Standaryzowany model ksenotransplantacji serca heterotopowego z świni na makaka

Ksenotransplantacja serca daje nową nadzieję pacjentom z końcową niewydolnością serca, którzy potrzebują przeszczepu, ale nie mogą otrzymać odpowiedniego narządu dawcy z powodu niedoboru dawców. W badaniach przedklinicznych ksenotransplantacja serca podtrzymująca życie osiągnęła czas przeżycia do dziewięciu miesięcy, spełniając kryteria skuteczności wymagane do rozpoczęcia badań klinicznych na ludziach¹. Na podstawie tych ustaleń amerykańska Agencja ds. Żywności i Leków (FDA) zatwierdziła rozszerzony dostęp do stosowania dla dwóch klinicznych przypadków ksenotransplantacji serca z użyciem genetycznie edytowanych serc dawców. Chociaż te przypadki kliniczne wykazały wykonalność ksenotransplantacji serca, pojawiło się kilka nierozwiązanych wyzwań, w tym nieprawidłowy przerost serca oraz odrzucenie wywołane przeciwciałami 2,3,4,5. Dlatego konieczne są dalsze badania przedkliniczne na modelach dużych zwierząt w dobrych warunkach praktyki laboratoryjnej, aby dostarczyć dodatkowych danych i opracować nowe schematy immunosupresyjne zapewniające bezpieczeństwo przyszłych badań klinicznych na ludziach.

Długoterminowe przeżywalność ortotopowych ksenoprzeszczepów serca nie ogranicza się wyłącznie odrzutem, ale także pierwotną dysfunkcją przeszczepu. Ogólne zachorowanie na pierwotną dysfunkcję zgłaszano na około 40% do 60% w różnych zespołach badawczych ^4,6,7. Ze względu na zwiększoną podatność serc dawców wieprzi na uszkodzenia niedokrwienne, niektóre grupy opracowały urządzenia do perfuzji hipotermicznej, aby zmniejszyć częstość występowania pierwotnych zaburzeń przeszczepu. Jednak pooperacyjna przerost serca pozostaje trudna do kontrolowania. Nawet u świń dawców z powodu nokautacji receptorów hormonu wzrostu (GHR), brak GHR może ucierpieć na funkcje serca, co ogranicza długoterminową żywotność przeszczepu ^2,3. W tym kontekście heterotopowa ksenotransplantacja serca oferuje kilka zalet: unika nadmiernego obciążenia wstępnego i afterload, upraszcza procedurę chirurgiczną oraz skraca całkowity czas niedokrwienny o ^8,9. Model ten lepiej odzwierciedla uszkodzenie przeszczepu spowodowane odrzuceniem ksenogenicznym, a w przeciwieństwie do przeszczepu ortotopowego, heterotopowa ksenotransplantacja serca umożliwia długotrwałe przeżycie przeszczepu, powtarzające się laparotomie podczas biopsji in vivo oraz długotrwałą obserwację aktywacji immunologicznej i funkcji dynamicznych komórek odpornościowych. Stanowi cenny model do badania ksenogenicznych mechanizmów odrzucenia odpornościowego oraz oceny skuteczności i bezpieczeństwa nowych strategii immunosupresyjnych^10,11.

Jednak większość modeli ksenotransplantacji serca brzusznego heterotopowego wykorzystywała pawiany jako biorców, jednak pozyskiwanie pawianów jako zwierząt doświadczalnych pozostaje wyzwaniem w wielu krajach. Dla porównania, makaki są najczęściej wykorzystywanymi naczelnymi nie-ludźmi i mają wysoką homologię filogenetyczną z ludźmi¹², co czyni je praktyczną alternatywą dla badań nad ksenotransplantacją. Niemniej jednak ich znacznie mniejszy rozmiar ciała w porównaniu do pawianów wymaga specyficznych adaptacji protokołów chirurgicznych, aby uwzględnić ich unikalne wymiary anatomiczne.

Niniejsze badanie przedstawia krok po kroku protokół dla heterotopowej ksenotransplantacji serca GTKO świni do makaka. Stosowanie świń nokautujących α-Gal (GTKO) ma na celu przede wszystkim zapobieganie hiperostremu odrzuceniu, które w przeciwnym razie prowadziłoby do niewydolności przeszczepu w ciągu kilku minut po ksenotransplantacji serca. Struktura jest następująca: (1) zasady dopasowania między świniami dawcą a makakami biorcerkami; (2) optymalizację procedury chirurgicznej dla heterotopowej ksenotransplantacji serca; oraz (3) zarządzanie okołooperacyjne. Celem tego badania jest rozpowszechnienie tych technik transplantacji, aby ułatwić porównywalność między zespołami badawczymi oraz zwiększyć powtarzalność i znaczenie translacyjne badań nad ksenotransplantacją serca.

Badanie to zostało zatwierdzone przez Komitet Etyki Zwierząt w szpitalu Fuwai (FWAEC-JL-010-1/0-2020). Samce makaków ważące >9 kg i w wieku 10-15 lat oraz samce świń miniaturowych Bama ważące 5-6 kg (~60 dni) były wykorzystywane do minimalizacji ucisku jamy brzusznej. Makaki o większym ciele były priorytetowo traktowane jako zapobieganie ucisku jamy brzusznej przez serce dawcy oraz umożliwienie wzrostu po przeszczepie. Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Kryteria wyboru darczyńcy i odbiorcy

1. Wybór makaków przez laureata
   1. Badanie przesiewowe przed uzyskaniem przeciwciał: Zastosowanie cytometrii przepływowej do oceny poziomu przygotowanych przeciwciał ksenogenicznych, umożliwiając wybór biorców o niskim ryzyku immunologicznym.
      UWAGA: W tym badaniu komórki śródbłonka świńskiego GTKO z aorty świńskiej GTKO są izolowane poprzez trawienie enzymatyczne, jak opisano^{wcześniej 13}.
      1. Inkubuj komórki śródbłonka świni GTKO z osoczem biorcy.
      2. Ilościowo określić wiązanie makaków IgM i IgG z komórkami wieprzowini za pomocą fluorescencyjnie oznakowanych przeciwciał wtórnych przeciwko makakom IgM i IgG. Wybieranie biorców z niskim poziomem przeciwciał wstępnych.
   2. Ocena stanów wyjściowych: Wykonaj biochemię surowiczne, kompletne badania morfologii krwi oraz wyniki krzepnięcia, aby potwierdzić prawidłową funkcję narządów na poziomie wyjściowym.
2. Kryteria wyboru świń dawcy
   1. Badania przesiewowe echokardiograficzne: Wybieranie świń dawcy z prawidłową funkcją lewej i prawej komory, bez nieprawidłowości strukturalnych ani funkcjonalnych zastawki serca, frakcją wyrzutową powyżej 65% oraz bez dowodów na nadciśnienie płucne.
   2. Dopasowanie płci: Wybierz świnki dawcy tej samej płci co odbiorca.
   3. Grupa krwi: Wybierz świnie dawcy z grupą krwi O.

2. Przygotowanie przedoperacyjne

1. Znieczulenie i sedacja
   1. Znieczulenie: Indukować makaki ketaminą (10 mg/kg) i midazolamem (1 mg/kg) (zgodnie z zatwierdzonym protokołem instytucjonalnym). Po indukcji utrzymuj znieczulenie izofluranem (2%-3%) oraz deksmedetomidyną (1 μg/kg/h) i propofolem (1-2 mg/kg/h). Indukuj świnie ketaminą (10 mg/kg) i propofolem (4 mg/kg). Po indukcji znieczulenie utrzymywano inhalowanym izofluranem (2%–3%), wraz z ciągłą infuzją deksmedetomidyny (1 μg/kg/h) i propofolu (1–2 mg/kg/h). Sukcynylocholina (2 mg/kg) była stosowana jako środek blokujący układ nerwowo-mięśniowy.
   2. Intubacja: Intubuj świnię dawcę rurką tchawicową o średnicy 5,0 mm. Intubuj biorcę makaka rurką tchawicową o średnicy 5,5 mm.
   3. Wprowadzenie cewnika moczowodu: Wprowadzenie cewnika moczowego o podwójnym świetle 6 F; pomijam w dawcy świni.
2. Przygotowanie i dezynfekcja pól chirurgicznych
   1. Przygotowanie skóry: Przycinaj włosy z klatki piersiowej, szyi, brzucha, pleców i kończyn.
   2. Dezynfekcja: Szorowanie obszarów powidon-jodem, w tym kopyt (świnie) lub rąk i nóg (małpy).
3. Centralne założenie cewnika żylnego u biorcy
   1. Pozycjonowanie: Umieść makaika biorącego w częściowym lewym bocznym pięćnoślicie, z uniesieniem barku, aby zoptymalizować ekspozycję prawego obszaru szyjnego. Wybierz właściwą żyłę szyjną wewnętrzną jako preferowane miejsce dla centralnego dostępu żylnego.
   2. Sterylizacja i zasłonięcie: Dezynfekować i przykryć pole operacyjne povidon-jodem według standardowych procedur aseptycznych.
   3. Nacięcie i odsłonięcie naczyń: Wykonaj nacięcie o średnicy 5 cm około 1 cm przyśrodkowo od mięśnia mostkowo-naczyniowo-żółto-naczyniowego, równolegle do jego wewnętrznego brzega. Wykonaj rozwarstwienie powięzi i cofnij mięsień na boki.
      1. Zidentyfikuj zewnętrzną żyłę szyjną, która znajduje się powierzchownie i poza osłoną szyjną. Ostrożnie podwiązuj małe gałęzie łączące się żyły szyjnej wewnętrznej. Otwórz oczkę szyjną, aby odsłonić żyłę szyjną wewnętrzną, nerw błędny i tętnicę szyjną.
   4. Wprowadzenie cewnika: Wprowadzenie centralnego cewnika żylnego o potrójnym świetle 8-F za pomocą techniki tunelowania wstecznego. Podłącz bliższy koniec cewnika do igły tunelowej w warunkach sterylnych i przeciągnij go przez tunel do nacięcia szyjnego.
      1. Zewnętrznie złóż dalszy koniec w środku łopatki. Przytnij cewnik do odpowiedniej długości, aby jego czubek sięgał połączenia żyły głownej górnej i prawego przedsionka.
   5. Zamknięcie cięcia: Zamykaj ranę warstwami. Zamknij powięzi i tkankę podskórną za pomocą szwów 3-0 wchłaniających się, a skórę załóż szwami Prolene 1-0. Zapewnij pełne pokrycie i bezpieczne umocowanie cewnika pod warstwą powięzi, aby zminimalizować ryzyko infekcji.
      1. Używaj centralnego cewnika żylnego jako kluczowej drogi dostępu do płynów do podawania leków pooperacyjnych i reanimacji objętościowej u makaków. Codziennie wykonuj opatrywanie antysepsy z jodem povidonem oraz sterylną gazą, aby zachować integralność cewnika i zapobiec infekcjom.
      2. Utrzymuj centralny cewnik żylny in situ aż do ostatecznej procedury ofiary, aby zapewnić niezawodny dostęp naczyniowy.

3. Operacja biorcy (faza przedimplantowa)

1. Nacięcie na linii środkowej brzucha
   1. Wybór nacięcia: Wykonaj nacięcie środkowe w linii brzucha o długości około 12-15 cm (Rysunek 1A).
   2. Szczegóły nacięcia: Nacięcie kolejno przez skórę, powięź powierzchowną, linię alba, powięź poprzeczną oraz powięzi podotrzewnowej (w tym tłuszcz pozaotrzewnowy), następnie nacięcie otrzewnej ciemieniowej, aby dostać się do jamy brzusznej. Do nacięcia skóry i elektrokauteryzacji użyj ostrza chirurgicznego #23, aby uzyskać jednoczesne cięcie i hemostazę.
2. Eksploracja jamy brzusznej i zarządzanie jelitami
   1. Adhesioliza: Zbadaj jamę brzuszną, aby ocenić obecność zrostów, koncentrując się na obecności zrostów między jelitami a ścianą brzucha. Jeśli występują, starannie rozcinaj zrosty elektrokauteryzmem, aby zminimalizować uszkodzenia tkanek i zmniejszyć ryzyko pooperacyjnej mechanicznej niedrożności jelit.
   2. Ochrona jelit: Delikatnie zespol jelito cienkie i umieść je na sterylnej, wilgotnej gazie, aby odsłonić aortę brzuszną i żyłę środkową dolną.
3. Odsłonięcie aorty brzusznej i żyły głównej dolnej
   1. Mobilizacja aorty brzusznej i żyły głównej dolnej: Ostrożnie rozcinajcie otaczające tkanki z aorty brzusznej i żyły dolnej dolnej (vena cava), minimalizując ryzyko uszkodzenia naczyń i krwawienia. Odsłoń aortę brzuszną i żyłę środkową dolną między początkiem tętnic nerkowych a rozgałęzieniem tętnic biodrowych tak dokładnie, jak to możliwe.
   2. Obsługa gałęzi naczyniowych: Zachowanie tętnicy krezkowej dolnej i jej żyły podczas rozwarstwienia. Skrupulatnie zabezpiecz wszystkie gałęzie lędźwiowe.

4. Pobór serca dawcy

1. Mediana sternotomii i mobilizacja naczyń
   1. Sternotomia środkowa: Wykonaj sternotomię środkową, aby uzyskać dostęp do jamy piersiowej (Rysunek 1B). Ostrożnie podziel mostek dawcy nożem do mostka Lebsche.
   2. Mobilizacja naczyń: Po odsłonięciu jamy piersiowej naciń osierdzie i dokładne rozwarstwienie, aby oddzielić aortę wstępującą od głównej tętnicy płucnej.
2. Zaciskanie naczyń i chłodzenie serca
   1. Zaciskanie naczyń: Umieść szew 4-0 na korzeniu aorty, a następnie włóż jednorazową kaniulę przedwczesną kardioplegii w przypadku kardioplegii (Rysunek 1C). Kolejno zaciskaj górną i dolną żyłę sierdziową, a następnie zaciskaj krzyżowo wznoszącą się aortę.
      1. Bezpośrednio po zaciskaniu krzyżowym aorty nacinaj żyły płucne i żyłę dolną w celu dekompresji, dbając o to, aby nacięcia były wystarczająco duże dla odpowiedniego drenażu.
   2. Chłodzenie serca: Ssij jamę osierdziową, aby usunąć resztki krwi, a następnie natychmiast zanurz serce w sterylnej, lodowato zimnej soli fizjologicznej, aby uzyskać warunki hipotermyczne (0-4 °C).
3. Kardioplegia i monitorowanie perfuzji
   1. Kardioplegia: Utrzymuj ciśnienie perfuzyjne na poziomie 150 mmHg za pomocą worka ciśnieniowego. Przeprowadź serce dawcy roztworem histydyny, tryptofanu i ketoglutarianu (HTK) o masie 30 mL/kg (np. 150 ml dla świni masowej 5 kg).
   2. Monitorowanie perfuzji: Jednoczesne palpowanie korzenia aorty i lewej komory, aby zweryfikować prawidłowe ciśnienie przy porodzie kardioplegii i zapobiec rozciągnięciu komór. Po zakończeniu infuzji kardioplegicznego potwierdz zatrzymanie akcji serca poprzez palpację i badanie wzrokowe. Upewnij się, że nie występuje migotanie mięśnia sercowego, a następnie przystąpi do wycięcia serca dawcy.
4. Resekcja i konserwacja serca
   1. Resekcja serca: Po kardioplegii należy nałożyć dodatkowy lód na jamę osierdziową (Rysunek 1D). Delikatnie unieś serce i przeciąć kolejno żyłę żyłę dolną oraz żyły płucne za pomocą nożyczek chirurgicznych. Należy zachować szczególną ostrożność, aby uniknąć uszkodzenia żyły głównej górnej oraz prawego przedsionka podczas dzielenia prawej żyły płucnej górnej.
      1. Chroń tchawicę, jednocześnie rozdzielając tylną ścianę lewego przedsionka. Gdy rozwarstwienie dotrze do poziomu lewego przedsionka i tętnic płucnych, tymczasowo umieść serce z powrotem w jamie osierdziowej.
      2. Rozłącz i przeciąż bliższy łuk aorty oraz żyłę główną górną, odsłaniając pień płucny. Kontynuuj rozwarstwienie wzdłuż płaszczyzn tkanek w kierunku lewego przedsionka, co pozwala na usunięcie serca i jego dużych naczyń.
         UWAGA: Po resekcji serca należy bezpiecznie podwiązać kikut żyły azygos, aby zapobiec krwawieniu.
   2. Konserwacja serca: Natychmiast zanurz wyjęte serce w lodowatej soli fizjologicznej dla konserwacji. Dodatkowo przekrąż serce dawcy innym roztworem Uniwersytetu Wisconsin (UW) o objętości 30 mL/kg, ponieważ roztwór UW zapewnia doskonałą ochronę mięśnia sercowego (Rysunek 1E).
5. Kluczowe różnice w porównaniu z pobieraniem serca od dawcy u ludzi
   1. Ustawienia ciśnienia infuzyjnego: Ustaw ciśnienie perfuzyjne w worku ciśnieniowym na 150 mmHg, co jest optymalne dla perfuzji mięśnia sercowego.
   2. Pozycja zacisku krzyżowego aorty: Ponieważ świnie mają tylko dwie główne gałęzie łuku aorty, lewy i prawy pień ramienionowy, umieszczają zacisk krzyżowy między tymi gałęziami. Podwiązać prawy pień ramiennogłowowy jedwabnymi szwami przed zaciskaniem krzyżowym, aby zachować dłuższą długość aorty dawcy.
   3. Strategia dekompresji komory: Aby zminimalizować nadmierne rozciągnięcie komory i ograniczyć czas niedokrwienny, rutynowo dekompresuj tylko lewą komorę. Jeśli prawa komora zaczyna puchnąć, otwórz żyłę główną górną powyżej żyły azygos. Jeśli lewa komora puchnie, naciń prawą żyłę płucną i przedłuż rażenie w kierunku prawego hilum płucnego.

5. Wszczepienie serca dawcy

1. Przygotowanie serca dawcy
   1. Przygotowanie serca dawcy: Bezpieczne zamknięcie otworów żyły głównej dawcy górnej, żyły dolnej oraz żyły płucnej w lewym przedsionku za pomocą szwów 4-0 prolene.
   2. Zachowanie węzła przedsionkowego: Zachowanie dawczyni żyły górnej oraz węzła przedsionkowego znajdującego się w pobliżu prawego przydatka przedsionkowego.
2. Zespolenie tętnicy płucnej od końca do boku do żyły głównej dolnej
   1. Heparynizacja: Podaj dożylnie 5 000 jednostek heparyny sodu makakowi biorce przed zespoleniem serca dawcy, aby zapobiec powstawaniu zakrzepca.
   2. Zespolenie tętnicy płucnej: Załóż aurazowy zacisk styczny DeBakeya na dolną żyłę sierżną biorcą. Wykonaj podłużne nacięcie nieco większe niż tętnica płucna dawcy, aby zminimalizować zwężenie pooperacyjne.
      1. Używając dwuramionego szwu prolenowego 5-0, rozpocznij anastomozę w pozycji godziny 12, wprowadzając jedną igłę od wewnątrz (po stronie luminalnej) naczynia odbiorcy na zewnątrz. Druga igła należy włożyć z strony tętnicy płucnej dawcy, przechodząc od światła na zewnątrz w odpowiedniej pozycji godziny 12.
      2. Zawiąż początkowy węzeł na zewnętrznej ścianie naczynia. Odwróć kierunek igły, przechodząc od zewnątrz z powrotem do światła tętnicy płucnej dawcy. Kontynuuj ciągłe szycie zgodnie z ruchem wskazówek zegara w kierunku pozycji 6 godziny, używając haczyka nerwowego, aby utrzymać napięcie szwów.
      3. Obróć serce, aby odsłonić przeciwną stronę, przejdź na drugą igłę i zszyj przeciwległą ścianę od godziny 12 do 6, stosując wzór wchodzenia igieł, od zewnątrz do wewnątrz na naczyniu biorcyjnym i od środka do zewnątrz na naczyniu dawcy, kończąc anastomozę od końca do boku.
   3. Odpływ powietrza: Przed zabezpieczeniem ostatniego węzła wstrzyknij sól fizjologiczną do miejsca anastomotyki, aby zapewnić pełne odpłynięcie powietrza. Zatkać tętnicę płucną dawcy za pomocą zacisku naczyniowego bez urazu, a następnie kolejno zwolnić zacisk naczyniowy w żyłach dolnych (Rysunek 1F).
3. Zespolenie aorty dawcy od końca do boku do aorty brzusznej biorcy
   1. Anastomoza aorty: Częściowe zaciskanie aorty brzusznej biorcy za pomocą aurazowego zacisku stycznego DeBakeya. Wykonaj nacięcie podłużne nieco większe niż średnica aorty dawcy, aby zapobiec zwężeniu pooperacyjnemu.
      1. Używając podwójnego szwu prolenowego 5-0, rozpocznij anastomozę od włożenia igły w pozycji 12 godzin od wewnątrz (luminalnej strony) aorty biorącego na zewnątrz. Wkładam drugą igłę z aorty dawcy w pozycji 12 godzin, również od środka na zewnątrz, i zawiązuj pierwszy oczek na zewnętrznej ścianie naczynia.
      2. Odwróć kierunek igły, przechodząc od zewnątrz do wewnątrz naczynia dawcy, i zszyj nieprzerwanie zgodnie z ruchem wskazówek zegara do pozycji 6 godziny, utrzymując napięcie szwów za pomocą haczyka nerwowego. Odwróć serce, aby odsłonić przeciwną stronę, odpowiednio odwróć kierunek igły (od zewnątrz do wewnątrz naczynia dawcy, od środka do zewnątrz na naczyniu biorcy) i zszyj nieprzerwanie od 12 do 6 godzin, kończąc anastomozę od końca do boku.
   2. Odpływ powietrza: Przed zawiązaniem ostatniego węzła wstrzyknij sól fizjologiczną do anastomozy, aby usunąć powietrze. Kolejno zwolnij zacisk naczyniowy aorty brzusznej, aby przywrócić krążenie (Rysunek 1G).
4. Reperfuzja i defibrylacja
   1. Zapobieganie migotaniu komór: Podawaj dożylnie 3 mg/kg lidokainy przed reperfuzją, aby zapobiec migotaniu komór. Obserwuj serce dawcy pod kątem spontanicznych skurczów w ciągu 2 minut.
   2. Defibrylacja: Jeśli wystąpi migotanie komór, należy zastosować bezpośrednią defibrylację, umieszczając elektrody w bezpośrednim kontakcie z obiema powierzchniami komór (lewą i prawą) i zaaranżować bifazowy wstrząs 5-dżulowy. Całkowity czas niedokrwienności serca dawcy wyniósł około 57,5 min ± 6,1 min (Tabela 1).
5. Umiejscowienie odpływu
   1. Drenaż podciśnienia: Umieść rurkę drenażową pod ujemnym ciśnieniem w jamie brzusznej, aby zapobiec gromadzeniu się płynu pooperacyjnego i monitorować aktywne krwotoki.
   2. Wskazanie do usunięcia drenażu: Monitoruj objętość drenażu pooperacyjnego i usuń drenaż brzuszny, gdy 24-godzinna ilość spadnie poniżej 25 mL.
6. Zamknięcie brzucha
   1. Zamknięcie brzucha i badanie USG: Ścianę brzucha zamykaj warstwami, przybliżając powięzi i tkankę podskórną za pomocą szwów 3-0, a skórę za pomocą szwów jedwabnych 1-0. Wykonaj pooperacyjne USG jamy brzusznej w celu oceny aktywności serca (rysunek 1H).

6. Zarządzanie pooperacyjne i monitorowanie przeszczepów

1. Wytyczne dotyczące monitorowania i ogólnej opieki
   1. Analgezja pooperacyjna: Podawanie butorfanolu w dawce 0,2 mg/kg domięśniowo co 12 godzin.
   2. Monitorowanie zachowań i objawów: Stale monitoruj stan biorcy przez pierwsze dwa tygodnie po operacji za pomocą monitoringu wideo. Codziennie oceniaj zachowanie, apetyt, rozdęcie brzucha, duszność, obrzęk oraz prawidłowe wypróżnianie i oddawanie moczu.
      1. Monitoruj masę ciała, ogólny stan fizyczny, gojenie się po nacięciu chirurgicznym, potencjalne zakażenie cewnika centralnego, wygląd błony śluzowej oraz gromadzenie płynu wewnątrzbrzusznego.
   3. Ocena ultrasonograficzna: Użyj ultrasonografii do oceny funkcji serca przeszczepionego heterotopowo i wykrycia otaczającej wysięku, jeśli występują nieprawidłowości. Rysunek 2 przedstawia obrazy echokardiograficzne ksenprzeszczepu podczas rozkroku i systolu w dniu pooperacyjnym (POD) 1, obok niewydolności przeszczepu zaobserwowanej w Eksperymencie M3. Czerwona linia wskazuje na wyraźną hipertrofię ściany lewej komory w niewydolnym ksenografcie.
   4. Humanitarne punkty końcowe i eutanazja: Humanitarne punkty końcowe obejmują, ale nie ograniczają się do, planowanych eksperymentalnych zakończeń. Zwierzęta spełniające te kryteria to m.in. te, które ukończyły protokół eksperymentalny, zwierzęta znalezione martwe, osoby usunięte z badania oraz zwierzęta, które po ocenie weterynaryjnej są uznane za wymagające eutanazji. Eutanazja przeprowadza się dożylnie podawaniem chlorku potasu w głębokiej znieczuleniu.

Na podstawie proceduralnych kroków przedstawionych na Rysunku 1 z powodzeniem opracowano powtarzalny model heterotopowej ksenotransplantacji serca świni-makaka. Proces chirurgiczny obejmował laparotomię środkową u makaka biorcy w celu uzyskania dostępu do jamy brzusznej oraz sternotomię środkową u świni dawcy w celu pobrania serca. Po perikardiotomii serce dawcy zostało zatrzymane roztworem HTK i dalej konserwowane roztworem UW podczas miejscowej hipotermii. Anastomozy naczyniowe wykonywano w sposób od końca do boku między tętnicą płucną dawcy a żyłą dolną biorcy oraz między aortą dawcy a aortą brzuszną biorcy. Pooperacyjna ocena echokardiograficzna potwierdziła, że serce dawcy wznowiło aktywność kurczliwą przy zachowanej funkcji skurczowej i rozkurczowej, co wskazuje na skuteczną reperfuzję i żywotność przeszczepu. Wyniki te pokazują techniczną wykonalność modelu oraz jego potencjał do długoterminowego monitorowania funkcjonalnego ksenoprzeszczepów u naczelnych niebędących ludźmi.

Rysunek 1: Przeszczep serca heterotopowego ze świni na makaka: kroki chirurgiczne i USG pooperacyjne. (A) Jama brzuszna makaka została wprowadzona przez laparotomię środkową z warstwowym rozwarstwieniem. (B) Wykonano sternotomię środkową, aby uzyskać dostęp do jamy piersiowej dawcy wieprzowinki, a następnie wykonano pericardiotomię. (C) Do korzu aorty serca dawcy wprowadzono kaniulę perfuzyjną. (D) Po zatrzymaniu akcji serca wywołanej perfuzją w roztworze HTK, serce dawcy było miejscowo chłodzone solą fizjologiczną lodową błotą. (E) Wykonano następnie perfuzję z roztworem konserwującym Uniwersytetu Wisconsin (UW). (F) Między tętnicą płucną wieprzową a żyłą piersiową biorcy powstała zespolenie od końca do boku. (G) Między aortą wieprzową a aortą brzuszną biorcy wykonano anastomozę od końca do boku. (H) Wykonano pooperacyjną echokardiografię w celu oceny funkcji skurczowej i rozkurczowej serca dawcy. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Rysunek 2: Obrazy echokardiograficzne w szeregach czasowych M3. (A) Obrazy echokardiograficzne ksenoprzeszczepu podczas rozkurczenia i systolu w dniu pooperacyjnym (POD) 1. (B) Obrazy echokardiograficzne ksenoprzeszczepu podczas diastolu i systoli w POD 3. (C) Obrazy echokardiograficzne ksenprzeszczepu podczas rozgoru i systolu w POD 10. (D) Obrazy echokardiograficzne ksenograftu podczas rozgoru i systolu w miejscu niewydolności przeszczepu. Czerwona linia wskazuje na znaczne zwiększenie grubości ścianki lewej komory podczas rozczuczu. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Tabela 1: Całkowity czas niedokrwienny serca dawcy.

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.