. Han, C., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Enhancer-driven membrane markers for analysis of nonautonomous mechanisms reveal neuron-glia interactions in Drosophila. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (23), 9673-9678 (2011).
  7. He, L., et al. Direction Selectivity in Drosophila Proprioceptors Requires the Mechanosensory Channel Tmc. Current Biology. 29 (6), 945-956 (2019).
  8. Heckscher, E. S., Lockery, S. R., Doe, C. Q. Characterization of Drosophila larval crawling at the level of organism, segment, and somatic body wall musculature. The Journal of Neuroscience. 32 (36), 12460-12471 (2012).
  9. Vaadia, R. D., et al. Characterization of Proprioceptive System Dynamics in Behaving Drosophila Larvae Using High-Speed Volumetric Microscopy. Current Biology. 29 (6), 935-944 (2019).
  10. Mishra, B., et al. Using microfluidics chips for live imaging and study of injury responses in Drosophila larvae. Journal of Visualized Experiments. (84), e50998(2014).
  11. Andlauer, T. F., Sigrist, S. J. In vivo imaging of the Drosophila larval neuromuscular junction. Cold Spring Harbor Protocols. 2012 (4), 481-489 (2012).
  12. Andlauer, T. F., Sigrist, S. J. Building an imaging chamber for in vivo imaging of Drosophila larvae. Cold Spring Harbor Protocols. 2012 (4), 476-480 (2012).
  13. Andlauer, T. F., Sigrist, S. J. Quantitative analysis of Drosophila larval neuromuscular junction morphology. Cold Spring Harbor Protocols. 2012 (4), 490-493 (2012).
  14. Andlauer, T. F., Sigrist, S. J. In vivo imaging of Drosophila larval neuromuscular junctions to study synapse assembly. Cold Spring Harbor Protocols. 2012 (4), 407-413 (2012).
  15. Zhang, Y., et al. In vivo imaging of intact Drosophila larvae at sub-cellular resolution. Journal of Visualized Experiments. (43), e2249(2010).
  16. Fuger, P., Behrends, L. B., Mertel, S., Sigrist, S. J., Rasse, T. M. Live imaging of synapse development and measuring protein dynamics using two-color fluorescence recovery after photo-bleaching at Drosophila synapses. Nature Protocols. 2 (12), 3285-3298 (2007).
  17. Sandstrom, D. J. Isoflurane depresses glutamate release by reducing neuronal excitability at the Drosophila neuromuscular junction. The Journal of Physiology. 558, Pt 2 489-502 (2004).
  18. Sandstrom, D. J. Isoflurane reduces excitability of Drosophila larval motoneurons by activating a hyperpolarizing leak conductance. Anesthesiology. 108 (3), 434-446 (2008).
  19. Chaudhury, A. R., et al. On chip cryo-anesthesia of Drosophila larvae for high resolution in vivo imaging applications. Lab on a Chip. 17 (13), 2303-2322 (2017).
  20. Han, C., et al. Integrins regulate repulsion-mediated dendritic patterning of drosophila sensory neurons by restricting dendrites in a 2D space. Neuron. 73 (1), 64-78 (2012).
  21. Kim, M. E., Shrestha, B. R., Blazeski, R., Mason, C. A., Grueber, W. B. Integrins establish dendrite-substrate relationships that promote dendritic self-avoidance and patterning in drosophila sensory neurons. Neuron. 73 (1), 79-91 (2012).
  22. Grueber, W. B., et al. Projections of Drosophila multidendritic neurons in the central nervous system: links with peripheral dendrite morphology. Development. 134 (1), 55-64 (2007).
  23. Poe, A. R., et al. Dendritic space-filling requires a neuronal type-specific extracellular permissive signal in Drosophila. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (38), 8062-8071 (2017).
  24. Han, C., et al. Epidermal cells are the primary phagocytes in the fragmentation and clearance of degenerating dendrites in Drosophila. Neuron. 81 (3), 544-560 (2014).
  25. Song, Y., et al. Regeneration of Drosophila sensory neuron axons and dendrites is regulated by the Akt pathway involving Pten and microRNA bantam. Genes, Development. 26 (14), 1612-1625 (2012).
  26. Stone, M. C., Albertson, R. M., Chen, L., Rolls, M. M. Dendrite injury triggers DLK-independent regeneration. Cell Reports. 6 (2), 247-253 (2014).
  27. Sapar, M. L., et al. Phosphatidylserine Externalization Results from and Causes Neurite Degeneration in Drosophila. Cell Reports. 24 (9), 2273-2286 (2018).
  28. Xiang, Y., et al. Light-avoidance-mediating photoreceptors tile the Drosophila larval body wall. Nature. 468 (7326), 921-926 (2010).
  29. Desjardins, M., et al. Awake Mouse Imaging: From Two-Photon Microscopy to Blood Oxygen Level-Dependent Functional Magnetic Resonance Imaging. Biological Psychiatry: Cognitive Neuroscience and Neuroimaging. 4 (6), 533-542 (2019).
  30. Huang, C., et al. Long-term optical brain imaging in live adult fruit flies. Nature Communications. 9 (1), 872(2018).
  31. Low, R. J., Gu, Y., Tank, D. W. Cellular resolution optical access to brain regions in fissures: imaging medial prefrontal cortex and grid cells in entorhinal cortex. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (52), 18739-18744 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

obrazowanie na ywometoda LarvaSPAkuboidy PDMSmonta za pomoc kleju UVmikroskopia konfokalnadynamika dendryt wobrazowanie neuron wunieruchomienie larw

Powiązane artykuły