Monitorowanie ciśnienia śródczaszkowego w modelach gryzoni nieurazowego krwotoku śródkomorowego nie jest powszechne w obecnej literaturze. W niniejszym artykule demonstrujemy technikę pomiaru ciśnienia śródczaszkowego, średniego ciśnienia tętniczego i ciśnienia perfuzji mózgowej podczas krwotoku śródkomorowego w modelu zwierzęcym szczura.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Monitorowanie ciśnienia śródczaszkowego w nieurazowym modelu gryzoni z krwotokiem dokomorowym
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Osoby, które przeżyły krwotok wewnątrzkomorowy, często mają znaczne upośledzenie pamięci długotrwałej; dlatego niezbędne są badania wykorzystujące zwierzęce modele krwotoku dokomorowego. W tym badaniu szukaliśmy sposobów pomiaru ciśnienia śródczaszkowego, średniego ciśnienia tętniczego i ciśnienia perfuzji mózgowej podczas nieurazowego krwotoku śródkomorowego u szczurów. Projekt eksperymentalny obejmował trzy grupy Sprague'a Dawleya: pozorowane, standardowe 200 μl krwotoku dokomorowego i grupy kontrolne nośnika. Dzięki wprowadzeniu intraparenchymalnego światłowodowego czujnika ciśnienia uzyskano precyzyjne pomiary ciśnienia śródczaszkowego we wszystkich grupach. Ciśnienia perfuzji mózgowej obliczono na podstawie wiedzy o wartościach ciśnienia śródczaszkowego i średniego ciśnienia tętniczego. Zgodnie z oczekiwaniami, zarówno grupy kontrolne krwotoku dokomorowego, jak i nośnika doświadczyły wzrostu ciśnienia śródczaszkowego, a następnie spadku ciśnienia perfuzji mózgowej podczas dokomorowego wstrzykiwania odpowiednio krwi autologicznej i sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego. Dodanie śródmiąższowego światłowodowego czujnika ciśnienia jest korzystne w monitorowaniu precyzyjnych zmian ciśnienia śródczaszkowego.
Wprowadzenie
Krwotok wewnątrzkomorowy (IVH), rodzaj krwotoku śródczaszkowego (ICH), jest wyniszczającą chorobą, która niesie ze sobą znaczną śmiertelność i zachorowalność. IVH charakteryzuje się nagromadzeniem produktów krwiopochodnych wewnątrz komór wewnątrzczaszkowych. Izolowane IVH występuje niezbyt często i zazwyczaj występuje u dorosłych1. Może to być związane z krwotokiem nadciśnieniowym, pękniętym tętniakiem wewnątrzczaszkowym lub inną wadą rozwojową naczyń krwionośnych, nowotworami lub urazem1. IVH prowadzi do wtórnego uszkodzenia mózgu, a także do rozwoju wodogłowia2. Osoby, które przeżyły IVH, często doznają znacznych zaburzeń funkcjonalnych, pamięciowych i poznawczych po urazie. Te długotrwałe deficyty poznawcze i pamięciowe są zgłaszane aż u 44% osób, które przeżyły ICH3. W przypadku krwotoku podpajęczynówkowego (SAH), innego rodzaju ICH, dobrze wiadomo, że około połowa osób, które przeżyły, będzie miała deficyty pamięci, a dla tych, którzy mają IVH oprócz SAH, wyniki są znacznie gorsze4,5,6.
Podstawowe mechanizmy dysfunkcji pamięci po IVH pozostają do wyjaśnienia. Badania in vivo z wykorzystaniem nietraumatycznych modeli zwierzęcych IVH z dysfunkcją funkcjonalną i pamięcią są niezbędne do odkrycia potencjalnych celów terapeutycznych dla takich pacjentów. Modele zwierzęce z poważniejszymi dysfunkcjami pamięci i funkcji funkcjonalnych po IVH byłyby najlepsze do zbadania tych zmian. Laboratorium starszego autora badało również w szczególności rolę wysokiego ciśnienia śródczaszkowego (ICP) w rozwoju deficytów pamięci w modelach szczurów IVH. W związku z tym ważne było zbadanie metod precyzyjnego pomiaru ICP podczas IVH. W niniejszym artykule przedstawiono metody precyzyjnego pomiaru ICP w modelu szczura IVH. Chociaż monitorowanie ICP było wcześniej stosowane w urazowych modelach zwierzęcych ICH, a także w modelach zwierzęcych krwotoku podpajęczynówkowego, monitorowanie ICP w spontanicznych modelach gryzoni IVH nie jest tak powszechnie opisywane w literaturze7,8. W związku z tym przedstawiony w niniejszym dokumencie projekt eksperymentalny obejmował trzy grupy szczurów Sprague Dawley: pozorowany, standardowy krwotok dokomorowy o objętości 200 μl i grupę kontrolną. W grupie IVH zastosowano autologiczny model dokomorowego wstrzykiwania krwi. W przypadku zwierząt kontrolnych na nośniku zastosowano dokomorowe wstrzyknięcie sterylnego roztworu Ringera z mleczanami. ICP, średnie ciśnienie tętnicze (MAP) i ciśnienie perfuzji mózgowej (CPP) zarejestrowano śródoperacyjnie, a wyniki przedstawiono w niniejszym dokumencie.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie metody badawcze oraz opieka/utrzymanie zwierząt zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi Uniwersytetu Kalifornijskiego w Davis. Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Wykorzystania (IACUC) Uniwersytetu Kalifornijskiego w Davis zatwierdził wszystkie protokoły wykorzystania zwierząt i procedury eksperymentalne (protokół IACUC #21874).
1. Pomieszczenia dla zwierząt
- Zdobądź szczury Sprague-Dawley w wieku 8-10 miesięcy. Przed jakąkolwiek procedurą doświadczalną należy umieścić szczury w wiwarium i odczekać co najmniej 1 tydzień na ogólną adaptację w klatkach po 12-godzinnym cyklu światło/ciemność z jedzeniem i wodą ad libitum.
2. Znieczulenie i zabiegi przedoperacyjne
- Znieczulij szczura 4% izofluranem przez 4 minuty. Zawieś szczura za zęby w pozycji leżącej na plecach na platformie intubacyjnej i zaintuuj dotchawiczo za pomocą kaniuli dotchawiczej i laryngoskopu.
- Umieścić znieczulonego i zaintubowanego szczura pod respiratorem (2% izofluran i gaz nośny O2/N2). Szczur jest odpowiednio znieczulony, jeśli nie obserwuje się reakcji na bolesny bodziec, taki jak szczypanie tylnej nogi.
- Włóż termometr doodbytniczy, aby stale monitorować temperaturę.
- Wszystkie zabiegi operacyjne należy wykonywać techniką sterylną. Przypnij włosy na głowie i w okolicy kości udowej, a przed zabiegiem przygotuj skórę trzema naprzemiennymi peelingami Betadine i 70% alkoholu.
- Odessać nagromadzone wydzieliny oddechowe, tymczasowo odłączając szczura od respiratora i odsysając wydzieliny za pomocą rurki PE-50 podłączonej do strzykawki o pojemności 10 ml.
- Chroń oczy szczura sterylną maścią do oczu ze sztucznymi łzami.
- Wstrzyknąć miejscową bupiwakainę (~0,1 ml 0,25% roztworu) w skórę i tkanki podskórne przed nacięciem skóry głowy.
3. Protokół operacji
- Umieszczenie igły dokomorowej i monitora ciśnienia śródczaszkowego (ICP)
- Umieść szczura w pozycji leżącej w ramie stereotaktycznej i przyłóż mu nauszniki.
- Wykonaj 1,5-centymetrowe nacięcie skóry głowy wzdłuż linii środkowej za pomocą skalpela z 15 ostrzami.
- Zastosuj łagodny ucisk gazą w celu hemostazy.
- Za pomocą sterylnego aplikatora z bawełnianą końcówką oddziel okostną od czaszki, aż punkt orientacyjny bregma będzie widoczny.
- Zlokalizuj i zaznacz bregma za pomocą stereotaksji i zaznacz położenie dwóch obustronnych otworów zadziorów, 1,4 mm bocznie i 0,9 mm za bregmą.
- Za pomocą ręcznego wiertła utwórz te dwa małe (do 2 mm) otwory na zadziory czaszki w prawej i lewej półkuli. Nadmiar wiórów kostnych należy przepłukać sterylnym roztworem Ringera z mleczanami.
- W prawej półkuli umieść kaniulę prowadzącą 22-G na poziomie otworu zadziorów, aby wprowadzić igłę 28-G przez kaniulę na głębokość prawej bocznej komory (4,6 mm w stosunku do bregmy) w celu wytworzenia IVH.
- Podłącz światłowodowy czujnik ciśnienia do jednostki odczytu. Włącz jednostkę odczytu i upewnij się, że wybrane jednostki są w mmHg. Następnie zalej czujnik, zanurzając jego końcówkę w małej zlewce z roztworem Ringera z mleczanami, aż jednostka odczytująca odczyta zero. Po wyzerowaniu w roztworze Ringera z mleczanami wszystko jest gotowe do włożenia.
- W lewej półkuli delikatnie włóż czujnik ciśnienia na głębokość 2-3 mm do kory mózgowej, aby monitorować ICP w czasie rzeczywistym.
- Kaniulacja tętnicy udowej i założenie monitora średniego ciśnienia tętniczego (MAP)
- Po włożeniu monitora ICP obróć dolną część tułowia szczura, aby uzyskać łatwy dostęp do lewego uda i pachwiny.
- Po sterylnym przygotowaniu i miejscowym podaniu bupiwakainy należy wykonać 1,5 cm nacięcie skóry nad tylną kończyną za pomocą skalpela z 15 ostrzami.
- Wyciąć lewą tętnicę udową najpierw powierzchownie za pomocą hemostatu, a następnie głębszych warstw za pomocą kleszczy z cienkimi końcówkami pod mikroskopem. Zidentyfikuj ciemnoniebieską żyłę udową, aby pomóc zlokalizować sąsiednią tętnicę.
- Zwiąż dystalną tętnicę udową za pomocą jedwabnego szwu 3-0 i umieść tymczasowy metalowy klips na bliższej części tętnicy udowej.
- Drugi światłowodowy czujnik ciśnienia powinien być już podłączony do jednostki odczytu. Włóż czujnik ciśnienia do rurki polietylenowej (PE-50), która jest wkładana do Tuohy Borst, który jest następnie zamykany. Podłącz Tuohy Borst do 3-drogowego kranu podłączonego do strzykawki o pojemności 1 ml na jednym końcu i igły 22-G z rurką PE-50 na drugim końcu.
- Pod mikroskopem wykonaj arteriotomię kości udowej 2 mm za pomocą mikronożyczek i kaniuluj ją za pomocą rurki PE-50 podłączonej do reszty zestawu.
- Iniekcja dokomorowa
- Odessać 500 μl krwi za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml i przekręcić 3-kierunkowy kurek, aby czujnik ciśnienia odczytał MAP.
- Zalać igłę dokomorową 28-G podłączoną do rurki PE-50 zasysaną krwią dla zwierząt IVH i Lactated Ringera dla zwierząt kontrolnych na nośniku. Następnie włóż tę igłę do kaniuli prowadzącej na głębokość prawej komory bocznej.
- Stosując szybkość 100 μl/min, wstrzyknąć krew lub sterylny roztwór Ringera z mleczanami (200 μl) do prawej bocznej komory, pompując strzykawkę o pojemności 1 ml kciukiem. Przed tym i podczas wstrzyknięcia dokomorowego należy monitorować i zapisywać ICP, ciśnienie tętnicze krwi i temperaturę w odbycie.
- Monitoruj i rejestruj wartości ICP i MAP po wstrzyknięciu.
- domknięcie
- Po zakończeniu iniekcji dokomorowej należy wyjąć rurkę PE-50 zawierającą czujnik ciśnienia, który został wprowadzony do tętnicy udowej i przyłożyć tymczasowy klips do tętnicy udowej, aby zapobiec krwawieniu.
- Zwiąż bliższą część tętnicy udowej za pomocą jedwabnego szwu 3-0.
- Zamknij nacięcie kości udowej w przerwany sposób za pomocą jedwabiu 3-0.
- Wyjmij kaniulę prowadzącą za pomocą igły dokomorowej i monitora ICP.
- Uszczelnij otwory zadziorów woskiem kostnym.
- Zamknij nacięcie czaszki jedwabnym szwem 3-0 w przerwany sposób.
- Zastosować miejscowo bupiwakainę do nacięcia i wstrzyknąć 0,35 ml karprofenu (5 mg/kg) po operacji. Nie pozostawiaj zwierząt bez opieki, dopóki nie odzyskają wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka.
- Pozwól szczurom w pełni wyzdrowieć po operacji pod nadzorem i wróć do ich domowych klatek ze swobodnym dostępem do jedzenia i wody po rekonwalescencji.
4. Postępowanie pooperacyjne
- Sprawdzaj wszystkie zwierzęta pooperacyjne codziennie przez siedem dni po operacji, aby monitorować ich powrót do zdrowia, stan neurologiczny, zachowanie, wagę i nacięcia.
- Podawać 0,35 ml karprofenu (5 mg/kg) we wstrzyknięciu podskórnym w czasie operacji oraz w 1. i 2. dniu po operacji.
- Zdejmij szwy w 7 dobie po operacji w sterylny sposób.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Ciśnienie wewnątrzczaszkowe, średnie ciśnienie tętnicze i ciśnienie perfuzyjne mózgu
Zarówno ICP, jak i MAP monitorowano śródoperacyjnie u wszystkich zwierząt (Rysunek 1). Szczury były w wieku 8–10 miesięcy i miały średnią masę ciała 495 ± 17 g. Zebrano również wykresy ICP w czasie rzeczywistym (Rysunek 2). Z wyłączeniem grupy pozorowanej, ICP wzrosło znacząco podczas wstrzyknięcia dokomorowego w grupach IVH oraz grupach kontrolnych...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W badaniu tym zbadano mechanizmy pomiaru ICP, MAP i CPP w nietraumatycznym modelu szczurzym IVH. Wyniki uzyskano u zwierząt: pozorowanych, VH 200 μL oraz kontrolnych (sztuczne wstrzyknięcie dokomorowe płynu mózgowo-rdzeniowego). Ten projekt eksperymentalny został wybrany w celu zbadania, w jaki sposób ICP mogą być monitorowane podczas wstrzykiwania IVH, ponieważ postawiliśmy hipotezę, że skok ICP może przyczyniać się do bardziej znaczącego wtórnego uszkodzenia mózgu, a tym samym deficytu pamięci w modelach zwierzęcych IV...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Wszyscy autorzy nie zgłaszają konfliktu interesów.
Podziękowania
Ta praca została sfinansowana z grantu NINDS: K08NS105914
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 0,25% bupiwakaina | Hospira, Inc. | ||
| Strzykawka 1 ml | Covetrus | 60734 | |
| 10% roztwór jodu prowidyny | Aplicare | MSD093947 | |
| Strzykawka 20 ml | Igły Covidien | 8881520657 | |
| 22 G | Becton Dickinson | 305155 | |
| 28 G igły dokomorowe | Technologie P | 8IC313ISPCXC | C313I/SPC 28-Gneedles pasujące do kaniuli prowadzącej 22-G z |
| jedwabnym szwem 3-0 | Henry Schein, Inc. | SP116 | |
| 3-drogowy kran | Merti Medical Systems | M3SNC | |
| 4% paraformaldehyd | Fisher Chemical | 30525-89-4 | |
| Oprogramowanie AnyMaze | Oprogramowanie do śledzenia zachowań Any-Maze | Stoelting CO, USA | |
| Wosk kostny | CP Medical, Inc. | CPB31A | |
| Carprofen | Zoetis, Inc. | 54771-8507-1 | |
| Wirówka | Beckman | BE-GS6R | Model GS-6R |
| Aplikatory z końcówką bawełnianą | Covetrus | 71214 | |
| Wiertarka | Dremel | 1600A011JA Światłowodowe | |
| odczytowymi | Opsens Medical | OPP-M200-X-80SC- 2.0PTFE-XN-100PIT-P1 i LIS-P1-N-62SC | Opp-M200 w obudowie z systemem LifeSens |
| Kleszcze | 11923-13, 11064-07 | ||
| Gauze | Covetrus | 71043 | |
| Gilotyna | World Precision Instruments | 51330 | |
| Poduszka grzewcza z termometrem doodbytniczym | CWE, Inc. | 08-13000 ,08-13014 | TC1000 Regulator temperatury |
| Hemostats | 13013-14, 13008-12 | ||
| Isoflurane | Covetrus | 29405 | |
| Obrączki z mleczanami | Baxter Healthcare Corp. | ||
| Laryngoskop | Amerykańska Korporacja Diagnostyczna | 4080 | |
| Metalowy klips | Drobne narzędzia naukowe | 18056-14 | |
| Mikronożyczki | Drobne narzędzia naukowe | 15007-08 | |
| Mikroskop | Leica | model L2 | |
| Sterownik | 12003-15 | ||
| Rurki | polietylenoweRurki Thermo Fisher Scientific | 14-170-12B | PE-50 |
| Szczury | Envigo | Sprague Dawley szczury 8– 10-miesięczny | |
| skalpel | 10010-00 | ||
| Nożyczki | 14090-11 | ||
| Przyrząd stereotaktyczny | Instrumenty | Model 940 z nausznikami | |
| Pompa strzykawkowa | KD Scientific | 780100 | Model 100 seria |
| Tuohy Borst | Abbott | 23242 | |
| Wentylator | Wentylator dla gryzoni Harvard | 55-0000 | Model 683 |
Bibliografia
- Gates, P. C., Barnett, H. J. M., Vinters, H. V., Simonsen, R. L., Siu, K. Primary intraventricular hemorrhage in adults. Stroke. 17, 872-877 (1986).
- Strajle, J., Garton, H. J. L., Maher, C. O., Muraszko, K., Keep, R. F., Xi, G. Mechanisms of hydrocephalus after neonatal and adult intraventricular hemorrhage. Translational Stroke Research. 3, Suppl 1 25-38 (2012).
- Murao, K., Rossi, C., Cordonnier, C. Intracerebral hemorrhage and cognitive decline. Revue Neurologique. 169, 772-778 (2013).
- Al-Khindi, T., Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. Cognitive and functional outcome after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Stroke. 41, 519-536 (2010).
- Kreiter, K. T., et al. Predictors of cognitive dysfunction after subarachnoid hemorrhage. Stroke. 33, 200-208 (2002).
- Zanaty, M., et al. Intraventricular extension of an aneurysmal subarachnoid hemorrhage is an independent predictor of a worse functional outcome. Clinical Neurology and Neurosurgery. 170, 67-72 (2018).
- Gabrielian, L., Willshire, L. W., Helps, S. C., vanden Heuvel, C., Mathias, J., Vink, R. Intracranial pressure changes following traumatic brain injury in rats: lack of significant change in the absence of mass lesions or hypoxia. Journal of Neurotrauma. 28, 2103-2111 (2011).
- Kolar, M., Nohejlova, K., Duska, F., Mares, J., Pachl, J. Changes of cortical perfusion in the early phase of subarachnoid bleeding in a rat model and the role of intracranial hypertension. Physiological Research. 66, 545-551 (2017).
- Ariesen, M. J., Claus, S. P., Rinkel, G. J. E., Algra, A. Risk factors for intracerebral hemorrhage in the general population. A systematic review. Stroke. 34, 2060-2066 (2003).
- MacLellan, C. L., Paquette, R., Colbourne, F. A critical appraisal of experimental intracerebral hemorrhage research. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 32, 612-627 (2012).
- Hartman, R., Lekic, T., Rojas, H., Tang, J., Zhang, J. H. Assessing functional outcomes following intracerebral hemorrhage in rats. Brain Research. 1280, 148-157 (2009).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
