Model przewlekłego wlewu składników odżywczych u szczura

Opisano protokół przewlekłych infuzji glukozy i intralipidów u szczurów. Model ten można wykorzystać do badania wpływu nadmiaru składników odżywczych na funkcjonowanie narządów i parametry fizjologiczne.

Ogólnym celem tej procedury jest cewnikowanie żył szyjnych i tętnic szyjnych szczurów w celu podania glukozy i lipidów jako modelu przewlekłego nadmiaru składników odżywczych. Osiąga się to poprzez pierwsze cewnikowanie żyły szyjnej i tętnicy szyjnej w znieczuleniu ogólnym. Po zabiegu szczur może dojść do siebie przez sześć dni.

Następnie cewniki są podłączane do pomp infuzyjnych za pomocą linki i krętlika zamontowanego na górze klatki. Na koniec szczurowi podaje się roztwory glukozy i lipidów. Ostatecznie można uzyskać wyniki, które pokazują wpływ przewlekłego nadmiaru składników odżywczych na homeostazę glukozy.

Główną przewagą tej techniki nad innymi modelami, takimi jak na przykład modele genetyczne, jest to, że można badać wczesne zmiany w funkcji komórek beta w odpowiedzi na nadmiar składników odżywczych. Inną zaletą jest to, że można specyficznie modulować poziom glukozy i intralipidów lub lipidów w krążeniu. Teraz używamy tej techniki do badania zmian w funkcjonowaniu komórek beta, ale oczywiście można ją wykorzystać do przyjrzenia się innym parametrom fizjologicznym, takim jak insulinooporność.

Na przykład procedurę zademonstruje Grace Ferguson, technik zdrowia zwierząt w moim laboratorium, Przed rozpoczęciem wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne w autoklawie co najmniej 16 do 24 godzin przed zabiegiem. Umieść rurkę kaniulacji w 2.6% aldehydzie pośladkowym w celu sterylizacji. Używając czterech szczurów na warunki infuzji, zważ każdego szczura, a następnie oblicz dawki leków przeciwbólowych i antycholinergicznych.

Po znieczuleniu szczura dwoma do 3% izo, fluorem i tlenem, sprawdź poziom sedacji za pomocą palca u nogi. Uszczypnij i połóż szczura na brzuchu. Ogol obszar za uszami do podstawy ramion, a następnie obróć zwierzę na plecy i ogol obszar pod szyją do przednich łap.

Następnie należy trzykrotnie zdezynfekować miejsce operacyjne alkoholem chlorheksydynowym i jodem, a następnie podać karprofen i glikopirolan. Przenieś szczura na obszar operacyjny, a następnie techniką aseptyczną. Za pomocą kaniuli PE 50 podłączonej do jednomililitrowej strzykawki wypełnionej pięcioma jednostkami heparynizowanej soli fizjologicznej, kanniluj prawą żyłę szyjną i lewą tętnicę szyjną Aby uniknąć krzepnięcia w okresie rekonwalescencji, przepłucz kaniule 50 jednostkami heparynizowanej soli fizjologicznej przez igłę o rozmiarze 23, a następnie użyj kolejnej szpilki o rozmiarze 23, aby zamknąć każdą kaniulę po operacji, Przytnij około 2,5 milimetra od spodu siekaczy i umieść szczura w kurtce infuzyjnej, aby zapobiec zjedzeniu kaniul.

Aby ułatwić ewakuację fluoru ISO, podawaj tlen w ilości jednego litra na minutę. Umieść szczura w ogrzewanej klatce, aż całkowicie się obudzi. W pierwszym i drugim dniu, po operacji.

Zważ szczury, podaj glikopirolan dwa razy w pierwszym dniu i raz w drugim dniu, a w razie potrzeby zapewnij dodatkowe leczenie zgodnie z protokołem tekstowym w siódmym dniu po operacji. Po zważeniu każdego szczura w celu obliczenia natężenia przepływu do infuzji, połącz kaniulę żyły szyjnej za pomocą przedłużenia rurki wewnątrz sprężyny z niebieskim krętlikiem. Przepłucz kaniule pięcioma jednostkami heparynizowanej soli fizjologicznej i podłącz je do uwięzi.

Następnie podłącz szczura do systemu infuzyjnego za pomocą linki i krętlika. Teraz ponownie przepłucz kaniule pięcioma jednostkami heparynizowanej soli fizjologicznej, aby zapobiec krzepnięciu. Pozwól szczurom przyzwyczaić się do uwięzi i obracaj się przez co najmniej 24 godziny przed rozpoczęciem infuzji w celu przeprowadzenia infuzji.

Zacznij od pobrania 0,15 mililitra krwi z tętnicy szyjnej każdego szczura i zmierz glikemię. Przepłucz kaniule szyjne i użyj 50 jednostek heparynizowanej soli fizjologicznej, aby zapobiec krzepnięciu obu kaniul. Przenieś próbkę krwi do 0,5 mililitrowej probówki zbiorczej zawierającej 2% EDTA, a następnie odwiruj w temperaturze 10 000 RBM przez dwie minuty i zamroź osocze w temperaturze minus 20 stopni Celsjusza.

Napełnij dwie 60-mililitrowe strzykawki dla każdego z wymienionych tutaj warunków infuzji. Użyj łączników y i wysterylizowanych wężyków coex T 22, aby połączyć ze sobą każdą parę roztworów. Następnie umieść strzykawki na pompie Harbor 33 do strzykawki, umieszczając strzykawkę jedną w przedniej pozycji pompy, a strzykawkę dwie w tylnej pozycji.

Następnie zmień dno klatki i wyjmij całą żywność z górnej części grilla klatki, zanim zastąpisz ją 150 gramami standardowej karmy. Następnie podłączyć strzykawki do krętlika na kratce klatki i dokładnie przepłukać strzykawki. Aby usunąć uwięzione powietrze z linii przy użyciu ostatnio określonej masy ciała, oblicz natężenie przepływu infuzji za pomocą pliku Excel, który przelicza szybkość infuzji glukozy lub na mililitry na godzinę w oparciu o z góry określone poziomy glukozy, które mają być utrzymywane przez cały eksperyment.

Ustawić pompę tak, aby podawała natężenie przepływu dla 60 strzykawek zgodnie z ustawieniami producenta i wprowadzić szybkość dla strzykawki pierwszej i strzykawki drugiej. Następnie uruchom pompę. Po uruchomieniu pompy należy sprawdzić, czy nie ma wycieku z krętlika lub kaniuli oraz czy rurka infuzyjna nie jest skręcona.

Sprawdź również, czy w wężyku nie ma pęcherzyków powietrza. Po trzech godzinach infuzji należy pobrać małą próbkę krwi i za pomocą przenośnego glukometru zmierzyć rysunek glikemii. Małe objętości zapobiegną zmianie objętości krwi i/lub hematokrytu.

Proszę pobrać dodatkowe próbki krwi zgodnie z tym harmonogramem. Na podstawie zmierzonych wartości glikemii zmodyfikuj szybkość pierwszej strzykawki, aby utrzymać poziom glukozy we krwi na poziomie od 220 do 250 miligramów na decylitr. Szybkość podawania drugiej strzykawki pozostaje stała, aby utrzymać wolne kwasy tłuszczowe na poziomie jednego milimola na litr.

Po 24 godzinach od zaparzenia zmień dno klatki i zważ żywność pozostałą w kratce klatkowej. Umieść porcję UNE z powrotem w klatce, grilluj i uzupełniaj strzykawki w razie potrzeby przez 72 godziny. Obserwuj szczura pod kątem jakichkolwiek oznak stanu zapalnego lub dyskomfortu i w razie potrzeby stosuj odpowiednią opiekę.

Pod koniec infuzji szczury mogą zostać poddane badaniom hiperglikemii lub hiperinsulinemii u glikemicznej, a następnie poddane eutanazji lub eutanazji w celu pobrania trzustki do badania histologicznego lub izolacji oka. Rysunek ten przedstawia poziom glukozy i kwasów tłuszczowych we krwi podczas 72-godzinnego okresu infuzji. Jak pokazano tutaj zgodnie z projektem, poziom glukozy utrzymuje się na poziomie około 220 do 250 miligramów na decylitr przez cały czas trwania wlewu.

Gryzonie mają dużą zdolność do kompensacji wlewu glukozy poprzez zwiększenie endogennego wydzielania insuliny. Z tego względu należy zwiększyć wartość w trakcie infuzji, aby stężenie glukozy we krwi utrzymywało się na względnie stałym poziomie. Niemniej jednak poziom glukozy we krwi ma tendencję do zmniejszania się pod koniec wlewu.

Ponadto, w oparciu o pomiary masy ciała karmy, ponieważ zwierzęta zawierające glukozę i intralipidy otrzymują kaloryczne składniki odżywcze, spontanicznie zmniejszają spożycie pokarmu. W przeciwieństwie do szczurów kontrolnych podawanych solą fizjologiczną po opanowaniu, technikę tę można wykonać w ciągu 30 do 40 minut na szczura, jeśli zostanie wykonana prawidłowo. Tak więc zgodnie z tą procedurą zwykle wykonujemy zaciski hiperglikemiczne lub hiper insulinowe z glikemią U, aby zmierzyć odpowiednio wydzielanie insuliny lub wrażliwość na insulinę.