Name: Nieinwazyjne miąższowe, naczyniowe i metaboliczne ultrasonografie wysokiej częstotliwości i fotoakustyczne obrazowanie głębokiego mózgu szczura (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-03-02T13:45:00.000+00:00
Duration: 12 min
Description: Poznaj nieinwazyjną metodę obrazowania ultrasonograficznego i fotoakustycznego mózgu szczura, umożliwiającą wizualizację głębokich struktur podkorowych i wzorców naczyniowych. Technika ta pozwala badać dynamikę przepływu krwi oraz poziom utlenowania hemoglobiny.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy nie mają żadnych podziękowań.

Niezbędne eksperymenty do opracowania protokołu zostały przeprowadzone zgodnie z krajowymi przepisami i zostały zatwierdzone przez lokalny komitet nauk etycznych (Comitato di Bioetica di Ateneo), działający w ramach instytucji Uniwersytetu w Turynie, Turyn, Włochy.
1. Przygotowanie
<ol>
	<li>znieczulenie
	<ol>
		<li>Umieść zwierzę w odpowiedniej komorze izofluranu w celu znieczulenia.</li>
		<li>Napełnij komorę mieszanką O2 i izofluranu gazu do użytku weterynaryjnego w stężeniu 2,5% w komorze gazowej o pojemności 2 l i poczekaj około 3 minuty, aż szczur zaśnie. Sprawdź efekt znieczulenia przez uszczypnięcie palca u nogi.</li>
		<li>Gdy znieczulenie zacznie działać, usuń szczura i zważ go.</li>
		<li>Rozprowadź cienką warstwę rozpuszczalnego w wodzie żelu okulistycznego na oczach zwierzęcia, aby je chronić i utrzymać fizjologiczne nawilżenie oka.</li>
		<li>Połóż szczura na blacie stacji do obrazowania ultrasonograficznego i fotoakustycznego. W celu podtrzymania efektu znieczulenia należy szybko umieścić nos w odpowiedniej masce zapewniającej stały przepływ znieczulenia (izofluran 2%-2,5% w tlenie 1 l/min).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Golenie zwierzęcia
	<ol>
		<li>Rozprowadź jednolitą warstwę kremu do usuwania owłosienia na powierzchni głowy, zwracając uwagę na pokrycie obszarów otaczających uszy i szyję. Pozostaw krem na kilka minut i delikatnie wyjmij go szpatułką. Delikatnie usuń wszystkie resztki kremu wilgotną gąbką, aby dokładnie oczyścić skórę. 
		UWAGA: Sierść zwierzęcia zatrzymuje powietrze, które negatywnie wpływa na akwizycję obrazowania na podstawie ultradźwięków, dlatego musi być koniecznie usunięta w jak największym stopniu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ułożenie zwierzęcia
	<ol>
		<li>Ułóż zwierzę w pozycji rozłożonego orła. Monitoruj parametry życiowe za pomocą odpowiednich czujników parametrów życiowych na blacie roboczym (jeśli są obecne). Oprzyj łapy na czujnikach po nałożeniu kilku kropli kremu do elektrod do użytku profesjonalnego. 
		UWAGA: Podczas znieczulenia upewnij się, że parametry życiowe mają następujące wartości: temperatura ciała szczura ≈ 37,5 °C, uderzenia serca na minutę (BPM) wahają się między 250 a 350, a częstość oddechów mieści się w zakresie 40-80 oddechów na minutę.</li>
		<li>Na koniec zapnij kończyny hipoalergicznym plastrem ze sztucznego jedwabiu. W razie potrzeby ponownie rozprowadź cienką warstwę rozpuszczalnego w wodzie żelu okulistycznego, aby chronić oczy zwierzęcia.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Akwizycja obrazu z czasowego punktu widzenia
<ol>
	<li>Ułożenie zwierzęcia
	<ol>
		<li>Trzymając zwierzę w pozycji leżącej, obrócić jego ciało lekko na bok, pod kątem nachylenia około 45° w stosunku do strzałkowej osi ciała. Użyj małych rolek gazy bawełnianej jako stojaków, aby prawidłowo ułożyć utylizację (Rysunek 2a).</li>
		<li>Podnieś głowę zwierzęcia i obróć ją lekko w jedną stronę (Rysunek 2a). Użyj bawełnianej rolki jako podstawki, utrzymując pysk dobrze włożony do maski anestezjologicznej.</li>
		<li>Nachylić blat pod kątem około 30° w stosunku do płaszczyzny poziomej.</li>
		<li>Obrócić przetwornik obrazowania pod kątem około 30° w stosunku do płaszczyzny pionowej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Akwizycja ultradźwiękowych i fotoakustycznych obrazów anatomicznych i naczyniowych
	<ol>
		<li>Włącz skanowanie obrazowe, przejdź do trybu akwizycji obrazu B i prawidłowo ustaw wszystkie parametry akwizycji obrazu, aby spełnić możliwe wymagania eksperymentu (rysunek 3a). 
		UWAGA: Ustaw częstotliwość środka nadawania tak nisko, jak to możliwe (16 MHz, rysunek 3b), aby uzyskać maksymalną możliwą głębokość penetracji dla przetwornika.</li>
		<li>Na głowę zwierzęcia nałożyć spójną warstwę (o grubości około 1 cm) hipoalergicznego, rozpuszczalnego w wodzie żelu do transmisji ultradźwięków (ryc. 2b). Przykryj głowicę przetwornika cienką warstwą tego samego żelu i umieść ją w kontakcie z warstwą na szczurze. Użyj ciepłego żelu, aby zminimalizować miejscową hipotermię. </li>
		<li>Rozpocznij akwizycję obrazu w trybie B i dostosuj położenie przetwornika w czasie rzeczywistym, identyfikując odniesienia anatomiczne i wyśrodkowując obszar zainteresowania do środkowego punktu monitora. Upewnij się, że eliminujesz pęcherzyki powietrza na dowolnym poziomie uwięzione w warstwie żelu, ponieważ negatywnie wpływają one na akwizycję.</li>
		<li>Umieść przetwornik tak, aby wyrównał go z wirtualną osią łączącą ucho z okiem (rysunek 4a), aby uzyskać optymalną ogniskową wiązki. Uzyskaj różne widoki wewnętrznej objętości mózgu, obracając się zgodnie z ruchem wskazówek zegara lub przeciwnie do ruchu wskazówek zegara (ryc. 4b i c).</li>
		<li>Na koniec zamocuj przetwornik na mechanicznym stojaku, aby stabilnie zabezpieczyć pozycję i dostroić orientację w precyzyjny sposób.</li>
		<li>Upewnij się, że obszar mózgu będący przedmiotem zainteresowania znajduje się na głębokości 10 mm w stosunku do źródła przetwornika US-LASER, aby otrzymać optymalny sygnał odpowiedzi fotoakustycznej (rysunek 5). Następnie umieść wskaźnik ogniskowania fal amerykańskich dokładnie w środku analizowanego obszaru. 
		UWAGA: Podczas badania obszarów zainteresowania należy unikać aktywacji opcji bramki oddechowej, aby przyspieszyć procedurę pozycjonowania.</li>
		<li>Wejdź w tryb kolorowego Dopplera, aby uwidocznić wewnętrzne naczynia krwionośne mózgu w bardzo czuły sposób.</li>
		<li>Po ustawieniu pozycji w odpowiedni sposób, aby uwidocznić żądane obszary, aktywuj opcję bramki oddechowej, aby uniknąć niepożądanych efektów związanych z ruchem (Rysunek 6a).</li>
		<li>Wybierz żądany parametr akwizycji ustawiony w trybie kolorowego Dopplera (rysunek 6b) i uzyskaj obrazy w tej modalności, aby rozróżnić prędkości i kierunki przepływu krwi, aż do kilku milimetrów głębokości penetracji.</li>
		<li>Wejdź w tryb Dopplera fali pulsacyjnej i uzyskaj obrazy, aby wykryć pulsację krwi w tętnicach i rozróżnić tętnice i żyły.</li>
		<li>Wejdź w tryb Power Doppler i ustaw parametry akwizycji (rysunek 7), aby przeprowadzić kwantyfikację sygnału na podstawie liczby zdarzeń rozpraszania spowodowanych ruchem strumienia, a tym samym ocenić różnice w natężeniach przepływu.</li>
		<li>Wejdź w tryb fotoakustyczny i odpowiednio doprecyzuj parametry akwizycji (Rysunek 8a), aby zebrać dane o całkowitej zawartości hemoglobiny we krwi lub stopniu natlenienia w danym obszarze. Wytwarzając wzbudzenie laserowe w całym spektrum długości fali (od 680 nm do 970 nm, ryc. 8b), można określić ilościowo absorpcję całkowitej hemoglobiny obecnej w różnych stanach chemicznych wewnątrz tkanki. Przeprowadzając zbieranie sygnałów na pojedynczych określonych długościach fal (rysunek 8c), możliwe jest wyizolowanie różnych wkładów sygnału spowodowanych absorpcją czystych związków tlenowych i deoksy</li>.
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Obrazowanie z punktu widzenia potylicznego
<ol>
	<li>Ułożenie zwierzęcia
	<ol>
		<li>Trzymając zwierzę w pozycji leżącej, opuść głowę zwierzęcia i użyj małych rolek bawełnianej gazy jako bocznych stojaków, aby prawidłowo ułożyć utylizację.</li>
		<li>Obrócić przetwornik obrazowania równolegle do płaszczyzny poprzecznej głowy zwierzęcia (rysunek 9). 
		UWAGA: W ten sposób nabycie będzie wyśrodkowane przez otwór potyliczny u podstawy czaszki. Zmieniając kąt nachylenia orientacji sondy (rysunek 9), możliwe będzie uzyskanie obrazów naczyń wewnętrznych w różnych widokach w zależności od nachylenia ustawienia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Akwizycja ultradźwiękowych i fotoakustycznych obrazów anatomicznych i naczyniowych
	<ol>
		<li>Wprowadź akwizycję obrazu w trybie B, ustaw wszystkie parametry akwizycji obrazu zgodnie z wcześniejszymi raportami (rysunek 3) i rozprowadź niezbędne warstwy żelu ultradźwiękowego na sondzie i na karku zwierzęcia.</li>
		<li>Ustaw przetwornik tak, aby pozostawał prawie poziomy, aby był skierowany wzdłuż anatomicznej osi od tyłu do przodu ciała. Skieruj go w stronę przedniej strony pyska i przechyl go lekko do przodu.</li>
		<li>Rozpocznij akwizycję obrazu w trybie B i trybie kolorowego Dopplera (rysunki 3 i 6). Dokładnie wyreguluj położenie przetwornika i usuń pęcherzyki powietrza z żelkotu, jak opisano wcześniej. Jeśli to możliwe, zamocuj przetwornik na stabilnym stojaku, aby precyzyjnie kontrolować orientację i wybrać najlepszy kąt nachylenia, aby uzyskać obrazy pożądanych obszarów anatomicznych.</li>
		<li>Wizualizacja wewnętrznych naczyń krwionośnych mózgu w trybie Power Doppler, poprzez prawidłowe ustawienie parametrów akwizycji (ryc. 7).</li>
		<li>Lokalizuj intensywnie pulsujące tętnice w trybie Dopplera fali pulsacyjnej. Odróżnij je od żył, które odwrotnie charakteryzują się niskim poziomem pulsacji przepływu krwi.</li>
		<li>Zbieraj dane o prędkościach i kierunkach przepływu krwi w trybie kolorowego Dopplera, odpowiednio dostosowując parametry akwizycji (ryc. 6).</li>
		<li>Kompletny zestaw danych do głębokiej hemodynamicznej charakterystyki mózgu, poprzez dodanie informacji chemicznych o krwi uzyskanych w wyniku akwizycji fotoakustycznej (ryc. 8). Należy to zrobić, oceniając w szczególności ilość parametrów hematycznych, takich jak procent nasyceniaO2 i całkowita zawartość hemoglobiny (HbT), które są zwykle mierzone poprzez ustawienie długości fali wzbudzenia laserowego na 750 i 850 nm (rysunek 8c).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Zakończenie pozyskiwania i usuwania zwierząt
UWAGA: Właściwie rozważ cały czas poświęcony na proces akwizycji obrazu (od kroku 1 do kroku 3), który podlega głównym ograniczeniom związanym z dawką znieczulenia zastosowaną u zwierzęcia.
<ol>
	<li>Zapisz wszystkie pozyskane dane, wyłącz impulsy laserowe, wychodząc z trybu akwizycji fotoakustycznej i zdystansuj przetwornik.</li>
	<li>Utrzymując zwierzę pod wpływem znieczulenia, zacznij je oczyszczać, delikatnie usuwając żel ochronny z oczu wilgotnym wacikiem. Użyj szpatułki i kilku ręczników papierowych, aby całkowicie usunąć żel ultradźwiękowy z głowy i pyska, a następnie wyczyść je wilgotną gąbką. Uważaj, aby nie uszkodzić delikatnej ogolonej skóry.</li>
	<li>Wyjmij plaster samoprzylepny służący do mocowania kończyn i odłącz je od czujników monitorujących parametry fizjologiczne. Szybko przenieś zwierzę z blatu akwizycji do innej klatki.</li>
	<li>Trzymaj zwierzę w małej klatce w celu odzyskania zdrowia po znieczuleniu. Należy zapewnić, aby zwierzęta nie dzieliły klatki na tym etapie, aby zapobiec agresji</li>
	<li>Umieść klatkę rekonwalescencji pod światłem podczerwonym, aby utrzymać zwierzę w cieple. Poczekaj, aż odzyska wystarczającą przytomność, aby utrzymać leżący mostek. Sprawdź ogólny stan zdrowia zwierzęcia przed przeniesieniem go do pomieszczenia hodowlanego.</li>
</ol>

<ol><li>Bestmann, S., Feredoes, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+neurostimulation+and+neuroimaging+in+cognitive+neuroscience%3A+past%2C+present%2C+and+future%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+N+Y+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">Combined neurostimulation and neuroimaging in cognitive neuroscience: past, present, and future.</a> Ann N Y Acad Sci. 1296, 11-30 (1111).</li>
<li>Kim, S. A., Jun, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In-vivo+Optical+Measurement+of+Neural+Activity+in+the+Brain%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurobio%22%5BJournal%5D)">In-vivo Optical Measurement of Neural Activity in the Brain.</a> Exp Neurobio. 22 (3), 158-166 (2013).</li>
<li>Silva, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanotechnology+approaches+to+crossing+the+blood-brain+barrier+and+drug+delivery+to%5BTitle%5D)+AND+%22the+CNS.BMC+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Nanotechnology approaches to crossing the blood-brain barrier and drug delivery to.</a> the CNS.BMC Neurosci. 9, Suppl 3. S4(2008).</li>
<li>Stemmer, N., Mehnert, J., Steinbrink, J., Wunder, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+fluorescence+imaging+in+animal+models+of+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Med+Chem%22%5BJournal%5D)">Noninvasive fluorescence imaging in animal models of stroke.</a> Curr Med Chem. 19 (28), 4786-4793 (2012).</li>
<li>Frohman, E. M., Fujimoto, J. G., Frohman, T. C., Calabresi, P. A., Cutter, G., Balcer, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+coherence+tomography%3A+a+window+into+the+mechanisms+of+multiple+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Clin+Pract+Neurol%22%5BJournal%5D)">Optical coherence tomography: a window into the mechanisms of multiple sclerosis.</a> Nat Clin Pract Neurol. 4 (12), 664-675 (2008).</li>
<li>Liao, L. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurovascular+coupling%3A+in+vivo+optical+techniques+for+functional+brain+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Biomed+Eng+Online%22%5BJournal%5D)">Neurovascular coupling: in vivo optical techniques for functional brain imaging.</a> Biomed Eng Online. , 12-38 (2013).</li>
<li>Youn, H., Hong, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+Noninvasive+Small+Animal+Molecular+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Osong+Public+Health+Res+Perspect%22%5BJournal%5D)">In vivo Noninvasive Small Animal Molecular Imaging.</a> Osong Public Health Res Perspect. 3 (1), 48-59 (2012).</li>
<li>Miyawaki, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A.Fluorescence+imaging+in+the+last+two+decades%5BTitle%5D)+AND+%22Microscopy+%28Oxf%29%22%5BJournal%5D)">A.Fluorescence imaging in the last two decades.</a> Microscopy (Oxf). 62 (1), 63-68 (1093).</li>
<li>Feldman, M. K., Katyal, S., Radiographics Blackwood, M. S. U. S. artifacts 29 (4), 1179-1189 (1148).</li>
<li>Postema, M., Gilja, O. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contrast-enhanced+and+targeted+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Gastroenterol%22%5BJournal%5D)">Contrast-enhanced and targeted ultrasound.</a> World J Gastroenterol. 17 (1), 28-41 (2011).</li>
<li>Zacharatos, H., Hassan, A. E., Qureshi, A. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravascular+ultrasound%3A+principles+and+cerebrovascular+applications%5BTitle%5D)+AND+%22AJNR+Am+J+Neuroradiol%22%5BJournal%5D)">Intravascular ultrasound: principles and cerebrovascular applications.</a> AJNR Am J Neuroradiol. 31 (4), 586-597 (2010).</li>
<li>Li, C., Wang, L. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photoacoustic+tomography+and+sensing+in+biomedicine%5BTitle%5D)+AND+%22Phys+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">Photoacoustic tomography and sensing in biomedicine.</a> Phys Med Biol. 54 (19), R59-R97 (2009).</li>
<li>Kim, C., Favazza, C., Wang, L. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+photoacoustic+tomography+of+chemicals%3A+high-resolution+functional+and+molecular+optical+imaging+at+new+depths%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Rev%22%5BJournal%5D)">In vivo photoacoustic tomography of chemicals: high-resolution functional and molecular optical imaging at new depths.</a> Chem Rev. 110 (5), 2756-2782 (2010).</li>
<li>Hu, S., Wang, L. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photoacoustic+imaging+and+characterization+of+the+microvasculature%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Opt%22%5BJournal%5D)">Photoacoustic imaging and characterization of the microvasculature.</a> J Biomed Opt. 15 (1), (2010).</li>
<li>Mallidi, S., Luke, G. P., Emelianov, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photoacoustic+imaging+in+cancer+detection%2C+diagnosis%2C+and+treatment+guidance%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Photoacoustic imaging in cancer detection, diagnosis, and treatment guidance.</a> Trends Biotechnol. 29 (5), 213-221 (2011).</li>
<li>Pysz, M. A., Gambhir, S. S., Willmann, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+imaging%3A+current+status+and+emerging+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Radiol%22%5BJournal%5D)">Molecular imaging: current status and emerging strategies.</a> Clin Radiol. 65 (7), 500-517 (2010).</li>
<li>Nie, L., Cai, X., Maslov, K., Garcia-Uribe, A., Anastasio, M. A., Wang, L. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photoacoustic+tomography+through+a+whole+adult+human+skull+with+a+photon+recycler%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Opt%22%5BJournal%5D)">Photoacoustic tomography through a whole adult human skull with a photon recycler.</a> J Biomed Opt. 17 (11), (2012).</li>
<li>Huang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aberration+correction+for+transcranial+photoacoustic+tomography+of+primates+employing+adjunct+image+data%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Opt%22%5BJournal%5D)">Aberration correction for transcranial photoacoustic tomography of primates employing adjunct image data.</a> J Biomed Opt. 17 (6), (2012).</li>
<li>Nie, L., Guo, Z., Wang, L. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photoacoustic+tomography+of+monkey+brain+using+virtual+point+ultrasonic+transducers%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Opt%22%5BJournal%5D)">Photoacoustic tomography of monkey brain using virtual point ultrasonic transducers.</a> J Biomed Opt. 16 (7), (2011).</li>
<li>Guevara, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+of+an+inflammatory+injury+in+the+newborn+rat+brain+with+photoacoustic+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+On%22%5BJournal%5D)">Imaging of an inflammatory injury in the newborn rat brain with photoacoustic tomography.</a> PLoS On. 8 (12), (2013).</li>
<li>Yao, J., Wang, L. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photoacoustic+Microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Laser+Photon+Rev%22%5BJournal%5D)">Photoacoustic Microscopy.</a> Laser Photon Rev. 7 (5), (2013).</li>
<li>Liu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+the+effects+of+norepinephrine+on+single+cerebral+microvessels+using+optical-resolution+photoacoustic+microscope%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Opt%22%5BJournal%5D)">Assessing the effects of norepinephrine on single cerebral microvessels using optical-resolution photoacoustic microscope.</a> J Biomed Opt. 18 (7), (2013).</li>
<li>Xia, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-body+ring-shaped+confocal+photoacoustic+computed+tomography+of+small+animals+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Opt%22%5BJournal%5D)">Whole-body ring-shaped confocal photoacoustic computed tomography of small animals in vivo.</a> J Biomed Opt. 17 (5), 050506(2012).</li>
<li>Sun, J., Lindvere, L., Van Raaij, M. E., Dorr, A., Stefanovic, B., Foster, F. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+cerebral+hemodynamics+using+high-frequency+micro-ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb+Protoc%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of cerebral hemodynamics using high-frequency micro-ultrasound.</a> Cold Spring Harb Protoc. (9), (2010).</li>
<li>Nasiriavanaki, M., Xia, J., Wan, H., Bauer, A. Q., Culver, J. P., Wang, L. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution+photoacoustic+tomography+of+resting-state+functional+connectivity+in+the+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">High-resolution photoacoustic tomography of resting-state functional connectivity in the mouse brain.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (1), 21-26 (2014).</li>
<li>Jao, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+photoacoustic+computed+tomography+of+mouse+brain+metabolism+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Noninvasive photoacoustic computed tomography of mouse brain metabolism in vivo.</a> Neuroimage. 64, 257-266 (2013).</li>
<li>Deng, Z., Wang, Z., Yang, X., Luo, Q., Gong, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+hemodynamics+and+oxygen+metabolism+in+acute+focal+cerebral+ischemic+rats+with+laser+speckle+imaging+and+functional+photoacoustic+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Op%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of hemodynamics and oxygen metabolism in acute focal cerebral ischemic rats with laser speckle imaging and functional photoacoustic microscopy.</a> J Biomed Op. 17 (8), 081415-081414 (2012).</li>
<li>Huang, R. B., Mocherla, S., Heslinga, M. J., Charoenphol, P., Eniola-Adefeso, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+and+cellular+interactions+of+nanoparticles+in+vascular-targeted+drug+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Membr+Biol%22%5BJournal%5D)">Dynamic and cellular interactions of nanoparticles in vascular-targeted drug delivery.</a> Mol Membr Biol. 27 (7), 312-327 (2010).</li>
<li>Saxer, T., Zumbuehl, A., Müller, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+shear+stress+for+targeted+drug+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Res%22%5BJournal%5D)">The use of shear stress for targeted drug delivery.</a> Cardiovasc Res. 99, 328-3233 (2013).</li>
<li>Zhao, Y. Z., Lu, C. T., Li, X. K., Cai, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasound-mediated+strategies+in+opening+brain+barriers+for+drug+brain+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Opin+Drug+Deliv%22%5BJournal%5D)">Ultrasound-mediated strategies in opening brain barriers for drug brain delivery.</a> Expert Opin Drug Deliv. 10, 987-1001 (2013).</li>
</ol>

Opłaty za publikację tego artykułu zostały ufundowane przez Visual Sonics.

Prezentowany protokół został zoptymalizowany w celu zapewnienia wysokiej skuteczności obrazowania mózgu u małych zwierząt. Obrazy można uzyskiwać w różnych modalnościach, precyzyjnie podążając za wskazówkami dotyczącymi parametrów akwizycji i umiejscowienia przetwornika na otworach czaszki. W szczególności najbardziej krytyczne jest ustawienie po stronie skroniowej, ponieważ US i laser muszą być wyśrodkowane tak precyzyjnie, jak to możliwe, aby prawidłowo penetrować otwór, który jest mniejszy niż potyliczny. Niemniej jednak, dzięki temu eksperymentalnemu otoczeniu, cechy hemodynamiczne związane z fizjologią, a nawet patologicznymi zawodami są dostępne i mogą być oceniane nawet w głębokich obszarach mózgu, które zwykle są trudne do scharakteryzowania.
Ponieważ pomyślne uzyskanie obrazu zależy od dokładności pozycjonowania przetwornika, zależność ta musi być dokładnie uwzględniona, ponieważ może mieć wpływ na jakość obrazowania. Na przykład niektóre interesujące struktury anatomiczne mogą nie być w pełni uwzględnione w płaszczyźnie obrazowania akwizycji, a ich identyfikacja na podstawie obrazów, które oferują tylko częściowe widzenie, może być nieoptymalna. Co więcej, akwizycja obrazowania US i PA wykonana w trybie trójwymiarowym (tryb 3D) nie byłaby kompatybilna z wcześniej opisanym ustawieniem eksperymentalnym, ponieważ wymaga od przetwornika poruszania się po predefiniowanej zautomatyzowanej ścieżce. Wreszcie, ze względu na naturalną zmienność anatomiczną, wymiary otworów czaszki mogą się znacznie różnić u zwierząt, co ma nieprzewidywalne reperkusje dla procesu nabywania. Fakt ten sprawia, że jakość obrazu zależy od cech każdej osoby. W związku z tym przy opracowywaniu protokołu doświadczalnego należy wziąć pod uwagę niemożność zastosowania tej strategii w odniesieniu do niektórych zwierząt.
W szczególności niezwykłe zainteresowanie dotyczy hemodynamiki, ze względu na jej fundamentalną rolę w określaniu biodystrybucji leków lub innych cząsteczek egzogennych po podaniu ogólnoustrojowym28-29. Implikacje aplikacyjne w dziedzinie obrazowania molekularnego są liczne, począwszy od walidacji środków kontrastowych do obrazowania puli krwi, a skończywszy na monitorowanych obrazowo badaniach dostarczania leków, wymagających otwarcia BBB wywołanego ultradźwiękami30. Wszystkie te cele badawcze z pewnością skorzystają na minimalnej inwazyjności protokołu, biorąc pod uwagę, że bez dodatkowej operacji ryzyko śmierci lub niepożądanych skutków ubocznych jest znacznie zmniejszone, a długoterminowe monitorowanie na tych samych modelach zwierzęcych jest wykonalne.
Podsumowując, przedstawiony protokół umożliwi lekarzowi sprawne obrazowanie i prawidłową interpretację topografii anatomicznej i wzoru naczyniowego prawidłowych lub patologicznych tkanek mózgowych w modelach zwierzęcych do użytku badawczego. Podczas gdy obecne metody ograniczają się głównie do tomograficznego obrazowania kory mózgowej25-27, to ustawienie daje możliwość zilustrowania kilku procesów, które wpływają na głęboką fizjologię mózgu, poprzez połączenie zalet oferowanych zarówno przez obrazowanie amerykańskie, jak i PA.

Strategie do szczegółowego opisywania cech hemodynamiki mózgu w ośrodkowym układzie nerwowym małych zwierząt są potrzebne do rozwoju neuronauki1-3. Prezentowana technika pokazuje, jak wykonać nieinwazyjne obrazowanie akustyczne i fotoakustyczne mózgu małego zwierzęcia w celu zbadania biologii, układu i funkcji naczyń krwionośnych.
Techniki obrazowania optycznego pozwalają na lokalizację zdarzeń związanych z aktywnością neuronalną2,4-5 i jednocześnie odbierają sygnały generowane przez hemoglobinę zarówno w stanie utlenionym, jak i nieutlenionym6. Jednak ze względu na absorpcję i rozpraszanie fotoniczne, czyste obrazowanie optyczne cierpi z powodu słabej rozdzielczości przestrzennej i ograniczonej głębokości penetracji tkanki7-8. Z drugiej strony, akustyka daje możliwość wykonania głębszego obrazowania z wyższą rozdzielczością przestrzenną w przestrzeni, ale jest to utrudnione przez plamki i ograniczony kontrast9-11. Łącząc cechy fotoniki z ultradźwiękami, technika fotoakustyczna poprawia zarówno możliwości obrazowe, jak i diagnostyczne pojedynczych metod12-16.
Obrazowanie fotoakustyczne mózgu ma potencjał, aby wyjaśnić wiele kwestii w neurobiologii, jednak jarmułka, która naturalnie chroni mózg, znacznie ogranicza zarówno fotoniczną, jak i ultradźwiękową penetrację tkanek17-19. Co więcej, kości sprzyjają rozpraszaniu zarówno światła, jak i dźwięku, co skutkuje utratą czułości i aberracjami obrazu17-18. W związku z tym obrazowanie ultradźwiękowe i fotoakustyczne mózgu można łatwo wykonać u noworodków przed kostnieniem20, ale głęboka anatomia i fizjologia dorosłego mózgu są wyraźnie dostępne dopiero po kraniotomii21,22. Niestety, operacja potrzebna do usunięcia czaszki jest technicznie trudna, a jej skutki mogą być szkodliwe dla niektórych celów eksperymentalnych, co utrudnia monitorowanie postępu choroby nerwowej u tego samego zwierzęcia w czasie. Dlatego wysoce pożądana jest nieinwazyjna metoda obrazowania głębokiej biologii mózgu w małych modelach zwierzęcych. W literaturze metoda recyklera fotonów17 jest opisywana jako sposób na zmniejszenie utraty telefonu i zwiększenie transmisji przez nienaruszoną czaszkę, poprawę stosunku sygnału fotoakustycznego do szumu (SNR) i kontrastu celu.
Prezentowany protokół ma na celu dostarczenie niezawodnej metody do podkorowego obrazowania akustycznego i fotoakustycznego mózgu u gryzoni wykorzystywanych do celów badawczych (szczególnie na szczurach) bez żadnej inwazyjnej operacji. Procedura opiera się na wykorzystaniu przenośnych urządzeń transdukcyjnych do obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości i fotoakustycznego. W przeciwieństwie do technologii obrazowania tomograficznego23, przenośne i kierunkowe przetworniki24 umożliwiają wybór określonych obszarów czaszki o naturalnie zmniejszonej grubości, zwanych szczelinami lub nożycami. Główne szczeliny (otwory) obecne na czaszce kręgowców są niezbędne do zlokalizowania wiązek nerwowych, naczyń lub innych struktur łączących wewnętrzne obwody mózgu z innymi częściami ciała. Główne szczeliny znajdują się w otworach kostnych o różnej wielkości, które można wykorzystać jako specyficzne przejścia dla fal ultradźwiękowych i lasera. Takie ukierunkowane obrazowanie zmniejsza efekty odbicia fal powodowane przez interfejsy kostne i zwiększa czułość poprzez zwiększenie głębokości penetracji obrazowania. W tej perspektywie przetwornik obrazowania może być ustawiony tak, aby był prostopadły do szczelin znajdujących się po skroniowej i potylicznej stronie czaszki (ryc. 1), aby maksymalnie zbiegać wiązki ultradźwięków i fotonicznych w tych obszarach. Ta orientacja zarówno poprawia jakość sygnału, jak i zmusza go do przechodzenia przez cieńszą warstwę kości w stosunku do innych orientacji czaszki. Tym samym przesyłane i odbijane fale ulegają mniejszemu stopniowi rozproszenia, co umożliwia zbieranie intensywnych sygnałów pochodzących z głębszych warstw tkankowych. W przeciwieństwie do wcześniejszych procedur, to eksperymentalne ustawienie wymaga jedynie golenia głów zwierząt, podczas gdy żadna inna operacja nie jest konieczna.
Z proponowanym protokołem, obrazowanie jest wykonywane w stosunkowo wysokiej rozdzielczości przestrzennej, odsłaniając zarówno specyficzne referencyjne struktury anatomiczne, jak i naczynia krwionośne głębiej niż obecne metody stanu techniki, podczas gdy skóra i czaszka zwierzęcia pozostają nienaruszone. Unikalne obrazy koronalne i osiowe można uzyskać, wykorzystując różne metody akwizycji obrazowania ultradźwiękowego (B, Power Doppler, Color Doppler, Pulsed Wave Mode) równolegle do obrazowania fotoakustycznego. Z tych obrazów można wydobyć rozszerzony repertuar parametrów, umożliwiając zobrazowanie anatomii miąższu i naczyń krwionośnych wraz z całym zbiorem cech wpływających na dynamikę krążenia krwi. Protokół ten może być wykorzystany do obrazowania podstawowych cech miąższu korowego w trybie ultrasonografii B o wysokiej częstotliwości, tętnic podstawnych i szyjnych wewnętrznych (odpowiednio BA i ICA) tworzących koło Willisa, tętnicę środkową mózgu (MCA) i inne szczegóły aparatu krążenia. Ponadto kwantyfikacja przepływu krwi, średnie prędkości strumienia, opis ruchu kierunkowego i dane dotyczące nasycenia tlenem mogą być zbierane z kory mózgowej do głębokich obszarów mózgu.
Ta nowa strategia ma ogromny potencjał dla różnorodnych zastosowań i zaspokaja pilną potrzebę niezawodnych procedur do obrazowania głębokich cech mózgu, które są kluczowe w różnych patologiach. Ponadto, ze względu na minimalną inwazyjność, prezentowany protokół może umożliwić przeprowadzenie niezliczonych możliwych badań obrazowych ośrodkowego układu nerwowego, szczególnie tych wymagających długotrwałego monitorowania lub obejmujących delikatne patologiczne modele zwierzęce.

<table><tbody><tr><td>Stanowisko ultrasonograficzne i fotoakustyczne wysokiej częstotliwości (system VEVO LAZR 2100)&nbsp;</td><td>FUJIFILM VisualSonics Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kompaktowy podwójny system anestezjologiczny Vevo (wersja stołowa)&nbsp; &nbsp;</td><td>FUJIFILM VisualSonics Inc.</td><td></td><td>http://www.visualsonics.com/anesthesiasystem#sthash.opODt Sht.dpuf</td></tr><tr><td>Żel do transmisji ultradźwięków (Aquasonic 100)</td><td>Parker Laboratories Inc.</td><td>01-08</td><td>http://www.parkerlabs.com/aquasonic-100.asp</td></tr><tr><td>Szczury Sprague-Dawley</td><td>Charles River Laboratories</td><td></td><td>Trzy zdrowe 6-tygodniowe szczury Sprague-Dawley zostały zakupione w Charles River Laboratories i trzymane w standardowych pomieszczeniach (12-godzinne cykle jasne-ciemne) ze standardową karmą dla gryzoni i dostępną wodą ad libitum. Dostarczone przez: http://www.criver.com/</td></tr></tbody></table>

nieinwazyjne miąższowe, naczyniowe i metaboliczne ultrasonografie wysokiej częstotliwości i fotoakustyczne obrazowanie głębokiego mózgu szczura

Non-invasive Parenchymal, Vascular and Metabolic High-frequency Ultrasound and Photoacoustic Rat Deep Brain Imaging

Fotoakustyka i ultradźwięki o wysokiej częstotliwości wyróżniają się jako potężne narzędzia do zastosowań neurobiologicznych, umożliwiające obrazowanie w wysokiej rozdzielczości ośrodkowego układu nerwowego małych zwierząt. Jednak neuroobrazowanie przezskórne i przezczaszkowe jest często dotknięte niską czułością, aberracjami obrazu i utratą rozdzielczości przestrzennej, co wymaga usunięcia skóry głowy, a nawet czaszki przed obrazowaniem. Aby sprostać temu wyzwaniu, przedstawiono nowy protokół, który pozwala uzyskać znaczący wgląd w hemodynamikę mózgu za pomocą obrazowania fotoakustycznego i ultradźwięków o wysokiej częstotliwości z nienaruszoną skórą i czaszką zwierzęcia. Zabieg polega na przejściu fal ultradźwiękowych (US) i lasera bezpośrednio przez szczeliny, które są naturalnie obecne na czaszce zwierzęcia. Poprzez zestawienie przetwornika obrazującego dokładnie w korespondencji z tymi wybranymi obszarami, w których czaszka ma zmniejszoną grubość lub jest całkowicie nieobecna, można uzyskać wysokiej jakości głębokie obrazy i zbadać wewnętrzne obszary mózgu, które zwykle są trudne do anatomicznego lub funkcjonalnego opisania bez inwazyjnego podejścia. Dzięki zastosowaniu tej eksperymentalnej procedury można zebrać istotne dane zarówno w modalnościach sonicznych, jak i optoakustycznych, umożliwiając obrazowanie anatomii miąższu i naczyń krwionośnych daleko pod powierzchnią głowy. Głębokie cechy mózgu, takie jak zwoje miąższowe i szczeliny oddzielające płaty, były wyraźnie widoczne. Ponadto zobrazowano konfigurację dużych i małych naczyń krwionośnych na głębokości kilku milimetrów i zebrano precyzyjne informacje o strumieniach krwi, prędkościach strumieni naczyniowych i stanie chemicznym hemoglobiny. Ten repertuar danych może mieć kluczowe znaczenie w kilku konkursach badawczych, począwszy od badań nad chorobami naczyń krwionośnych mózgu, a skończywszy na technikach eksperymentalnych obejmujących ogólnoustrojowe podawanie egzogennych substancji chemicznych lub innych obiektów wyposażonych w właściwości zwiększające kontrast w obrazowaniu. Podsumowując, dzięki przedstawionemu protokołowi, techniki US i PA stają się atrakcyjnym, nieinwazyjnym i konkurencyjnym sposobem obrazowania mózgu korowego i wewnętrznego, zachowując znaczny potencjał w wielu dziedzinach neurologicznych.

Obecna praca opisuje nowy protokół do wykonywania nieinwazyjnych ultradźwięków o wysokiej częstotliwości i obrazowania fotoakustycznego na mózgu szczura, aby efektywnie wizualizować głębokie obszary podkorowe i ich wzorce naczyniowe poprzez kierowanie sygnałów na otwór czaszki naturalnie występujący na zwierzęcej czaszce.

Nieinwazyjne miąższowe, naczyniowe i metaboliczne ultrasonografie wysokiej częstotliwości i fotoakustyczne obrazowanie głębokiego mózgu szczura

Photoacoustics and high frequency ultrasound stands out as powerful tools for neurobiological applications enabling high-resolution imaging on the central ...

Ogólnym celem tej procedury jest wykonanie nieinwazyjnych ultradźwięków o wysokiej częstotliwości i obrazowania fotoakustycznego mózgu szczura w celu uwidocznienia głębokich obszarów podkorowych i ich wzorców naczyniowych. Osiąga się to poprzez uprzednie przygotowanie zwierzęcia do obrazowania poprzez depilację i odpowiednie ułożenie zwierzęcia. Na stanowisku do obrazowania ultrasonograficznego i fotoakustycznego, blacie roboczym, umieszcza się przetwornik, wyrównując go z wirtualną osią, łącząc ucho z okiem w celu uzyskania optymalnej wiązki.Ogniskowanie, zwierzę jest następnie ustawiane w pozycji do uzyskania obrazu z widoku czasowego. Po uzyskaniu obrazu anatomicznego uzyskuje się obrazy naczyniowe w celu wizualizacji wewnętrznych naczyń krwionośnych mózgu, a także określenia krwiobiegu, prędkości i kierunków. Można również określić całkowitą zawartość hemoglobiny we krwi i stopień natlenienia.Zwierzę jest następnie ustawiane w celu uzyskania obrazu z widoku potylicznego, a następnie akwizycji ultradźwiękowego i fotoakustycznego obrazu anatomicznego i naczyniowego mózgu. Docelowo metoda fotoakustyczna służy do ukazywania anatomicznych obrazów mózgu i fizjologicznych parametrów naczyniowych po jego opracowaniu. Technika ta utorowała drogę naukowcom zajmującym się neuroobrazowaniem w celu zbadania struktur fizjologicznych, naczyniowych i anatomicznych.Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytanie dotyczące chorób mózgu, takich jak udar mózgu i zwyrodnienie neurologiczne, ponieważ może dostarczyć konkretnych informacji na temat funkcji neurologicznych. Na początek umieść szczura w odpowiedniej komorze fluorowej, aby go znieczulić zgodnie z opisem w protokole tekstowym. Gdy znieczulenie zacznie działać, usuń szczura i zważ go.Rozprowadź cienką warstwę rozpuszczalnego w wodzie żelu okulistycznego na oczach zwierzęcia, aby je chronić i utrzymać fizjologiczne nawilżenie oka. Następnie połóż szczura na blacie stacji ultrasonograficznej i fotoakustycznej i szybko umieść nos w odpowiedniej masce, zapewniając stały przepływ znieczulenia w celu ogolenia zwierzęcia. Rozprowadź jednolitą warstwę włosów, usuwając krem z powierzchni głowy, pokrywając obszary wokół uszu i szyi.Po pozostawieniu kremu na działanie przez kilka minut, delikatnie wyjmij go szpatułką. Delikatnie usuń wszystkie resztki kremu wilgotną gąbką, aby dokładnie oczyścić skórę. Aby ustawić szczura, ułóż zwierzę w pozycji rozłożonego orła.Oprzyj się na czujnikach parametrów życiowych na blacie roboczym po nałożeniu kilku kropli kremu do elektrod, aby monitorować parametry życiowe. Na koniec zapnij kończyny hipoalergicznym plastrem ze sztucznego jedwabiu. Następnie nałóż na głowę zwierzęcia spójną warstwę hipoalergicznego, rozpuszczalnego w wodzie żelu do transmisji ultradźwięków.Przykryj głowicę przetwornika cienką warstwą tego samego żelu i zetknij ją z warstwą na szczurze. Podnieś głowę zwierzęcia i obróć ją lekko w jedną stronę. Użyj bawełnianej rolki jako podstawki, utrzymując pysk dobrze włożony do maski anestezjologicznej.Nachylić blat pod kątem około 30 stopni w stosunku do płaszczyzny poziomej. Obrócić przetwornik obrazowania pod kątem około 30 stopni w stosunku do płaszczyzny pionowej. W celu uzyskania ultradźwiękowego i fotoakustycznego obrazu anatomicznego i naczyniowego włącz skanowanie obrazowe.Wejdź w tryb akwizycji obrazu B i prawidłowo ustaw wszystkie parametry akwizycji obrazu, aby spełnić możliwe wymagania eksperymentu. Ustaw częstotliwość środka transmisji tak nisko, jak to możliwe, aby uzyskać maksymalną głębokość penetracji dla przetwornika. Rozpocznij akwizycję obrazu w trybie B i dostosuj położenie przetwornika w czasie rzeczywistym, identyfikując odniesienia anatomiczne i wyśrodkowując obszar zainteresowania do punktu środkowego monitora.Umieść przetwornik tak, aby wyrównał go z wirtualną osią, łącząc ucho z okiem w celu uzyskania optymalnej wiązki. Ogniskowanie. Uzyskaj różne widoki wewnętrznej objętości mózgu poprzez obrót w prawo lub przeciwnie do ruchu wskazówek zegara. Upewnij się, że obszar mózgu będący przedmiotem zainteresowania znajduje się na głębokości 10 milimetrów w stosunku do źródła ultradźwiękowego przetwornika laserowego, aby otrzymać optymalny sygnał odpowiedzi fotoakustycznej.Następnie wejdź w tryb kolorowego Dopplera, aby uwidocznić wewnętrzne naczynia krwionośne mózgu w bardzo czuły sposób. Następnie wybierz żądany parametr akwizycji ustawiony w kolorze. Tryb Dopplera.Uzyskuj obrazy w tej modalności, aby rozróżnić krwioobieg, prędkości i kierunki aż do kilku milimetrów głębokości penetracji. Wejdź w tryb dopplerowski fali pulsacyjnej i uzyskaj obrazy, aby wykryć pulsację krwi w tętnicach i rozróżnić tętnice i żyły. Teraz wejdź w tryb dopplerowski mocy i ustaw parametry akwizycji, aby przeprowadzić kwantyfikację sygnału na podstawie liczby zdarzeń rozpraszania spowodowanych ruchem strumienia w celu oceny różnic w natężeniach przepływu.Następnie wejdź w tryb fotoakustyczny i odpowiednio doprecyzuj parametry akwizycji, aby zebrać dane o całkowitej zawartości hemoglobiny we krwi lub stopniu natlenienia w danym obszarze Wytwarzając wzbudzenie laserowe w całym spektrum długości fali, absorpcję całkowitej hemoglobiny obecnej w różnych stanach chemicznych wewnątrz tkanki można określić ilościowo, aby zobrazować z potylicznego punktu widzenia. Trzymaj zwierzę w pozycji leżącej, opuść głowę zwierzęcia i użyj małych rolek bawełnianej gazy jako bocznych stojaków, aby prawidłowo ustawić pozycję zwierzęcia. Obróć przetwornik obrazowania równolegle do płaszczyzny poprzecznej głowy zwierzęcia w celu ultradźwiękowej i fotoakustycznej akwizycji obrazu anatomicznego i naczyniowego.Wejdź w tryb akwizycji obrazu B i ustaw wszystkie parametry akwizycji obrazu. Tak jak poprzednio, rozprowadź niezbędne warstwy żelu ultradźwiękowego na sondzie i na pielu zwierzęcia. Wizualizuj wewnętrzne naczynia krwionośne mózgu w trybie dopplerowskim poprzez odpowiednie ustawienie parametrów akwizycji.Lokalizuj intensywnie pulsujące tętnice w trybie Dopplera fali pulsacyjnej. Zbieraj dane o prędkościach i kierunkach krwiobiegu w trybie kolorowego dopplera, odpowiednio dostosowując parametry akwizycji. Po zapisaniu wszystkich pozyskanych danych wyłącz impulsy lasera, wychodząc z trybu akwizycji fotoakustycznej i zdystansuj przetwornik, utrzymując zwierzę pod wpływem efektu znieczulenia.Zacznij go czyścić, delikatnie usuwając żel ochronny z oczu za pomocą mokrego bawełnianego wacika, użyj szpatułki i kilku ręczników papierowych, aby całkowicie usunąć żel ultradźwiękowy z głowy i pyska. Następnie wyczyść je wilgotną gąbką. Uważaj, aby nie uszkodzić delikatnej ogolonej skóry.Wyjmij plaster samoprzylepny służący do mocowania kończyn i odłącz kończyny od czujników monitorujących parametry fizjologiczne. Szybko przenieś zwierzę z blatu do innej klatki, aby pomóc zwierzęciu w powrocie do zdrowia zgodnie z opisem w protokole tekstowym. Metoda ta pozwala na głębokie obrazowanie zarówno specyficznych anatomicznych struktur odniesienia, jak i naczyń krwionośnych w stosunkowo wysokiej rozdzielczości przestrzennej.Pokazano tutaj rozdzielone obrazy środkowej tętnicy mózgowej lub MCA, która powstaje z tętnicy szyjnej wewnętrznej lub ICA, a następnie dzieli się na dwie lub więcej gałęzi, które ostatecznie otaczają płaty korowe. Obrazowanie akustyczne oparte na Dopplerze ujawnia małe gałęzie, podczas gdy kierunkowe informacje o prądzie krwi są dostępne z akwizycją kolorowego Dopplera. Cecha tętnicy MCA jest potwierdzona techniką ultradźwiękową fali pulsacyjnej.Pokazano tutaj akwizycję w trybie fali pulsacyjnej przez otwór skroniowy w celu indywiduacji odniesień naczyniowych. Sygnał fotoakustyczny zawartej hemoglobiny w krążących krwinkach czerwonych może być wykrywany i analizowany w celu zebrania danych o jej molekularnym stanie oksydacyjnym i obliczenia nasycenia krwi tlenem. Hematyczna zawartość tlenu może być skorelowana z danymi sonicznymi w celu potwierdzenia rozróżnienia krwi tętniczej od krwi żylnej.Tkankę miąższową mózgu zarejestrowano również za pomocą modalności fotoakustycznej w projekcji potylicznej, aby pokazać charakterystykę naczyniową na wykresie spektralnym. Dzięki temu spektrum możliwe jest rozróżnienie sygnału pochodzącego z naczyń tętniczych i żylnych. Główną przewagą tej techniki nad istniejącą metodą jest to, że anatomię mózgu i związane z nią zachowanie naczyń krwionośnych można badać w trybie obrazowania fotograficznego bez blizny czaszki nastroju.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak rejestrować właściwości mózgu w miąższu i naczyniach krwionośnych oraz jak nagrywać tlen w czasie rzeczywistym. Zmienia się poziom hemoglobiny w tkance mózgowej.

non-invasive-parenchymal-vascular-metabolic-high-frequency-ultrasound

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Wywoływanie przerwania bariery krew-mózg (BBB) za pomocą skupionego ultradźwięku z wykorzystaniem mikropęcherzyków jest obiecującą techniką nieinwazyjnego, celowanego dostarczania leków do mózgu1-3. Niniejszy protokół opisuje procedurę eksperymentalną dla transkranialnego przerwania BBB pod kontrolą MRI w modelu szczura.

Przełamywanie bariery krew-mózg pod kontrolą MRI z użyciem przezczaszkowego ultradźwiękowego ogniskowania w modelu szczura

Źródło: Giustetto, P., et. al., Nieinwazyjne miąższowe, naczyniowe i metaboliczne ultrasonografie o wysokiej częstotliwości oraz fotoakustyczne obrazowanie głębokiego mózgu szczura. J. Vis. Exp. (2015)W tym filmie pokazujemy zastosowanie ultradźwięków o wysokiej częstotliwości i obrazowania fotoakustycznego do badania układu naczyniowego i zawartości hemoglobiny w mózgu szczura. Metoda ta zapewnia szczegółowy wgląd w perfuzję mózgową i natlenienie krwi, umożliwiając nieinwazyjną analizę...

Nieinwazyjne ultrasonografie wysokiej częstotliwości i obrazowanie dopplerowskie hemodynamiki mózgu szczura

Źródło: Kalva, S. K.,  i wsp., Pulsacyjna tomografia fotoakustyczna oparta na diodach laserowych do monitorowania wymywania i wypłukiwania barwnika w unaczynieniu kory mózgowej szczura. J. Vis. Exp. (2019)Ten film przedstawia procedurę wykorzystania obrazowania fotoakustycznego do obserwacji zmian w naczyniach korowych znieczulonego szczura. Proces obejmuje obrazowanie bazowe, wstrzykiwanie barwnika oraz analizę wchłaniania i klirensu barwnika podczas wymywania i wymowywania.

Fotoakustyczne monitorowanie ruchu barwnika w korowych naczyniach krwionośnych

Źródło: Upputuri, P. K., et al. Wysokowydajny, kompaktowy system tomografii fotoakustycznej do obrazowania mózgu In Vivo. J. Vis. Exp. (2017)Ten film przedstawia protokół nieinwazyjnego obrazowania mózgu szczura in vivo za pomocą tomografii fotoakustycznej, prezentując przygotowanie, konfigurację systemu obrazowania i pozyskiwanie danych w celu rekonstrukcji obrazów mózgu 2D w celu wizualizacji struktur naczyniowych i zdrowia nerwowo-naczyniowego.

Obrazowanie in vivo mózgu szczura za pomocą tomografii fotoakustycznej

Pokazano kompaktowy system tomografii fotoakustycznej oparty na diodach impulsowych (PLD-PAT) do szybkiego obrazowania mózgu in vivo u małych zwierząt.

Wysokowydajny, kompaktowy system tomografii fotoakustycznej do obrazowania in vivo mózgu małych zwierząt

Kompaktowy system stacjonarnej tomografii fotoakustycznej oparty na pulsacyjnych diodach laserowych (PLD-PAT) jest demonstrowany do szybkiego dynamicznego obrazowania in vivo naczyń korowych małych zwierząt.

Pulsacyjna tomografia fotoakustyczna oparta na diodach laserowych do monitorowania wymywania i wymywania barwnika w uczynieniu kory mózgowej szczura

Bariera krew-mózg (BBB) może być tymczasowo przerwana za pomocą skoncentrowanych ultradźwięków za pośrednictwem mikropęcherzyków (FUS). W tym miejscu opisujemy krok po kroku protokół wysokoprzepustowego otwierania BBB in vivo przy użyciu modułowego systemu FUS dostępnego dla ekspertów niebędących ekspertami w dziedzinie ultrasonografii.

Wysokoprzepustowy, sterowany obrazem stereotaktyczny neuronawigacja i skoncentrowany system ultrasonograficzny do otwierania bariery krew-mózg u gryzoni

Ta praca demonstruje wykorzystanie multimodalnej platformy obrazowania opartej na ultradźwiękach do nieinwazyjnego obrazowania udaru niedokrwiennego. System ten pozwala na ilościowe określenie natlenienia krwi za pomocą obrazowania fotoakustycznego i upośledzonej perfuzji w mózgu za pomocą angiografii akustycznej.

Zintegrowana tomografia fotoakustyczna, ultrasonograficzna i angiograficzna (PAUSAT) do nieinwazyjnego obrazowania całego mózgu udaru niedokrwiennego

To badanie opisuje połączone obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI) i protokół ultradźwięków o niskiej intensywności (FUS), wykorzystujący żywe szczury z cewnikowaniem żyły szyjnej do monitorowania otwarcia bariery krew-mózg (BBB).

Monitorowanie otwarcia bariery krew-mózg u szczurów za pomocą przedklinicznego systemu ultrasonograficznego

Tutaj opisujemy protokół mikroskopii lokalizacji ultradźwięków (ULM), który osiąga rozdzielczość przestrzenną 12,5 μm do obrazowania mikrokrążenia mózgu u szczurów. Umożliwia szczegółową wizualizację kierunku i prędkości przepływu krwi, oferując potężne narzędzie do zaawansowanych badań nad krążeniem mózgowym i zaburzeniami naczyniowymi.

Dwuwymiarowa wizualizacja mikrokrążenia mózgu szczura w superrozdzielczości za pomocą mikroskopii lokalizacji ultradźwiękowej

Ultrasonograficzna mikroskopia lokalizacyjna (ULM) to niedawno opracowana technika, która pozwala na niespotykany dotąd poziom rozdzielczości obrazowania mikronaczyń in vivo. W niniejszej pracy szczegółowo opisujemy, jak uzyskać superrozdzielcze obrazy mikronaczyniowej mikronaczyniowej mózgu u gryzoni, wykorzystując standaryzowaną funkcjonalną platformę ultradźwiękową zaprojektowaną do badań przedklinicznych.

Mikroskopia lokalizacyjna ultrasonograficzna do superrozdzielczego mapowania mikronaczynia mózgu gryzoni

Poznaj nieinwazyjną metodę obrazowania ultrasonograficznego i fotoakustycznego mózgu szczura, umożliwiającą wizualizację głębokich struktur podkorowych i wzorców naczyniowych. Technika ta pozwala badać dynamikę przepływu krwi oraz poziom utlenowania hemoglobiny.

Nieinwazyjne miąższowe, naczyniowe i metaboliczne ultrasonografie wysokiej częstotliwości i fotoakustyczne obrazowanie głębokiego mózgu szczura (Wideo) | JoVE Journal

Nieinwazyjne miąższowe, naczyniowe i metaboliczne ultrasonografie wysokiej częstotliwości i fotoakustyczne obrazowanie głębokiego mózgu szczura

Przeglądaj więcej filmów