Name: Model przewlekłego wlewu składników odżywczych u szczura (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-08-14T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 18 s
Description: Poznaj model przewlekłego wlewu glukozy i lipidów u szczura do badania nadmiaru składników odżywczych. Ta metoda pozwala ocenić zmiany w homeostazie glukozy i funkcji komórek beta.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez National Institutes of Health (R01DK58096 Vincentowi Poitoutowi). Vincent Poitout jest kierownikiem Kanadyjskiej Katedry Badawczej w dziedzinie cukrzycy i funkcji komórek beta trzustki. Bader Zarrouki otrzymał stypendia podoktorskie od firm Merck i Eli Lilly. Ghislaine Fontés otrzymała stypendium podoktoranckie od Kanadyjskiego Towarzystwa Diabetologicznego.

Przegląd: Procedura polega na cewnikowaniu prawej żyły szyjnej i lewej tętnicy szyjnej w znieczuleniu ogólnym; umożliwieniu 7-dniowego okresu rekonwalescencji; połączeniu cewników z pompami za pomocą systemu obrotowego i przeciwwagi, który umożliwia zwierzęciu swobodne poruszanie się w klatce; oraz podawaniu glukozy i/lub Intralipidu (emulsji oleju sojowego, która po podaniu do środka tworzy mieszaninę około 80% nienasyconych / 20% nasyconych kwasów tłuszczowych; heparyna 9) przez 72 godziny.
1. Kanaracja prawej żyły szyjnej i lewej tętnicy szyjnej
<ol>
	<li>Sterylizuj narzędzia chirurgiczne. Rurki kanonacyjne muszą być również wysterylizowane na zimno przy użyciu płynnego środka sterylizującego (2,6% aldehydu glutarowego) przed zabiegiem. Zanurz rurkę w autoklawizowanym pojemniku na 16-24 godziny. Przed użyciem spłucz i dokładnie spłucz sterylną wodą destylowaną, aby usunąć wszelkie ślady aldehydu glutarowego.</li>
	<li>Zważ szczura, aby obliczyć dawki leku: 
	Karprofen 5 mg/kg: rozcieńczenie 1/10 = masa ciała (g) x 0,001 ml SC (przeciwbólowy) 
	Glikopironuran 0,01 mg/kg : rozcieńczenie 1/10 = m.c. (g) X 0,0012 ml SC (antycholinergiczne)</li>
	<li>Znieczulij szczura za pomocą izofluranu i tlenu.</li>
	<li>Połóż szczura na brzuchu. Ogol obszar za uszami do podstawy ramion. Połóż szczura na plecach. Ogol obszar pod szyją do przednich łap.</li>
	<li>Przygotuj miejsce operacji chlorheksydyną, alkoholem i jodem. Podawać leki.</li>
	<li>Przenieś szczura na pole operacyjne.</li>
	<li>Stosując technikę aseptyczną, kanalizuj prawą żyłę szyjną i lewą tętnicę szyjną za pomocą kaniuli PE-50 podłączonej do strzykawki o pojemności 1 ml wypełnionej 5 j. heparynizowanego soli fizjologicznej. Przepłucz kaniule 50 j. heparynizowanego roztworu soli fizjologicznej, aby uniknąć zakrzepów w okresie rekonwalescencji. Użyj igieł 23G. Zamknij każdą kaniulę za pomocą szpilki 23G.</li>
	<li>Po operacji należy przyciąć dolne siekacze o około 2,5 mm i umieścić szczura w płaszczu infuzyjnym, aby zapobiec zjedzeniu kaniuli.</li>
	<li>Dostarczyć tlen (1 l/min przez 10 min), aby pomóc w ewakuacji izofluranu.</li>
	<li>Umieść szczura w ogrzewanej klatce, aż całkowicie się obudzi.</li>
	<li>Operować czterema szczurami, aby użyć jednego na każdy warunek infuzji (Tabela 1).</li>
</ol>
2. Opieka pooperacyjna (leczenie pooperacyjne i podłączenie cewników)
<ol>
	<li>Zważ szczury w 1. i 2. dniu po operacji.</li>
	<li>Podawać glikopirolan (BW(g) x 0,00048 ml) SC dwa razy w 1. dniu po operacji i raz w 2. dniu po operacji.</li>
	<li>W razie potrzeby można zastosować dodatkowe leczenie wspomagające: płyny, poduszkę rozgrzewającą, mokrą dietę, tlenoterapię, leki przeciwbólowe, antycholinergiczne.</li>
	<li>W 7 dniu po operacji zważ szczury, aby obliczyć szybkość przepływu do infuzji.</li>
	<li>Podłącz każdego szczura do systemu infuzyjnego za pomocą linki i krętlika zamontowanych na górze kratki klatki (Rysunek 1).</li>
	<li>Przepłucz kaniule 5 j. heparynizowanej soli fizjologicznej, aby usunąć skrzepy. Ponownie przepłucz kaniule 50 j. heparynizowanej soli fizjologicznej, aby zapobiec krzepnięciu.</li>
	<li>Pozwól szczurom zaaklimatyzować się do uwięzi i obracaj się przez co najmniej 24 godziny przed rozpoczęciem infuzji.</li>
</ol>
3. Napar
<ol>
	<li>Pobrać 0,15 ml krwi z tętnicy szyjnej każdego szczura i zmierzyć glikemię. Spłucz kanule szyjne. Użyj 50 j. heparynizowanej soli fizjologicznej, aby zapobiec krzepnięciu w obu kaniulach każdego szczura.</li>
	<li>Przenieść próbkę krwi do probówki o pojemności 0,5 ml zawierającej 2% EDTA. Wirować z prędkością 10 000 obr./min przez 2 minuty i zamrażać osocze w temperaturze -20 °C.</li>
	<li>Napełnić dwie strzykawki o pojemności 60 ml dla każdego z warunków infuzji wymienionych poniżej. Umieść strzykawkę 1 w przedniej pozycji pompy, a strzykawkę 2 w tylnej pozycji pompy.</li>
	<li>Połącz każdą parę roztworów za pomocą łączników Y i wysterylizowanych węży CO-EX T22. Umieścić strzykawki na podwójnej pompie strzykawkowej Harvard 33.</li>
	<li>Zmień dno klatki i wyjmij całą żywność z górnej części grilla klatki.</li>
	<li>Zważ 150 g standardowej karmy i umieść na blacie grilla w klatce.</li>
	<li>Podłączyć strzykawki do krętlika na kratce klatki. Prawidłowo przepłukać strzykawki, aby usunąć uwięzione powietrze z przewodów.</li>
	<li>Obliczyć szybkość przepływu infuzji na podstawie masy ciała, która została pobrana przed podłączeniem szczura do systemu infuzyjnego. Dawki są obliczane za pomocą pliku programu Microsoft Excel, który przelicza szybkość infuzji glukozy () na ml/h.</li>
	<li>Ustawić pompę tak, aby podawała natężenie przepływu dla strzykawek o pojemności 60 ml zgodnie z ustawieniami producenta. Wprowadź stawkę dla strzykawki 1 (strzykawka przednia) i stawkę dla strzykawki 2 (strzykawka tylna).</li>
	<li>Uruchom pompę.</li>
</ol>
4. Monitorowanie
<ol>
	<li>Po uruchomieniu pompy należy sprawdzić, czy nie ma wycieku z krętlika lub kaniuli oraz czy przewód infuzyjny nie jest skręcony. Sprawdź również, czy w rurce nie ma pęcherzyków powietrza.</li>
	<li>Po 3 godzinach infuzji należy pobrać próbkę krwi w celu monitorowania glikemii. Powtórzyć po 6, 24, 48 i 72 godzinach infuzji. Jako środek ostrożności glikemia jest również monitorowana po 30, 34, 54 i 60 godzinach od naparu. Poziom glukozy we krwi można zmierzyć za pomocą jednej kropli krwi pełnej za pomocą przenośnego glukometru. Ogranicza to ilość krwi pobieranej podczas infuzji, a tym samym pozwala uniknąć znaczącej zmiany objętości krwi i/lub hematokrytu.</li>
	<li>Dawka dla strzykawki 1 jest modyfikowana w oparciu o wartości glikemii, aby utrzymać poziom glukozy we krwi na poziomie 220-250 mg/dl. Szybkość podawania strzykawki 2 nie zmienia się w ciągu 72 godzin infuzji, ponieważ wolne kwasy tłuszczowe są utrzymywane na poziomie 1 mmol/l.</li>
	<li>Warunki infuzji są dobierane w taki sposób, aby objętość otrzymana dla zwierząt kontrolnych była równoważna objętości otrzymanej dla zwierząt doświadczalnych (tabela 1).</li>
	<li>Po 24 godzinach od zaparzenia zmień dno klatki i zważ żywność pozostałą w kratce klatkowej. Włóż niezjedzoną porcję do kratki w klatce. Powtórz po 48 godzinach.</li>
	<li>Strzykawki należy napełniać codziennie, w razie potrzeby przez 72 godziny infuzji.</li>
	<li>Podczas infuzji należy zawsze obserwować szczura pod kątem jakichkolwiek oznak stanu zapalnego lub dyskomfortu. W razie potrzeby należy zastosować odpowiednią opiekę.</li>
</ol>
5. Eutanazja poinfuzyjna
<ol>
	<li class="jove_content">Po 72 godzinach infuzji, szczury są znieczulane dożylnie 0,5 ml koktajlu ketamina/ksylazyna (182 mg/kg ketaminy i 11,6 mg/kg ksylazyny rozcieńczonej 1:2 0,9% NaCl).</li>
	<li class="jove_content">Odruch szczypania palców u nóg służy do weryfikacji poziomu znieczulenia. W razie potrzeby podaje się dodatkowy środek znieczulający.</li>
	<li class="jove_content">Gdy szczur jest znieczulony, jama brzuszna jest otwierana za pomocą nożyczek chirurgicznych. Szczur wykrwawia się, pobierając 10-15 ml krwi do strzykawki z aorty lub żyły głównej.</li>
</ol>

<ol><li>Poitout, V., Robertson, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucolipotoxicity%3A+fuel+excess+and+beta-cell+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Endocr.+Rev%22%5BJournal%5D)">Glucolipotoxicity: fuel excess and beta-cell dysfunction.</a> Endocr. Rev. 29, 351-366 (2008).</li>
<li>Poitout, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucolipotoxicity+of+the+pancreatic+beta+cell%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim.+Biophys.+Acta%22%5BJournal%5D)">Glucolipotoxicity of the pancreatic beta cell.</a> Biochim. Biophys. Acta. 1801, 289-298 (2010).</li>
<li>Unger, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minireview%3A+weapons+of+lean+body+mass+destruction%3A+the+role+of+ectopic+lipids+in+the+metabolic+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Minireview: weapons of lean body mass destruction: the role of ectopic lipids in the metabolic syndrome.</a> Endocrinology. 144, 5159-5165 (2003).</li>
<li>Harmon, J. S., Gleason, C. E., Tanaka, Y., Poitout, V., Robertson, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antecedent+hyperglycemia%2C+not+hyperlipidemia%2C+is+associated+with+increased+islet+triacylglycerol+content+and+decreased+insulin+gene+mRNA+level+in+Zucker+diabetic+fatty+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Antecedent hyperglycemia, not hyperlipidemia, is associated with increased islet triacylglycerol content and decreased insulin gene mRNA level in Zucker diabetic fatty rats.</a> Diabetes. 50, 2481-2486 (2001).</li>
<li>Bachar, E., Ariav, Y., Cerasi, E., Kaiser, N., Leibowitz, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+nitric+oxide+synthase+protects+the+pancreatic+beta+cell+from+glucolipotoxicity-induced+endoplasmic+reticulum+stress+and+apoptosis%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetologia%22%5BJournal%5D)">Neuronal nitric oxide synthase protects the pancreatic beta cell from glucolipotoxicity-induced endoplasmic reticulum stress and apoptosis.</a> Diabetologia. 53, 2177-2187 (2010).</li>
<li>Peyot, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beta-cell+failure+in+diet-induced+obese+mice+stratified+according+to+body+weight+gain%3A+secretory+dysfunction+and+altered+islet+lipid+metabolism+without+steatosis+or+reduced+beta-cell+mass%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Beta-cell failure in diet-induced obese mice stratified according to body weight gain: secretory dysfunction and altered islet lipid metabolism without steatosis or reduced beta-cell mass.</a> Diabetes. 59, 2178-2187 (2010).</li>
<li>Hagman, D. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclical+and+alternating+infusions+of+glucose+and+intralipid+in+rats+inhibit+insulin+gene+expression+and+Pdx-1+binding+in+islets%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Cyclical and alternating infusions of glucose and intralipid in rats inhibit insulin gene expression and Pdx-1 binding in islets.</a> Diabetes. 57, 424-431 (2008).</li>
<li>Fontes, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucolipotoxicity+age-dependently+impairs+beta+cell+function+in+rats+despite+a+marked+increase+in+beta+cell+mass%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetologia%22%5BJournal%5D)">Glucolipotoxicity age-dependently impairs beta cell function in rats despite a marked increase in beta cell mass.</a> Diabetologia. 53, 2369-2379 (2010).</li>
<li>Stein, D. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Essentiality+of+circulating+fatty+acids+for+glucose-stimulated+insulin+secretion+in+the+fasted+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Essentiality of circulating fatty acids for glucose-stimulated insulin secretion in the fasted rat.</a> J. Clin. Invest. 97, 2728-2735 (1996).</li>
<li>Leahy, J. L., Cooper, H. E., Weir, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+insulin+secretion+associated+with+near+normoglycemia.+Study+in+normal+rats+with+96-h+in+vivo+glucose+infusions%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Impaired insulin secretion associated with near normoglycemia. Study in normal rats with 96-h in vivo glucose infusions.</a> Diabetes. 36, 459-464 (1987).</li>
<li>Hager, S. R., Jochen, A. L., Kalkhoff, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insulin+resistance+in+normal+rats+infused+with+glucose+for+72+h%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Insulin resistance in normal rats infused with glucose for 72 h.</a> The American Journal of Physiology. 260, 353-362 (1991).</li>
<li>Laybutt, D. R., Chisholm, D. J., Kraegen, E. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Specific+adaptations+in+muscle+and+adipose+tissue+in+response+to+chronic+systemic+glucose+oversupply+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Specific adaptations in muscle and adipose tissue in response to chronic systemic glucose oversupply in rats.</a> The American Journal of Physiology. 273, E1-E9 (1997).</li>
<li>Jonas, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+glucose+stimulates+early+response+gene+c-Myc+expression+in+rat+pancreatic+beta+cells%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">High glucose stimulates early response gene c-Myc expression in rat pancreatic beta cells.</a> The Journal of Biological Chemistry. 276, 35375-35381 (2001).</li>
<li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucose-induced+beta+cell+dysfunction+in+vivo+in+rats%3A+link+between+oxidative+stress+and+endoplasmic+reticulum+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetologia%22%5BJournal%5D)">Glucose-induced beta cell dysfunction in vivo in rats: link between oxidative stress and endoplasmic reticulum stress.</a> Diabetologia. 55, 1366-1379 (2012).</li>
<li>Alonso, L. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucose+infusion+in+mice%3A+a+new+model+to+induce+beta-cell+replication%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Glucose infusion in mice: a new model to induce beta-cell replication.</a> Diabetes. 56, 1792-1801 (2007).</li>
<li>Magnan, C., Gilbert, M., Kahn, B. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+free+fatty+acid+infusion+in+rats+results+in+insulin+resistance+but+no+alteration+in+insulin-responsive+glucose+transporter+levels+in+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Lipids%22%5BJournal%5D)">Chronic free fatty acid infusion in rats results in insulin resistance but no alteration in insulin-responsive glucose transporter levels in skeletal muscle.</a> Lipids. 31, 1141-1149 (1996).</li>
<li>Goh, T. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lipid-induced+beta-cell+dysfunction+in+vivo+in+models+of+progressive+beta-cell+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Endocrinol.+Metab%22%5BJournal%5D)">Lipid-induced beta-cell dysfunction in vivo in models of progressive beta-cell failure.</a> Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 292, 549-560 (2007).</li>
<li>Pascoe, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Free+fatty+acids+block+glucose-induced+beta-cell+proliferation+in+mice+by+inducing+cell+cycle+inhibitors+p16+and+p18%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Free fatty acids block glucose-induced beta-cell proliferation in mice by inducing cell cycle inhibitors p16 and p18.</a> Diabetes. 61, 632-641 (2012).</li>
<li>Bell, C. G., Walley, A. J., Froguel, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+genetics+of+human+obesity%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews.+Genetics%22%5BJournal%5D)">The genetics of human obesity.</a> Nature Reviews. Genetics. 6, 221-234 (2005).</li>
<li>Fontes, G., Hagman, D. K., Latour, M. G., Semache, M., Poitout, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lack+of+preservation+of+insulin+gene+expression+by+a+glucagon-like+peptide+1+agonist+or+a+dipeptidyl+peptidase+4+inhibitor+in+an+in+vivo+model+of+glucolipotoxicity%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes+Res.+Clin.+Pract%22%5BJournal%5D)">Lack of preservation of insulin gene expression by a glucagon-like peptide 1 agonist or a dipeptidyl peptidase 4 inhibitor in an in vivo model of glucolipotoxicity.</a> Diabetes Res. Clin. Pract. 87, 322-328 (2010).</li>
<li>Crawford, P. A., Schaffer, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolic+stress+in+the+myocardium%3A+Adaptations+of+gene+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+and+Cellular+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Metabolic stress in the myocardium: Adaptations of gene expression.</a> Journal of Molecular and Cellular Cardiology. , (2012).</li>
<li>Kewalramani, G., Bilan, P. J., Klip, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Muscle+insulin+resistance%3A+assault+by+lipids%2C+cytokines+and+local+macrophages%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Clin.+Nutr.+Metab+Care%22%5BJournal%5D)">Muscle insulin resistance: assault by lipids, cytokines and local macrophages.</a> Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab Care. 13, 382-390 (2010).</li>
<li>Cusi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+obesity+and+lipotoxicity+in+the+development+of+nonalcoholic+steatohepatitis%3A+pathophysiology+and+clinical+implications%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Role of obesity and lipotoxicity in the development of nonalcoholic steatohepatitis: pathophysiology and clinical implications.</a> Gastroenterology. 142, 711-725 (2012).</li>
</ol>

Vincent Poitout jest współzałożycielem i otrzymał kontrakty badawcze od Bêtagenex Inc., organizacji zajmującej się badaniami na zlecenie, która oferuje model infuzji przedstawiony w tym artykule jako usługę komercyjną.

Chociaż w wielu wcześniejszych badaniach stosowano przewlekłe wlewy glukozy (np. 10-15) lub lipidów (np. 16,17) u gryzoni, według naszej wiedzy łączny napar obu paliw odnotowano tylko u myszy 18. Przedstawiony tutaj model przewlekłej infuzji oferuje kilka korzyści w badaniu wpływu nadmiaru składników odżywczych na różne funkcje biologiczne u szczurów. Po pierwsze, nie obejmuje gryzoni genetycznie otyłych, a ponieważ powszechna otyłość u ludzi jest poligeniczna...

Zaproponowano, że chronicznie podwyższony poziom glukozy i lipidów w krążeniu przyczynia się do patogenezy cukrzycy typu 2 poprzez zmianę funkcji kilku narządów zaangażowanych w utrzymanie homeostazy glukozy, w tym, ale nie tylko, komórki beta trzustki (omówione w 1). Hipoteza glukotoksyczności zakłada, że przewlekła hiperglikemia pogłębia defekt komórek beta, który w pierwszej kolejności doprowadził do hiperglikemii, tworząc w ten sposób błędne koło i przyczyniając się do pogorszenia kontroli glikemii u pacjentów z cukrzycą typu 2. Podobnie hipoteza glukoliotoksyczności sugeruje, że jednoczesne podwyższenie poziomu glukozy i lipidów, często obserwowane w cukrzycy typu 2, jest szkodliwe dla komórki beta.
	Rozszyfrowanie komórkowych i molekularnych mechanizmów szkodliwego wpływu przewlekle podwyższonego poziomu składników odżywczych na funkcjonowanie komórek beta trzustki jest kluczem do zrozumienia patogenezy cukrzycy typu 2 1. W tym celu w wielu badaniach analizowano mechanizmy przewlekłego nadmiaru składników odżywczych ex vivo w izolowanych wyspach Langerhansa lub in vitro w klonalnych liniach komórkowych wydzielających insulinę. Jednak przełożenie wyników uzyskanych w tych systemach modelowych na cały organizm jest złożone, w szczególności dlatego, że stężenia kwasów tłuszczowych stosowanych w hodowanych komórkach lub wyspach trzustkowych rzadko odpowiadają poziomom krążącym w pobliżu komórek beta in vivo2. Z drugiej strony, mechanizmy niewydolności komórek beta w odpowiedzi na nadmiar składników odżywczych zostały zbadane w modelach cukrzycy u gryzoni, czego przykładem jest szczur Zucker Diabetic Fatty 3,4, myszoskoczek Psammomys obesus 5 i mysz wysokotłuszczowa karmiona dietą 6. Modele te charakteryzują się jednak wewnętrznymi nieprawidłowościami metabolicznymi i nie są łatwo podatne na manipulacje poziomem glukozy i/lub lipidów we krwi w bardziej kontrolowanym i mniej przewlekłym otoczeniu. Aby móc zmienić poziom krążących składników odżywczych w ciągu kilku dni u normalnych zwierząt, opracowaliśmy model przewlekłej infuzji u normalnych szczurów, który umożliwia nam zbadanie wpływu lipidów i glukozy, pojedynczo lub w połączeniu, na parametry fizjologiczne i funkcję 7,8.

<table><tbody><tr><td>Sól fizjologiczna 0,9%</td><td>BD</td><td>JB1324</td><td></td></tr><tr><td>Dekstroza 70%</td><td>McKesson</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Intralipid 20%</td><td>Fresenius Kabi</td><td>JB6023</td><td></td></tr><tr><td>Metrycyd (aldehyd glutarowy 2,6%)</td><td>Metrex</td><td>11-1401</td><td></td></tr><tr><td>Heparyna Sód 10 000 USP u/ml</td><td>PPC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Karprofen</td><td>Metacam</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glikopirolan</td><td>Sandoz</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>Abbott</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chlohekdydyna 2%</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Alkohol 70%</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Jod</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PE-50</td><td>BD</td><td>427411</td><td></td></tr><tr><td>CO-EX T22</td><td>Instech Solomon</td><td>BCOEX-T22</td><td></td></tr><tr><td>Złącze 22G</td><td>Instech Solomon</td><td>SC22/15</td><td></td></tr><tr><td>Krętlik 22G</td><td>Instech Solomon</td><td>375/22PS</td><td></td></tr><tr><td>Łącznik Y 22G</td><td>Instech Solomon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Przeciwwaga i ramię</td><td>Instech Solomon</td><td>CM375BP</td><td></td></tr><tr><td>23 G igły</td><td>Instech Solomon</td><td>LS23</td><td></td></tr><tr><td>23 G</td><td>Instech Solomon</td><td>SP23/12</td><td></td></tr><tr><td>Uwięzi (12 cali)</td><td>Lomir</td><td>RT12D</td><td></td></tr><tr><td>Płaszcze infuzyjne </td><td>Lomir</td><td>RJ01, RJ02, RJ03, RJ04</td><td></td></tr><tr><td>(SM-XL)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Element mocujący</td> Strzykawka <td>Lomir</td><td>RS T1</td><td></td></tr><tr><td>60 ml</td><td>BD</td><td>309653</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka 1 ml</td><td>BD</td><td>309602</td><td></td></tr></tbody></table>

model przewlekłego wlewu składników odżywczych u szczura

A Model of Chronic Nutrient Infusion in the Rat

Postuluje się, że przewlekłe narażenie na nadmierne ilości składników odżywczych wpływa na funkcjonowanie kilku narządów i tkanek oraz przyczynia się do rozwoju wielu powikłań związanych z otyłością i zespołem metabolicznym, w tym cukrzycą typu 2. Aby zbadać mechanizmy, za pomocą których nadmierny poziom glukozy i kwasów tłuszczowych wpływa na komórkę beta trzustki i wydzielanie insuliny, ustaliliśmy model przewlekłej infuzji składników odżywczych u szczurów. Zabieg polega na cewnikowaniu prawej żyły szyjnej i lewej tętnicy szyjnej w znieczuleniu ogólnym; umożliwienie 7-dniowego okresu rekonwalescencji; podłączenie cewników do pomp za pomocą systemu obrotowego i przeciwwagi, który umożliwia zwierzęciu swobodne poruszanie się w klatce; oraz podawanie glukozy i/lub intralipidu (emulsji oleju sojowego, która po podaniu heparyny tworzy mieszaninę około 80% nienasyconych/20% nasyconych kwasów tłuszczowych) przez 72 godziny. Model ten ma kilka zalet, w tym możliwość precyzyjnego modulowania docelowych poziomów krążącej glukozy i kwasów tłuszczowych; możliwość jednoczesnego podawania związków farmakologicznych; oraz stosunkowo krótkie ramy czasowe w przeciwieństwie do modeli dietetycznych. Może być wykorzystany do zbadania mechanizmów dysfunkcji wywołanej przez składniki odżywcze w różnych narządach oraz do zbadania skuteczności leków w tym kontekście.

Z serii 42 szczurów, które przeszły operację, 5 zwierząt padło w okresie pooperacyjnym, a 1 szczur padł podczas infuzji, co daje ogólną przeżywalność na poziomie 86%. Średnia masa ciała 37 szczurów, którym ostatecznie wykonano infuzję, wynosiła 608±5 g przed operacją i 588±6 g w momencie rozpoczęcia infuzji (średnia±SE; n=37; P&lt;0.0001 w teście t dla prób zależnych). Poniższe reprezentatywne wyniki uzyskano w dwóch grupach infuzyjnych: soli fizjologicznej (SAL) oraz glukozy + Intralipid (GLU+IL). Rysunki 2A </s...

Opisano protokół przewlekłych infuzji glukozy i intralipidów u szczurów. Model ten można wykorzystać do badania wpływu nadmiaru składników odżywczych na funkcjonowanie narządów i parametry fizjologiczne.

Model przewlekłego wlewu składników odżywczych u szczura

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to  affect the function of several organs and tissues and to contribute to the  ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest kaniulacja żył szyjnych i tętnic szyjnych u szczurów w celu infuzji glukozy i lipidów, co służy jako model przewlekłego nadmiaru składników odżywczych. Jest to realizowane poprzez wstępną kaniulację żyły szyjnej i tętnicy szyjnej w znieczuleniu ogólnym. Po zabiegu szczurom zapewnia się sześciodniowy okres rekonwalescencji.Następnie cewniki są podłączone do pomp infuzyjnych za pomocą linki i obrotowego złącza zamontowanego na górze klatki. Na koniec szczurowi podaje się infuzyjnie roztwory glukozy i lipidów. W efekcie można uzyskać wyniki wykazujące wpływ przewlekłego nadmiaru składników odżywczych na homeostazę glukozy.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z innymi modelami, na przykład modelami genetycznymi, jest możliwość zbadania wczesnych zmian w funkcji komórek beta w odpowiedzi na nadmiar składników odżywczych. Inną zaletą jest możliwość specyficznej modulacji poziomu glukozy oraz intralipidu lub lipidów w krążeniu. Obecnie wykorzystujemy tę technikę do badania zmian w funkcji komórek beta, lecz oczywiście może ona służyć również do analizy innych parametrów fizjologicznych, takich jak insulinooporność.Na przykład procedurę zaprezentuje Grace Ferguson, technik zdrowia zwierząt w moim laboratorium. Przed rozpoczęciem należy wysterylizować wszystkie instrumenty chirurgiczne w autoklawie co najmniej od 16 do 24 godzin przed zabiegiem. Cewniki do kaniulacji należy umieścić w 2,6% glutaraldehydzie w celu sterylizacji. Wykorzystując cztery szczury na każdy warunek infuzji, należy zważyć każdego szczura, a następnie obliczyć dawki leków przeciwbólowych i antycholinergicznych.Po znieczuleniu szczura mieszaniną od 2 do 3% izofluranu i tlenu, sprawdź poziom sedacji poprzez uciśnięcie palca u nogi. Umieść szczura na brzuchu. Wygol obszar od okolic za uszami do podstawy łopatek, następnie odwróć zwierzę na grzbiet i wygol obszar od szyi do przednich łap.Następnie trzykrotnie zdezynfekuj miejsce operacyjne za pomocą chlorheksydyny alkoholowej i jodyny, a następnie podaj karprofen i glikopironium. Przenieś szczura do strefy operacyjnej, stosując technikę aseptyczną. Używając kaniuli PE 50 przymocowanej do strzykawki o pojemności 1 ml wypełnionej 5 jednostkami soli fizjologicznej z heparyną, wprowadź kaniule do prawej żyły szyjnej i lewej tętnicy szyjnej. Aby zapobiec krzepnięciu w okresie rekonwalescencji, przemyj kaniule 50 jednostkami soli fizjologicznej z heparyną przez tępą igłę 23G, a następnie użyj drugiej igły 23G, aby zamknąć każdą kaniulę po operacji, przytnij około 2,5 mm z dołu siekaczy i umieść szczura w kamizelce infuzyjnej, aby zapobiec pogryzieniu kaniul.Aby pomóc w usunięciu izofluranu, podawaj tlen w ilości 1 l/min. Umieść szczura w ogrzewanej klatce, aż całkowicie się obudzi. W dniach pierwszym i drugim po operacji.Zważ szczury, podaj glikopironian podskórnie dwukrotnie w pierwszym dniu i raz w drugim dniu, a w razie potrzeby zastosuj dodatkowe leczenie zgodnie z protokołem tekstowym w siódmym dniu po operacji. Po zważeniu każdego szczura w celu obliczenia szybkości przepływu infuzji, połącz kaniulę żyły szyjnej za pomocą przedłużenia rurki wewnątrz sprężyny z niebieskim obrotowym złączem (swivel). Przepłucz kaniule pięcioma jednostkami soli fizjologicznej z heparyną i podłącz je do systemu wiązania (tether).Następnie podłącz szczura do systemu infuzyjnego za pomocą uwięzi i obrotowego złącza. Teraz ponownie przepłucz kaniule pięcioma jednostkami soli fizjologicznej z heparyną, aby zapobiec krzepnięciu. Przed rozpoczęciem infuzji pozwól szczurom na aklimatyzację do uwięzi i obrotowego złącza przez co najmniej 24 godziny.Zacznij od pobrania 0,15 ml krwi z tętnicy szyjnej każdego szczura i zmierz poziom glikemii. Przepłucz kaniule w żyłach szyjnych, używając 50 jednostek soli fizjologicznej z heparyną, aby zapobiec zakrzepnięciu krwi w obu kaniulach. Przenieś próbkę krwi do probówki do zbierania o pojemności 0,5 ml zawierającej 2% EDTA, a następnie wiruj przy 10 000 RBM przez dwie minuty i zamroź osocze w temperaturze -20 °C.Napełnij dwie strzykawki o pojemności 60 ml dla każdego z wymienionych tutaj warunków infuzji. Użyj konektorów Y oraz sterylnych przewodów coex T 22, aby połączyć każdą parę roztworów. Następnie umieść strzykawki w pompie strzykawkowej Harbor 33, kładąc pierwszą strzykawkę w przedniej pozycji pompy, a drugą w pozycji tylnej.Następnie należy wymienić dno klatki i usunąć całą karmę z kratki górnej klatki, a następnie zastąpić ją 150 gramami standardowej karmy. Po tym czasie podłącz strzykawki do obrotowego złącza w kratce klatki i odpowiednio je przepłucz. Aby usunąć uwięzione powietrze z przewodów, należy obliczyć szybkość infuzji w pliku Excel, który przelicza szybkość infuzji glukozy (GIR) na mililitry na godzinę w oparciu o ostatnio wyznaczoną masę ciała oraz predetermined poziomy glukozy, które mają zostać utrzymane przez cały czas trwania eksperymentu.Ustaw pompę na przepływy dla 60 strzykawek zgodnie z zaleceniami producenta, a następnie wprowadź wartość przepływu dla strzykawki pierwszej i strzykawki drugiej. Następnie uruchom pompę. Po uruchomieniu pompy sprawdź, czy nie występują wycieki z przegubu obrotowego lub kaniul oraz czy przewody infuzyjne nie są skręcone.Należy również upewnić się, że w drenach nie ma pęcherzyków powietrza. Po trzech godzinach infuzji należy pobrać małą próbkę krwi i za pomocą przenośnego glukometru zmierzyć poziom glikemii. Pobieranie niewielkich objętości zapobiegnie zmianom objętości krwi lub hematokrytu.Pobieraj kolejne próbki krwi zgodnie z tym harmonogramem. Na podstawie zmierzonych wartości glikemii modyfikuj szybkość podaży z pierwszej strzykawki, aby utrzymać poziom glukozy we krwi w przedziale od 220 do 250 milligrams per deciliter. Szybkość podaży z drugiej strzykawki pozostaje stała, aby utrzymać stężenie wolnych kwasów tłuszczowych na poziomie one milli mole per liter.Po 24 godzinach infuzji należy wymienić dno klatki i zważyć pozostałość pokarmu na kratce klatki. Część UNE należy zwrócić do klatki, na kratkę, a strzykawki uzupełniać w razie potrzeby w ciągu całych 72 godzin. Należy obserwować szczura pod kątem wszelkich oznak stanu zapalnego lub dyskomfortu i w razie potrzeby zapewnić odpowiednią opiekę.Po zakończeniu infuzji szczury mogą zostać poddane badaniom z użyciem zacisku hiperglikemicznego lub euglikemicznego hiperinsulinemicznego, a następnie uśmiercone w celu pobrania trzustki do badań histologicznych lub izolacji wyseczków. Rysunek ten przedstawia poziomy glukozy we krwi oraz kwasów tłuszczowych podczas 72-godzinnego okresu infuzji. Jak pokazano tutaj zgodnie z protokołem, poziomy glukozy są utrzymywane na poziomie od 220 do 250 mg/dL przez cały czas trwania infuzji.Gryzonie wykazują silną zdolność do kompensacji infuzji glukozy poprzez zwiększenie endogennego wydzielania insuliny. W związku z tym, w celu utrzymania poziomu glukozy we krwi w względnie stabilnym stanie, GIR musi być zwiększany w trakcie trwania infuzji. Niemniej jednak, pod koniec infuzji poziom glukozy we krwi wykazuje tendencję spadkową.Ponadto, na podstawie pomiarów masy karmy, zwierzęta otrzymujące glukozę i intralipid, które dostarczają składników odżywczych, spontanicznie ograniczają spożycie pokarmu. W przeciwieństwie do szczurów kontrolnych otrzymujących sól fizjologiczną, technika ta, po jej opanowaniu, może zostać wykonana w czasie od 30 do 40 minut na szczura, pod warunkiem prawidłowego przeprowadzenia. Dlatego po wykonaniu tej procedury zazwyczaj przeprowadzamy zaciski hiperglikemiczne lub euglikemiczne hiperinsulinemiczne, aby odpowiednio zmierzyć wydzielanie insuliny lub wrażliwość na insulinę.

a-model-of-chronic-nutrient-infusion-in-the-rat

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Model przewlekłego wlewu składników odżywczych u szczurów

Ten film pokazuje kaniulację śróddwunastnicy na modelu szczurzym. Po znieczuleniu szczura lokalizuje się dwunastnicę i tworzy się małe nakłucie. Kaniula w kształcie litery J ze ściętą końcówką jest ostrożnie wprowadzana i zabezpieczana, a nacięcie jest zamykane. Kaniulowany model szczura umożliwia infuzję dojelitową do badań immunopatologicznych.

Kaniulacja śróddwunastnicza w modelu szczurzym do badań immunopatologicznych

Ten protokół opisuje centralnie cewnikowany mysi model przedłużającej się choroby krytycznej. Łączymy metodę podwiązania jelita ślepego i nakłucia w celu wywołania sepsy z wykorzystaniem centralnej linii żylnej do podawania płynów, leków i składników odżywczych, aby naśladować warunki kliniczne człowieka.

Zastosowanie centralnej linii żylnej do podawania płynów, leków i składników odżywczych w mysim modelu choroby krytycznej

Ten protokół opisuje użycie bardzo smacznej diety stołówkowej w stylu zachodnim do modelowania przejadania się i otyłości u gryzoni. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowy zarys selekcji, przygotowania i pomiaru żywności oraz wyjaśniamy czynniki metodologiczne, które pomagają w generowaniu solidnego i powtarzalnego fenotypu.

Smaczna dieta stołówkowa w stylu zachodnim jako niezawodna metoda modelowania otyłości wywołanej dietą u gryzoni

Dostęp do długotrwałej infuzji w tętnicy krezkowej górnej (SMA) szczurów to zabieg chirurgiczny, który polega na kaniulacji bliższej gałęzi SMA. Kaniula wychodzi z rany brzusznej i jest tunelowana przez przestrzeń podskórną z powrotem do fałdu międzyłopatkowego.

Celowanie w jelito cienkie szczura: długotrwała infuzja do tętnicy krezkowej górnej

Przewlekłe zapalenie trzustki (CP) to choroba charakteryzująca się stanem zapalnym i zwłóknieniem trzustki, często związana z nieuleczalnym bólem brzucha. Ten artykuł koncentruje się na udoskonaleniu techniki generowania mysiego modelu CP poprzez infuzję dróg żółciowych z kwasem 2,4,6-trinitrobenzenosulfonowym (TNBS).

Mysi model przewlekłego zapalenia trzustki poprzez infuzję TNBS z dróg żółciowych

Ten artykuł przedstawia reakcje morfometryczne i wyniki treningu według protokołu treningu interwałowego o wysokiej intensywności (HIIT) w szczurzym modelu otyłości wywołanej dietą metodą Sprague'a-Dawleya. Celem tego protokołu była maksymalizacja intensywności ćwiczeń i określenie fizjologicznych reakcji na HIIT u szczupłych i otyłych szczurów.

Przewlekły trening interwałowy o wysokiej intensywności i model otyłości wywołanej dietą w celu maksymalizacji wysiłku fizycznego i wywołania zmian fizjologicznych u szczurów

Model objadania się został ustalony u myszy korzystających z przerywanego dostępu do M&amp;M's (bardzo smacznego pokarmu składającego się z tłuszczu i cukru). Myszy z przerywanym dostępem do tego wysokotłuszczowego i bogatego w cukier pokarmu wykazywały zachowania podobne do stresu, zwiększone spożycie kalorii i preferencję dla tego pokarmu w stosunku do standardowej karmy w porównaniu z myszami z ciągłym dostępem do pokarmu lub bez niego.

Model przerywanego napadowego spożycia u myszy

Protokół ten opisuje model przeszczepu jelita na szczurach z ileostomią w celu oceny w czasie interwencji lekowej w przypadku odrzucenia przeszczepu.

Model odrzucenia przeszczepu przeszczepu jelita szczura z zewnętrzną ileostomią do oceny rokowania podłużnego

Badanie to oferuje powtarzalną i standaryzowaną metodę mająca na celu ustalenie modeli otyłych szczurów wykazujących prostą otyłość, często charakteryzującą się stłuszczeniem trzustki. Zawiera również szczegółowe protokoły pobierania próbek tkanki trzustki oraz immunohistochemii.

Opracowanie i walidacja metodologii ustalania modeli otyłych szczurów z typową stłuszczeniową trzustką

W tym artykule przedstawiono model niedokrwiennej CKD z wykorzystaniem jednostronnego IRI nerki z kontralateralną nefrektomią wykonaną dzień przed pobraniem próbki; protokół ten umożliwia ocenę funkcjonalną opartą na surowicy, wysoką przeżywalność oraz powtarzalną patologię PREWKinek w ciągu 28 i 42 dni, zapewniając wszechstronną platformę do badań mechanistycznych i interwencyjnych.

Model myszy przejścia z ostrej do przewlekłej choroby nerek wywołanego niedokrwieniem nerek lub uszkodzeniem reperfuzyjnym

Poznaj model przewlekłego wlewu glukozy i lipidów u szczura do badania nadmiaru składników odżywczych. Ta metoda pozwala ocenić zmiany w homeostazie glukozy i funkcji komórek beta.

Model przewlekłego wlewu składników odżywczych u szczura

Przeglądaj więcej filmów