Name: Metody badania regulacyjnej roli małych RNA i rybosomalnego zajmowania Plasmodium falciparum (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-12-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 22 s
Description: Poznaj metody badania regulacyjnej roli małych RNA i rybosomalnego zajmowania Plasmodium falciparum. Technika umożliwia izolację całkowitego i małego RNA w jednej próbce oraz profilowanie polisomów.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Te badania były finansowane przez Doris Duke Charitable Foundation, Burroughs Wellcome Fund, NIH R21DK080994, fundusz projektów pilotażowych Duke'a Chancellora, Roche Foundation for Anemia Research oraz Fundację Billa i Melindy Gatesów. G.L. jest wspierany przez Duke's UPGG i NIH (Grant # 5R01AI090141-03), a K.A.W. przez NSF Graduate Research Fellowship Program.

1: Izolacja małych rozmiarów RNA z P. falciparum podczas IDC
<ol>
	<li>Pozyskaj pasożyty malarii w kulturze bezpłciowej29. 
	UWAGA: Wymagana wielkość kultury będzie się różnić w zależności od pożądanego zastosowania; jednak 10 ml hodowli przy 3-5% parazytemii i 5% hematokrycie zapewnia wystarczającą ilość RNA do PCR W CZASIE RZECZYWISTYM (RT-PCR). Technika ta została początkowo zoptymalizowana pod kątem kultur asynchronicznych, ale gdy pożądane są określone punkty czasowe podczas cyklu infekcji, pasożyty w stadium pierścieniowym mogą być synchronizowane przez synchronizację sorbitolu nie później niż 10-12 godzin po inwazji. Synchronizację należy powtórzyć po jednym cyklu (około 48 godzin)29 .</li>
	<li>Połącz zainfekowane komórki razem (~5 x 109 erytrocytów przy 3-5% parazytemii) i napełnij zimny PBS do górnej części probówki i odwiruj przy 800 x g przez 5 minut bez przerwy, aby osadzać czerwone krwinki.</li>
	<li>Po odwirowaniu ostrożnie usunąć supernatant za pomocą pipety zasysającej, podłączonej do próżni, ponieważ osad erytrocytarny jest łatwy do usunięcia. Umyj granulkę jeszcze raz zimnym 1x PBS.</li>
	<li>Zawiesić osad komórkowy w zimnej 0,15% saponinie (w 1x PBS) i umieścić na lodzie na 30 minut.</li>
	<li>Odwirować komórki w temperaturze 1 500 x g przez 12 minut w temperaturze 4 °C, usunąć supernatant (który będzie miał ciemnoczerwony kolor) i ponownie zawiesić osad w zimnym PBS. Powtórz ten krok jeszcze raz. 
	UWAGA: W celu upewnienia się, że obecne mikroRNA odzwierciedlały mikroRNA w pasożytach, a nie zanieczyszczenie erytrocytarne, przetestowano szereg warunków izolacji pasożytów: 1) liza saponin, 2) liza saponin połączona z traktowaniem RNazy miRNA komórek gospodarza i 3) leczenie metylo-beta-cyklodekstryną w celu usunięcia pasożyta z erytrocytów gospodarza. Wszystkie zabiegi dały podobne efekty.</li>
	<li>Poddać lizie wyizolowany osad pasożyta przy użyciu zalecanych 600 μl buforu do lizy. Ta objętość buforu do lizy jest wystarczająca dla kultur do ~30 ml przy 2% hematokrycie i 5% parazytemii. 
	UWAGA: W przypadku większych kultur pasożytów objętość ta może być zwiększana. Ważne jest, aby zapewnić całkowitą lizę osadu pasożyta poprzez dokładne wirowanie przez co najmniej 1 minutę. Ponadto, aby ułatwić ekstrakcję, zlizowane próbki można przenieść do probówki mikrowirówkowej o pojemności 1,7 ml.</li>
	<li>Dodać 60 μl lub 1/10 objętości buforu do lizy użytego w kroku 6 dodatku homogenatycznego (2 M octan sodu, pH 4).</li>
	<li>Próbki należy pozostawić na lodzie na 10 minut.</li>
	<li>Do każdej próbki dodać 600 μl lub objętość równą ilości buforu do lizy dodanego w kroku 6 kwaśnego choloroformu fenolowego i wirować przez 1 minutę.</li>
	<li>Oddzielić fazę wodną i organiczną, odwirowując próbki przy 10 000 x g przez 5 minut. Ten wir jest dłuższy niż sugerowany w zestawie, aby upewnić się, że cała hemoglobina/hemoina jest w fazie organicznej.</li>
	<li>Zbierz górną (wodną) warstwę i przenieś ją do świeżej probówki. Powtórz kroki 9 i 10, jeśli faza wodna ma biały lub (bardziej prawdopodobny) brązowy kolor, co sugeruje zanieczyszczenie białkami.</li>
	<li>Oznaczyć objętość powstałego supernatantu za pomocą pipety, a następnie dodać 1,25 objętości 100% etanolu (~800 μl) i wymieszać, odwracając 1,7 ml probówki mikrowirówkowej 5 razy.</li>
	<li>Przepuścić każdą próbkę przez dostarczony wkład filtrujący wiążący RNA (kilka różnych z nich jest dostępnych na rynku) przez odwirowanie przy 14 000 x g przez 1 minutę lub za pomocą kolektora próżniowego.</li>
	<li>Przemyć wkład filtra 700 μl buforu do płukania miRNA 1 za pomocą mikrowirówki, wirując z prędkością 14 000 x g przez 1 min.</li>
	<li>Umyć wkład filtra 500 μl buforu płuczącego 2/3 dwukrotnie, odwirowując przy 14 000 x g przez 1 minutę każdy.</li>
	<li>Eluować RNA za pomocą 100 μl wody DEPC, która została wstępnie podgrzana do 95 ºC, w dwóch płukaniach po 50 μl, wirując przy 14 000 x g przez 1 minutę każde. Zmierz stężenie RNA za pomocą absorbancji UV przy 260nm. 
	UWAGA: Żel RNA (akryloamid TBE-mocznik lub denaturujący żel agarozowy formaldehydowy) może być użyty do oceny rozkładu wielkości wyizolowanych RNA. 
	UWAGA: Ten RNA nadaje się do analizy za pomocą mikromacierzy, sekwencjonowania RNA, testu ochrony przed rybonukleazą.</li>
</ol>
2: Kwantyfikacja małych rozmiarów RNA z P. falciparum podczas IDC
<ol>
	<li>Oznaczyć stężenie poszczególnych próbek wyizolowanych w kroku 1 przy użyciu spektrofotometrii UV przy długości fali 260 nm.</li>
	<li>Generuj startery PCR w czasie rzeczywistym dla pożądanych gatunków RNA. W przypadku samego miRNA użyliśmy gotowych testów qPCR miRNA, podczas gdy w przypadku mRNA lub fuzji miRNA-mRNA zaprojektowaliśmy startery dla SYBR green. W przypadku fuzyjnych RNA starterem do przodu była sama sekwencja miRNA (miR-451: AAACCGTTACCATTACTGAGTT), podczas gdy odwrotnym był starter specyficzny dla genu ~100 pz za miRNA w sekwencji mRNA (PKA-R: ATCGAACATGCTGTGAACAT).</li>
	<li>Wykonaj cDNA z próbek RNA za pomocą samego startera spinki do włosów dla miRNA (użyj 20-40 ng RNA) lub losowych heksamerów dla mRNA i / lub form fuzji miRNA-mRNA (przy użyciu 1 μg RNA). Mieszać RNA i startery przez 5 minut w temperaturze 65 °C, a następnie schłodzić do temperatury pokojowej. Następnie dodaj mieszaninę odwrotnej transkryptazy (0,5 μl odwrotnej transkryptazy, 0,5 μl inhibitora RNazy, 1 μl dNTP (po 2,5 mM), 4 μl buforu 5x, 2 μl 0,1M DTT, 1 μl H2O).
	<ol>
		<li>Uruchom próbki na termocyklerze zdolnym do wykrywania sond SYBR green lub TaqMan. Zielony ilościowy PCR30 SYBR dla określonych genów przeprowadzono jako 3-etapowy PCR, 95 °C przez 15 sekund, najniższa temperatura wyżarzania startera minus 5 °C przez 30 sekund i 68 °C przez 30 sekund, przez 40 cykli, przy użyciu komercyjnej zielonej mieszanki wzorcowej SYBR. PCR w czasie rzeczywistym miRNA przeprowadzono jako dwuetapowy PCR, 95 °C przez 15 sekund i 60 °C przez 1 minutę, przez 40 cykli.</li>
		<li>Określ ilościowo testy za pomocą metody ΔΔCt i znormalizuj je względem GTPazy Rab (PF08_0110) lub 18S rRNA 31.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3: Wprowadzenie małych RNA do pasożytów malarii
<ol>
	<li>Osad 300 μl czerwonych krwinek na transfekcję (ostatecznie zostanie użyte 250 μl krwinek czerwonych, około 1,5 x 109 komórek) w kompletnej pożywce malarycznej przez odwirowanie przy 800 x g przez 5 minut przy hamulcu 1.</li>
	<li>Przemyć erytrocyty dwukrotnie RPMI i ponownie zamieszać w kompletnym cytomiksie (120 mM KCl; 0,15 mM CaCl2; 10 mM K2HPO4 / KH2PO4, pH 7,6; 25 mM HEPES, pH 7,6; 2 mM EGTA, pH 7,6; 5 mM MgCl2; pH dostosowane za pomocą KOH) przy 50% hematokrycie po odwirowaniu przy 800 x g przez 5 min przy hamulcu 1.</li>
	<li>Przenieś ogniwa do kuwety do elektroporacji o średnicy 0,2 cm.</li>
	<li>Dodać 10 μg lub odpowiednią ilość niestandardowych syntetycznych oligonukleotydów do kuwet i ponownie zawiesić kultury.</li>
	<li>Ustaw elektroporator na 310 V/950 μF i dostarcz impuls do każdej kuwety.</li>
	<li>Zawiesić 300 μl erytrocytów w kuwecie we wstępnie podgrzanej, kompletnej pożywce przeciwmalarycznej i umieścić je na 24-dołkowych płytkach, a następnie inkubować w temperaturze 37 °C w hermetycznym pojemniku z gazometrią malarii (3%O2, 5% CO2).</li>
	<li>Po 4 godzinach zainfekować transfekowane erytrocyty zsynchronizowanymi późnymi trofozoitami do przybliżonej końcowej parazytemii wynoszącej 1%.</li>
	<li>Dodawaj świeżo transfekowane erytrocyty co 4-6 dni do zakażonych kultur i oznaczaj % parazytemii za pomocą FACS za pomocą barwienia YoYo-1, jak wskazano w sekcji 4.</li>
</ol>
4: Określenie wpływu mikroRNA erytrocytów na wskaźnik infekcji pasożytami
<ol>
	<li>Pobrać 100 μl zawieszonej kultury za pomocą mikropipetora i umieścić w probówce do mikrowirówek o pojemności 1,7 ml. Przemyć dwukrotnie 1 ml 1x PBS i odwirować w mikrowirówce stołowej przez odwirowanie przy 800 x g przez 5 minut.</li>
	<li>Zawiesić osad w 1 ml 0,025% aldehydu glutarowego. Próbki inkubować przez 20 minut w temperaturze RT. 
	UWAGA: próbki mogą być przechowywane w tym miejscu przez kilka tygodni w temperaturze 4 °C. Następnie zainfekowane erytrocyty należy granulować przez odwirowanie przy 800 x g przez 5 minut. Przemyć dwukrotnie 1 ml 1x PBS.</li>
	<li>Zawiesić osad w 1 ml 0,015% saponiny. Inkubować w temperaturze 4 °C przez 15 minut. Erytrocyty zakażone osadem przez odwirowanie przy 800 x g przez 5 min. Przemyć dwukrotnie 1 ml 1x PBS. Powtórz.4.3. Ponownie zawiesić komórki w 1 ml 1x PBS zawierającym 1 μl (1,000X) barwnika DNA.</li>
	<li>Określ stopnie parazytemii na cytometrze przepływowym, przy wzbudzeniu 488 nM i emisji ~530 nM (FL-1).</li>
	<li>Najpierw przesuń cytometr przepływowy oparty na FSC i SSC, aby skupić się na RBC. Następnie zmierz stopnie parazytemii (zakażonych erytrocytów) w bramkowanym RBC przez fluorescencję w kanale FL-1. 
	UWAGA: pasożyty w późniejszym stadium są 10 razy bardziej fluorescencyjne niż pasożyty we wcześniejszym stadium i ~ 100 razy więcej niż niezakażone erytrocyty. Ponadto zbieranie z niską prędkością ma tendencję do zmniejszania hałasu. Wreszcie, podejście to porównano z inkorporacją 3H-hipoksantyny i barwieniem Giemsy, jak opisano wcześniej13, a wszystkie techniki dały podobne wyniki.</li>
</ol>
5: Znakowanie biotyną i elucja produktów fuzji miRNA-mRNA
<ol>
	<li>Bezpośrednio zamów niestandardowe syntetyczne oligonukleotydy RNA z destiobiotyną (Db-) kowalencyjnie połączoną z końcem 5'.</li>
	<li>Transfekować niezakażone erytrocyty miRNA sprzężonym z destiobiotyną (Db-) i niezmodyfikowanym miRNA (kontrola ujemna), jak wskazano w kroku 3.</li>
	<li>Zakażenie transfekowanych erytrocytów pasożytami P. falciparum do początkowej parazytemii 0,5% (krok 1.1).</li>
	<li>Wyodrębnij RNA pasożyta 4 dni (96 godzin) później, jak opisano powyżej w kroku 1.</li>
	<li>Inkubować 10 μg RNA pasożyta z 50 μl wypełnionymi kulkami streptawidyny, dodanymi za pomocą mikropipety i obracać na rotatorze probówek mikrowirówek przez 1 godzinę w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Granuluj kulki w 800 x g przez 30 sekund i umyj 20 mM KCl i inhibitorem 1/1,000 RNazy.</li>
	<li>Elutować RNA z kulek przez konkurencję z 2 mM biotyną i 200 μl buforem elucyjnym wychwytującym RNA (20 mM KCl, 1/1 000 inhibitora RNazy i 2 mM biotyny) w temperaturze 4 °C przez noc z rotacją.</li>
	<li>Określić stopień wzbogacenia wskazanych transkryptów P. falciparum za pomocą SYBR green qRT-PCR i wzbogacenia mikroRNA (kontrola pozytywna) za pomocą TaqMan qPCR, jak wskazano w kroku 2.</li>
</ol>
6: Separacja polisomów w celu określenia obecności rybosomów P. falciparum
<ol>
	<li>Umieścić 5 ml 15% roztworu sacharozy (400 mM octanu potasu, 25 mM HEPES-u potasu, pH 7,2, 15 mM octanu magnezu, 200 μM cykloheksymidu, 1 mM DTT, 1 mM PMSF, 40 U/ml inhibitora RNazy i 15% sacharozy) w probówce ultrawirówki SW41 (14 x 89 mm).</li>
	<li>Za pomocą strzykawki o pojemności 5 ml dodaj 5 ml 50% roztworu sacharozy (400 mM octanu potasu, 25 mM HEPES, pH 7,2, 15 mM octanu magnezu, 200 μM cykloheksymidu, 1 mM DTT, 1 mM PMSF, 40 U/ml inhibitora RNazy i 50% sacharozy) pod 15% sacharozą za pomocą długiej stalowej igły, a następnie wyjmij igłę.</li>
	<li>Uszczelnij górną część rurki gradientowej za pomocą Parafilm, powoli przechyl rurkę na bok, w stabilnej pozycji, aby zapobiec toczeniu się, tak aby leżała poziomo na blacie. Trzymaj probówkę na boku przez co najmniej 2 godziny. Czekając, zacznij od kroku 6.5.</li>
	<li>Po 2 godzinach powoli przechyl probówkę z powrotem do pozycji pionowej i przenieś probówkę do lodu, pozwalając jej ostygnąć przez co najmniej 15 minut przed załadowaniem próbki (krok 14).</li>
	<li>Zbierz wystarczającą ilość kultury krwi zakażonej zarodźcem, aby wygenerować 100-500 μg całkowitego RNA lub około 100 ml asynchronicznej hodowli przy 3-5% parazytemii. Dodać 1/10tej objętości pożywki zawierającej 10x (2 mM) cykloheksymidu (CHX) i inkubować w temperaturze 37 °C przez 10 minut.
	<ol>
		<li>Kultury osadów przez odwirowanie przy 500 x g przez 7 minut za pomocą wirówki (hamulec 1), następnie przemyć dwukrotnie w temperaturze pokojowej 1x PBS zawierający 200 μM CHX. Zawiesić kultury pasożytów w 1x PBS zawierającym 200 μM CHX i przechowywać na lodzie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Oszacuj objętość osadu RBC. Dodać bufor do lizy (400 mM octanu potasu, 25 mM HEPES-u potasu, pH 7,2, 15 mM octanu magnezu, 200 μM CHX, 1 mM DTT, 1 mM PMSF, 40 U/ml inhibitora RNazy, 1% (v/v) IGEPAL CA-630 i 0,5% (w/v) DOC) do osadu RBC do końcowej objętości 4,25 ml. Inkubować lizat w temperaturze 4 °C przez 10 minut, obracając się.</li>
	<li>Przenieść lizat do probówek do mikrowirówek, a następnie odwirować próbki w mikrowirówce przy 16 000 x g i 4 °C przez 10 minut.</li>
	<li>Przygotować poduszki sacharozy, pipetując 1,25 ml zimnego 0,5 M roztworu poduszki sacharozy (400 mM octanu potasu, 25 mM potasu HEPES, pH 7,2, 15 mM octanu magnezu, 200 μM cykloheksymidu, 1 mM DTT, 1 mM PMSF, 40 U/ml inhibitora RNazy i 0,5 M sacharozy) do probówki ultrawirówkowej SW55 (13 x 51 mm).</li>
	<li>Ostrożnie nałożyć 3,75 ml supernatantu lizatu (z kroku 7) na wierzch poduszki sacharozy za pomocą strzykawki i małej (~27) igły. Przechowuj pozostały lizat (~500 μl) w temperaturze -80 °C w celu ekstrakcji całkowitego poziomu RNA, jak wskazano w sekcji 1.</li>
	<li>Załadować próbki do wirnika ultrawirówki, wstępnie schłodzonego do temperatury 4 °C, który może pomieścić probówki o pojemności 13,2 ml. Odwirować próbki w temperaturze 366 000 x g i temperaturze 4 °C przez 146 minut.</li>
	<li>Za pomocą pipety przenieś supernatant do stożkowej probówki o pojemności 15 ml. Przechowywać supernatant w temperaturze -80 °C w celu wyizolowania RNA z wolnych (niezwiązanych przez rybosomy) RNA.</li>
	<li>Zawiesić osad rybosomu w 500 μl buforu do sporządzania zawiesiny rybosomów (400 mM octanu potasu, 25 mM HEPES, pH 7,2, 15 mM octanu magnezu, 200 μM cykloheksymidu, 1 mM DTT, 1 mM PMSF i 40 U/ml inhibitora RNazy) pipetując przez 5 min.</li>
	<li>Odwirować próbki w mikrowirówce przy 16 000 x g i temperaturze 4 °C przez 10 minut.</li>
	<li>Zachowując gradient z kroku #4 na lodzie, usuń Parafilm, a następnie ostrożnie ułóż zawiesinę rybosomu na wierzchu gradientu za pomocą strzykawki i małej (~27) igły.</li>
	<li>Załadować probówkę do wstępnie schłodzonego wirnika ultrawirówki i odwirować załadowane gradienty przy 200 000 x g i 4 °C przez 180 minut. Po zakończeniu wirowania należy przechowywać odwirowane gradienty w temperaturze 4 °C do momentu, gdy będą gotowe do załadowania do frakcjonatora.</li>
	<li>Załaduj pustą probówkę ultrawirówki do frakcjonatora gradientowego (może to być probówka używana w poprzednim przebiegu), a następnie myj wodą bez RNAse przez 5 minut z prędkością 100 x 10.</li>
	<li>Podczas prania w kroku 6.16 ustaw czułość detektora absorbancji UV. Dobra czułość początkowa wynosi 0,2, ale może być konieczne dostosowanie jej w późniejszych przebiegach w zależności od sygnału A254 (który różni się w zależności od liczby pasożytów itp.).</li>
	<li>Po ustawieniu czułości detektora ustaw sygnał linii bazowej na zero, gdy woda przepływa przez detektor.</li>
	<li>Po umyciu kolektora frakcji należy odwrócić przepływ płynu, aż przewody będą puste, a następnie wyjąć pustą probówkę ultrawirówki.</li>
	<li>Przepuścić 60% roztwór sacharozy przez frakcjonator, aż opuści on aparat igłowy.</li>
	<li>Włóż rurkę zawierającą pierwszy gradient w górnej części komory załadowczej i dokręć uszczelkę, uważając, aby nie dokręcić zbyt mocno. Następnie przekłuj igłą dno tubki.</li>
	<li>Zresetuj prędkość przepływu płynu do 12,5 x 10 (kontrolowaną za pomocą pokrętła regulacji prędkości przepływu z przodu pompy), a następnie ustaw automatyczny kolektor frakcji tak, aby zbierał 18-sekundowe frakcje (~330 μl/frakcję) w probówkach mikrowirówek.</li>
	<li>Rozpocznij przepływ 60% roztworu sacharozy.</li>
	<li>Gdy pierwsza kropla roztworu gradientowego wpadnie do probówki mikrowirówki, natychmiast rozpocznij zarówno zbieranie frakcji, jak i nagrywanie na żywo sygnału A254.</li>
	<li>Po zaobserwowaniu gwałtownego spadku sygnału A254, odpowiadającego granicy faz między 50% i 60% roztworami sacharozy, należy zatrzymać zarówno przepływ płynu, jak i zapis A254.</li>
	<li>Frakcje gradientowe należy przechowywać w temperaturze -80 °C do późniejszego wykorzystania.</li>
	<li>Odwróć przepływ płynu z prędkością 100 x 10, aż 60% roztwór sacharozy opróżni się z probówki ultrawirówki.</li>
	<li>Jeśli do frakcjonowania występują dodatkowe gradienty, wyjmij pustą probówkę ultrawirówki z komory załadowczej i uruchom ponownie od kroku 6.21. Jeżeli wszystkie próbki są kompletne, umyć aparaturę w sposób opisany w krokach 6.16 i 6.19.</li>
</ol>

<ol><li>World Health Organization. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22World+Malaria+Report%22">World Malaria Report</a>. , (2014).</li>
<li>Livincstone, F. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Malaria+and+human+polymorphisms%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Genet%22%5BJournal%5D)">Malaria and human polymorphisms.</a> Annu Rev Genet. 5, 33-64 (1971).</li>
<li>Nagel, R. L., Roth, E. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Malaria+and+red+cell+genetic+defects%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Malaria and red cell genetic defects.</a> Blood. 74, 1213-1221 (1989).</li>
<li>Aidoo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+effects+of+the+sickle+cell+gene+against+malaria+morbidity+and+mortality%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Protective effects of the sickle cell gene against malaria morbidity and mortality.</a> Lancet. 359, 1311-1312 (2002).</li>
<li>Tiffert, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+hydration+state+of+human+red+blood+cells+and+their+susceptibility+to+invasion+by+Plasmodium+falciparum%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">The hydration state of human red blood cells and their susceptibility to invasion by Plasmodium falciparum.</a> Blood. 105, 4853-4860 (2005).</li>
<li>Fairhurst, R. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abnormal+display+of+PfEMP-1+on+erythrocytes+carrying+haemoglobin+C+may+protect+against+malaria%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Abnormal display of PfEMP-1 on erythrocytes carrying haemoglobin C may protect against malaria.</a> Nature. 435, 1117-1121 (2005).</li>
<li>Cyrklaff, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemoglobins+S+and+C+interfere+with+actin+remodeling+in+Plasmodium+falciparum-infected+erythrocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Hemoglobins S and C interfere with actin remodeling in Plasmodium falciparum-infected erythrocytes.</a> Science. 334, 1283-1286 (2011).</li>
<li>Friedman, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Erythrocytic+mechanism+of+sickle+cell+resistance+to+malaria%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Erythrocytic mechanism of sickle cell resistance to malaria.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 75, 1994-1997 (1978).</li>
<li>Pasvol, G., Weatherall, D. J., Wilson, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+mechanism+for+the+protective+effect+of+haemoglobin+S+against+P.+falciparum+malaria%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Cellular mechanism for the protective effect of haemoglobin S against P. falciparum malaria.</a> Nature. 274, 701-703 (1978).</li>
<li>Lecellier, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+cellular+microRNA+mediates+antiviral+defense+in+human+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">A cellular microRNA mediates antiviral defense in human cells.</a> Science. 308, 557-560 (2005).</li>
<li>Niu, Q. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+artificial+miroRNAs+in+transgenic+Arabidopsis+thaliana+confers+virus+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+biotechnology%22%5BJournal%5D)">Expression of artificial miroRNAs in transgenic Arabidopsis thaliana confers virus resistance.</a> Nature biotechnology. 24, 1420-1428 (2006).</li>
<li>Zhao, G., Yu, D., Weiss, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MicroRNAs+in+erythropoiesis%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Hematol%22%5BJournal%5D)">MicroRNAs in erythropoiesis.</a> Curr Opin Hematol. 17, 155-162 (2010).</li>
<li>Lee, Y. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((LIN28B-mediated+expression+of+fetal+hemoglobin+and+production+of+fetal-like+erythrocytes+from+adult+human+erythroblasts+ex+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">LIN28B-mediated expression of fetal hemoglobin and production of fetal-like erythrocytes from adult human erythroblasts ex vivo.</a> Blood. 122, 1034-1041 (2013).</li>
<li>Sangokoya, C., Doss, J. F., Chi, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Iron-responsive+miR-485-3p+regulates+cellular+iron+homeostasis+by+targeting+ferroportin%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+genetics%22%5BJournal%5D)">Iron-responsive miR-485-3p regulates cellular iron homeostasis by targeting ferroportin.</a> PLoS genetics. 9, e1003408(2013).</li>
<li>Chen, S. Y., Wang, Y., Telen, M. J., Chi, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+genomic+analysis+of+erythrocyte+microRNA+expression+in+sickle+cell+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">The genomic analysis of erythrocyte microRNA expression in sickle cell diseases.</a> PLoS ONE. 3, e2360(2008).</li>
<li>Sangokoya, C., Telen, M. J., Chi, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((microRNA+miR-144+modulates+oxidative+stress+tolerance+and+associates+with+anemia+severity+in+sickle+cell+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">microRNA miR-144 modulates oxidative stress tolerance and associates with anemia severity in sickle cell disease.</a> Blood. 116, 4338-4348 (2010).</li>
<li>Deitsch, K., Driskill, C., Wellems, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transformation+of+malaria+parasites+by+the+spontaneous+uptake+and+expression+of+DNA+from+human+erythrocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+acids+research%22%5BJournal%5D)">Transformation of malaria parasites by the spontaneous uptake and expression of DNA from human erythrocytes.</a> Nucleic acids research. 29, 850-853 (2001).</li>
<li>Liang, X. H., Haritan, A., Uliel, S., Michaeli, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((trans+and+cis+splicing+in+trypanosomatids%3A+mechanism%2C+factors%2C+and+regulation%5BTitle%5D)+AND+%22Eukaryotic+cell%22%5BJournal%5D)">trans and cis splicing in trypanosomatids: mechanism, factors, and regulation.</a> Eukaryotic cell. 2, 830-840 (2003).</li>
<li>Baum, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+genetics+and+comparative+genomics+reveal+RNAi+is+not+functional+in+malaria+parasites%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+acids+research%22%5BJournal%5D)">Molecular genetics and comparative genomics reveal RNAi is not functional in malaria parasites.</a> Nucleic acids research. 37, 3788-3798 (2009).</li>
<li>Hall, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comprehensive+survey+of+the+Plasmodium+life+cycle+by+genomic%2C+transcriptomic%2C+and+proteomic+analyses%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">A comprehensive survey of the Plasmodium life cycle by genomic, transcriptomic, and proteomic analyses.</a> Science. 307, 82-86 (2005).</li>
<li>Caro, F., Ahyong, V., Betegon, M., DeRisi, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome-wide+regulatory+dynamics+of+translation+in+the+asexual+blood+stages%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Genome-wide regulatory dynamics of translation in the asexual blood stages.</a> eLife. 3, (2014).</li>
<li>Oehring, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organellar+proteomics+reveals+hundreds+of+novel+nuclear+proteins+in+the+malaria+parasite+Plasmodium+falciparum%5BTitle%5D)+AND+%22Genome+biology%22%5BJournal%5D)">Organellar proteomics reveals hundreds of novel nuclear proteins in the malaria parasite Plasmodium falciparum.</a> Genome biology. 13, R108(2012).</li>
<li>Lasonder, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+the+Plasmodium+falciparum+proteome+by+high-accuracy+mass+spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Analysis of the Plasmodium falciparum proteome by high-accuracy mass spectrometry.</a> Nature. 419, 537-542 (2002).</li>
<li>Bozdech, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+transcriptome+of+the+intraerythrocytic+developmental+cycle+of+Plasmodium+falciparum%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+biology%22%5BJournal%5D)">The transcriptome of the intraerythrocytic developmental cycle of Plasmodium falciparum.</a> PLoS biology. 1, E5(2003).</li>
<li>Gardner, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome+sequence+of+the+human+malaria+parasite+Plasmodium+falciparum%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Genome sequence of the human malaria parasite Plasmodium falciparum.</a> Nature. 419, 498-511 (2002).</li>
<li>Zhang, M., Joyce, B. R., Sullivan, W. J. Jr., Nussenzweig, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Translational+control+in+Plasmodium+and+toxoplasma+parasites%5BTitle%5D)+AND+%22Eukaryotic+cell%22%5BJournal%5D)">Translational control in Plasmodium and toxoplasma parasites.</a> Eukaryotic cell. 12, 161-167 (2013).</li>
<li>Lacsina, J. R., LaMonte, G., Nicchitta, C. V., Chi, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polysome+profiling+of+the+malaria+parasite+Plasmodium+falciparum%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+and+biochemical+parasitology%22%5BJournal%5D)">Polysome profiling of the malaria parasite Plasmodium falciparum.</a> Molecular and biochemical parasitology. 179, 42-62 (2011).</li>
<li>Bunnik, E. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polysome+profiling+reveals+translational+control+of+gene+expression+in+the+human+malaria+parasite+Plasmodium+falciparum%5BTitle%5D)+AND+%22Genome+biology%22%5BJournal%5D)">Polysome profiling reveals translational control of gene expression in the human malaria parasite Plasmodium falciparum.</a> Genome biology. 14, R128(2013).</li>
<li>LaMonte, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Translocation+of+sickle+cell+erythrocyte+microRNAs+into+Plasmodium+falciparum+inhibits+parasite+translation+and+contributes+to+malaria+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+host+%26+microbe%22%5BJournal%5D)">Translocation of sickle cell erythrocyte microRNAs into Plasmodium falciparum inhibits parasite translation and contributes to malaria resistance.</a> Cell host & microbe. 12, 187-199 (2012).</li>
<li>Lambros, C., Vanderberg, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synchronization+of+Plasmodium+falciparum+erythrocytic+stages+in+culture%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+parasitology%22%5BJournal%5D)">Synchronization of Plasmodium falciparum erythrocytic stages in culture.</a> The Journal of parasitology. 65, 418-420 (1979).</li>
<li>Bourgeois, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+three+real-time+PCR+methods+with+blood+smears+and+rapid+diagnostic+test+in+Plasmodium+sp.+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+microbiology+and+infection+%3A+the+official+publication+of+the+European+Society+of+Clinical+Microbiology+and+Infectious+Diseases%22%5BJournal%5D)">Comparison of three real-time PCR methods with blood smears and rapid diagnostic test in Plasmodium sp. infection.</a> Clinical microbiology and infection : the official publication of the European Society of Clinical Microbiology and Infectious Diseases. 16, 1305-1311 (2010).</li>
<li>Abruzzo, L. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Validation+of+oligonucleotide+microarray+data+using+microfluidic+low-density+arrays%3A+a+new+statistical+method+to+normalize+real-time+RT-PCR+data%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechniques%22%5BJournal%5D)">Validation of oligonucleotide microarray data using microfluidic low-density arrays: a new statistical method to normalize real-time RT-PCR data.</a> Biotechniques. 38, 785-792 (2005).</li>
<li>Sangokoya, C., LaMonte, G., Chi, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+characterization+of+microRNAs+of+human+mature+erythrocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+molecular+biology%22%5BJournal%5D)">Isolation and characterization of microRNAs of human mature erythrocytes.</a> Methods in molecular biology. 667, 193-203 (2010).</li>
<li>Rathjen, T., Nicol, C., McConkey, G., Dalmay, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+short+RNAs+in+the+malaria+parasite+and+its+red+blood+cell+host%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Lett%22%5BJournal%5D)">Analysis of short RNAs in the malaria parasite and its red blood cell host.</a> FEBS Lett. 580, 5185-5188 (2006).</li>
<li>Xue, X., Zhang, Q., Huang, Y., Feng, L., Pan, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((No+miRNA+were+found+in+Plasmodium+and+the+ones+identified+in+erythrocytes+could+not+be+correlated+with+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Malar+J%22%5BJournal%5D)">No miRNA were found in Plasmodium and the ones identified in erythrocytes could not be correlated with infection.</a> Malar J. 7, 47(2008).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych konkurencyjnych interesów finansowych, które mogliby zadeklarować.

HbS jest jednym z najczęstszych wariantów hemoglobiny na obszarach endemicznych malarii, głównie dlatego, że zapewnia ochronę przed ciężką malarią wywołaną przez P. falciparum. Techniki potrzebne do scharakteryzowania roli ludzkiego mikroRNA w regulacji genów P. falciparum są szczegółowo opisane w tym manuskrypcie. Poprzez ekstrakcję całkowitego RNA w taki sposób, aby objąć wszystkie małe RNA i przeprowadzając stosunkowo prostą procedurę lizy pasożytów, te fuzyjne RNA były w stanie zidentyfikować za pom...

Malaria, wywoływana przez pasożyty apicomplexan z rodzaju Plasmodium, jest najpowszechniejszą chorobą pasożytniczą człowieka, globalnie infekującą około 200 milionów ludzi każdego roku i powodującą około 600 000 zgonów1. Spośród pięciu gatunków Plasmodium, które zakażają ludzi, najbardziej istotnymi dla chorób u ludzi są P. falciparum i P. vivax, ze względu na ich szerokie rozmieszczenie i możliwość poważnych powikłań malarii. Cykl życiowy pasożyta malarii wymaga zakażenia zarówno komarów, jak i ludzi. Kiedy zakażony komar gryzie człowieka, pasożyty przemieszczają się przez krwiobieg do wątroby, gdzie następuje początkowa runda replikacji. Po oderwaniu się merozoitów od hepatocytów gospodarza infekują pobliskie czerwone krwinki, inicjując replikację bezpłciową lub płciową. Bezpłciowy etap replikacji, który trwa 48 godzin u P. falciparum, jest przedmiotem tego badania, ponieważ jest zarówno źródłem większości objawów malarii, jak i można go łatwo podsumować in vitro.
Podczas gdy wiele inicjatyw zdrowia publicznego, w tym ulepszone terapie przeciwmalaryczne, nieco zmniejszyło obciążenie malarią na całym świecie, ciągłe pojawianie się pasożytów opornych na leki stanowi problem dla wysiłków na rzecz kontroli malarii. Jednym z obszarów, który może sugerować nowe podejścia terapeutyczne, jest badanie nad tym, w jaki sposób różne warianty genetyczne nadają odporność na malarię. W regionach endemicznych malarii dość powszechne są różne polimorfizmy erytrocytarne2,3. Mutacje te, z niedokrwistością sierpowatokrwinkową jako prawdopodobnie najbardziej widoczną, są często związane ze znaczną odpornością na wystąpienie objawowego zakażenia malarią4. Podstawowe mechanizmy, dzięki którym powodują one odporność erytrocytów na zakażenie malarią, nie są w pełni poznane. Spasożytowane erytrocyty z mutacjami hemoglobiny podlegają zwiększonej fagocytozie poprzez zwiększoną sztywność komórek i odwodnienie, co wiąże się ze zmniejszoną inwazją P. falciparum5. Allel HbC wpływa również na ekspresję białka na powierzchni erytrocytów i wraz z przebudową cytoszkieletu, dodatkowo hamując rozwój pasożyta6,7. Wreszcie, P. falciparum słabo rośnie w homozygotycznych erytrocytach sierpowatych (HbSS)8,9 in vitro, co sugeruje wewnętrzne czynniki erytrocytarne oporności na malarię. Jednak, chociaż wszystkie te mechanizmy wydają się odgrywać pewną rolę, nie wyjaśniają one w pełni mechanizmów stojących za odpornością sierpowatokrwinkową na malarię.
Jednym z potencjalnych czynników erytrocytarnych, które pozostają słabo poznane, jest duża pula miRNA obecna w dojrzałych erytrocytach. MikroRNA to małe niekodujące RNA o wielkości 19-25 nt, które pośredniczą w translacji i / lub stabilności docelowych mRNA poprzez parowanie zasad w obrębie 3' UTR. Są one zaangażowane w kontrolę odpowiedzi immunologicznej ssaków, w tym w tłumienie replikacji wirusa10, i wykazano, że nadają odporność na wirusy u roślin Wykazano również, że regulują kilka procesów erytrocytarnych, w tym erytropoezę11,12 i metabolizm żelaza13. Wcześniejsze badania zidentyfikowały liczną i zróżnicowaną populację erytrocytarnych miRNA, których ekspresja była dramatycznie zmieniona w erytrocytach HbSS14,15. Ponieważ dojrzałe erytrocyty nie mają aktywnej transkrypcji i translacji, funkcjonalna rola tych miRNA erytrocytów pozostaje niejasna. Ponieważ znaczna wymiana materiału zachodzi między komórką gospodarza a P. falciparum podczas wewnątrzerytrocytarnego cyklu rozwojowego (IDC)16, spekulowano, że zmieniony profil miRNA w erytrocytach HbS może bezpośrednio przyczyniać się do wewnętrznej odporności komórek na malarię.
Te badania ostatecznie doprowadziły do opracowania procesu izolacji, identyfikacji i funkcjonalnego badania roli ludzkiego miRNA w pasożytze malarii, P. falciparum, co wykazało, że te miRNA gospodarza/człowieka ostatecznie kowalencyjnie łączą, a następnie translacyjnie tłumią transkrypty mRNA pasożyta17. Dostarczyło to przykładu pierwszych międzygatunkowych chimerycznych transkryptów utworzonych przez trans-splicing i sugeruje, że ta fuzja miRNA-mRNA może zachodzić u innych gatunków, w tym innych pasożytów. Wszystkie mRNA trypanosomów są transsplicing za pomocą lidera splicingu (SL) w celu regulacji separacji transkryptów policistronicznych18. Ponieważ P. falciparum nie ma ortologów dla Dicer/Ago19,20, możliwe jest, że miRNA erytrocytów przejmują podobną maszynerię SL u P. falciparum, aby zintegrować się z genami docelowymi. Ostatnie badania nad P. falciparum w rzeczywistości wykazały obecność sekwencji prowadzących 5' splicingu21. Badanie to szczegółowo opisuje metody, które doprowadziły do odkrycia transkryptów fuzji miRNA-mRNA człowiek-pasożyt, w tym zarówno techniki regulacji transkryptomicznej, jak i translacyjnej. Ogólnym celem tych metod jest zbadanie wpływu małych RNA na regulację genów, fenotypy i potencjał translacyjny transkryptów P. falciparum.
Początkowa identyfikacja chimerycznych transkryptów ludzko-pasożytniczych opierała się na użyciu technik analizy RNA, takich jak PCR w czasie rzeczywistym, sekwencjonowanie transkryptomu i przechwytywanie biblioteki EST, które obejmowały zarówno całkowite, jak i małe RNA, a nie na użyciu technik, które izolowały tylko małe RNA. Wyizolowanie całego RNA razem w jednej dużej puli, a nie osobno, pozwoliło na identyfikację zarówno translokowanych ludzkich małych RNA w pasożytze, jak i obecności tych małych sekwencji RNA jako części większej sekwencji. Wymagało to analizy stanu translacji tych mRNA fuzyjnych w celu określenia funkcjonalnych konsekwencji tych fuzji.
Podczas gdy szeroko zakrojone prace nad charakterystyką genomu i transkryptomu pasożyta przyczyniły się do lepszego zrozumienia biologii pasożyta22-25, znacznie mniej wiadomo o translacyjnej regulacji transkryptomu mRNA w całym cyklu życia P. falciparum26. Ta ograniczona wiedza na temat proteomu pasożyta utrudniła zarówno zrozumienie biologii pasożyta, jak i możliwość zidentyfikowania nowych celów dla następnej generacji leków przeciwmalarycznych. Ta luka w zrozumieniu biologii komórkowej pasożyta utrzymuje się głównie z powodu braku odpowiednich technik do badania regulacji translacyjnej u P. falciparum. Jedna z ostatnich prac opisywała zastosowanie śladu rybosomalnego P. falciparum do określenia globalnego statusu translacji21. Jednym z dobrze ugruntowanych pomiarów potencjału translacyjnego transkryptów jest liczba powiązanych rybosomów określona za pomocą profilowania polisomów. Jednakże, gdy technika ta jest stosowana do P. falciparum, nie jest w stanie odzyskać większości polisomów i wychwytuje głównie monosomy. Ostatnio kilka grup27,28 zoptymalizowało techniki polisomów P. falciparum poprzez jednoczesną lizę erytrocytów i pasożyta w celu zachowania polisomów i scharakteryzowania zajętości rybosomalnej i potencjału translacyjnego tych pasożytów malarii podczas ich bezpłciowego rozwoju w krwinkach czerwonych gospodarza28.
Łącznie, te metody pokazują, że obserwowana fuzja ludzkich mRNA i pasożytniczych mRNA moduluje translację białek pasożytniczych tych fuzji mRNA, co zostało wykazane przy użyciu wcześniej opisanych metod27, i jest głównym wyznacznikiem odporności na malarię w erytrocytach HbAS i HbSS17. Metody te byłyby przydatne w każdym systemie, który chce identyfikować i funkcjonalnie badać zdarzenia splicingu RNA, niezależnie od tego, czy te fuzyjne RNA znajdują się w obrębie P. falciparum, czy innych systemów eukariotycznych.

<table><tbody><tr><td>< ODCZYNNIKI > SILNE - Wszystkie odczynniki muszą być wolne od RNAzy.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pirowęglan dietylu</td><td>Sigma</td><td>D5758</td><td>DEPC</td></tr><tr><td>Woda uzdatniona DEPC (patrz KONFIGURACJA ODCZYNNIKA)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Barwnik fluorescencyjny Yoyo-1 DNA</td><td>Elektroporator Thermo Fisher</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gene Pulser II</td><td>Bio-Rad</td><td></td><td></td></tr><tr><td>0,2 cm Kuwety</td><td></td><td></td><td></td>do elektroporacji</tr><tr><td>4 M octan potasu</td><td>Mallinckrodt</td><td>6700</td><td></td></tr><tr><td>2 M potas HEPES</td><td>Sigma</td><td>H0527</td><td>pH 7,2</td></tr><tr><td>1 M octan magnezu</td><td>Sigma</td><td>M-2545</td><td></td></tr><tr><td>1 M ditiotreitol</td><td>Research Products International</td><td>D11000</td><td>DTT</td></tr><tr><td>100 mM fluorek fenylometylosulfonianu</td><td>Sigma</td><td>P7626</td><td>PMSF, rozpuszczony w izopropanolu</td></tr><tr><td>10% (v/v) Igepal CA-630</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I3021</td><td></td></tr><tr><td>10% (w/v) deoksycholan sodu</td><td>Sigma</td><td>D-6750</td><td>DOC</td></tr><tr><td>Cykloheksymid</td><td>Sigma</td><td>C-7698</td><td></td></tr><tr><td>CHX Sacharoza</td><td>Mallinckrodt</td><td>8360-04</td><td></td></tr><tr><td>RNAseOUT (Invitrogen, nr kat. 100000840)</td><td>Invitrogen</td><td></td><td></td>100000840</tr><tr><td>RPMI-1640 z L-glutaminą</td><td>Cellgro</td><td>10-040-CV</td><td></td></tr><tr><td>10% AlbuMAX I</td><td>Invitrogen</td><td>11020-039</td><td>w/v w sterylnej wodzie</td></tr><tr><td>Gentamycyna</td><td>Gibco</td><td>15750-060</td><td></td></tr><tr><td>suplement HT (100x) (Invitrogen, nr kat. 11067030)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>45% (w/v) sacharoza (Sigma, nr kat. G8769)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 M bufor HEPES (Gibco, nr kat. 15630-080)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1x sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS; Cellgro, kat. nr 2109310CV)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Termos Corning 500 ml (VWR, nr kat. 430769)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Szkiełka podstawowe (VWR, nr kat. 48311-702)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Barwnik Giemsa (50X) (VWR, nr kat. m708-01)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zestaw do izolacji miRNA mirVana (Ambion, ThermoFisher Scientific).</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>5' Dojrzałe miRNA sprzężone z biotyną (sekwencja różni się w zależności od interesującego miRNA) (Dharmacon)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Biotyna w proszku (Sigma-Aldrich)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 M Chlorek</td><td></td><td></td><td></td>potasu</tr><tr><td>Streptawidyna Sefaroza Wysokowydajne kulki (GE Healthcare)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bufor do reprodukcji rybosomów (patrz KONFIGURACJA ODCZYNNIKA)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bufor do lizy (patrz KONFIGURACJA ODCZYNNIKA)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>15% (w/v) roztwór gradientu sacharozy (patrz KONFIGURACJA ODCZYNNIKA)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>50% (w/v) roztwór gradientu sacharozy (patrz KONFIGURACJA ODCZYNNIKA)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>0,5 M poduszka sacharozy (patrz KONFIGURACJA ODCZYNNIKA)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>60% (w/v) roztwór sacharozy (patrz KONFIGURACJA ODCZYNNIKA)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pożywka do hodowli komórek plazmodium (patrz KONFIGURACJA ODCZYNNIKA)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bufor płuczący do wychwytywania RNA (patrz KONFIGURACJA ODCZYNNIKA)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bufor do elucji RNA (patrz KONFIGURACJA ODCZYNNIKA</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>KONFIGURACJA ODCZYNNIKA</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Roztwory</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pożywka do hodowli komórek Plasmodium</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>500 ml RPMI-1640 w/ L-glutamina</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>0,5 ml gentamycyna</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>5 ml suplement</td><td></td><td></td><td></td>HT</tr><tr><td>2,5 ml 45% glukozy</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>25 ml 10% AlbuMAX I</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>12,5 ml 1 M ODPYLACZE</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sterylny filtr z próżniową kolbą filtracyjną 0,2 mm.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pożywka do hodowli komórek Plasmodium zawierająca 10x CHX</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ta sama receptura, co pożywka do hodowli komórek Plasmodium powyżej, z dodatkiem:</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>2 mM pożywki cykloheksymidu</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>przygotowuje się normalnie, następnie dodaje CHX do końcowego stężenia 2 mM i filtruje.&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1x PBS zawierający cykloheksymid</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cykloheksymid dodaje się świeży do 1x PBS do końcowego stężenia 200 mM i utrzymuje w temperaturze 4 OC do momentu użycia.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bufor do sporządzania zawiesiny rybosomów</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>400 mM octan</td><td></td><td></td><td></td>potasu</tr><tr><td>25 mM HEPES, pH 7,2</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>15 mM octan</td><td></td><td></td><td></td>magnezu</tr><tr><td>200 mM cykloheksymid (dodać świeży)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 mM DTT (dodać świeży)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 mM PMSF (dodać świeży)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>40 U/ml RNaseOUT (dodać świeży)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td><silny>Bufor do lizy</silny></td><td></td><td></td><td></td></tr>Ten <tr><td>sam przepis co powyższy bufor do resuspensji rybosomów, z dodatkiem:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1% (v/v) Igepal CA-630</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>0,5% (w/v) DOC</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sacharoza roztwory</td><td></td><td></td><td></td></tr>Ta <tr><td>sama receptura, co powyższy bufor do resusomów rybosomów, z dodatkiem różnych ilości sacharozy:</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>15% (w/v) sacharozy w celu uzyskania 15% roztworu</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>gradientu sacharozy50% (w/v) sacharoza do wytworzenia 50% roztworu</td><td></td><td></td><td></td>gradientu sacharozy</tr><tr><td>0,5 M sacharoza do 0,5 M poduszki</td><td></td><td></td><td></td>sacharozy</tr><tr><td>Jak powyżej, cykloheksymid, DTT, PMSF i RNaseOUT należy dodawać na świeżo.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>60% roztwór sacharozy wymaga tylko sacharozy i wody, żadnych innych składników</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>60% (w/v) sacharozy w wodzie uzdatnionej DEPC, aby uzyskać 60% roztwór</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr> sacharozy <tr><td>RNA Capture Wash Buffer</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>20 mM&nbsp; KCl</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>5 jednostek/ml Rnazy Out (Invitrogen)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>RNA Capture Elution Buffer</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Taka sama receptura jak RNA Capture Wash Buffer, z dodatkiem:</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2 mM Biotyny</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>EQUIPMENT</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>SW55 Wirnik ultrawirówki Ti (Beckman, nr kat. 342194)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wirnik ultrawirówki SW41 Ti (Beckman, nr kat. 331362)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ultra-ClearTM &frac12; x 2 cale (13 x 51 mm) probówki ultrawirówkowe do SW55 (Beckman, nr kat. 344057)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Poliallomer 9/16 x 3 i frac12; w probówkach ultrawirówek (14 x 89 mm) do SW41 (Beckman, nr kat. 331372)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ultrawirówka L8-80M (Beckman)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stalowa igła strzykawkowa, 4 cale, 16 G (Aldrich, nr kat. Z261378)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka 1 ml z igłą 27 G&frac12 (Becton Dickinson, nr kat. 309623)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka 5 ml (Becton Dickinson, nr kat. 309646)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rotator probówkowy, mikrowirówka typu end-over-end</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>, chłodzony</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>System frakcjonowania w gradimencie gęstości (Teledyne Isco, nr kat. 69-3873-179)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>TracerDAQ (Measurement Computing)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wirówka Eppendorf 5810R</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wirnik Eppendorf A-4-81 (Eppendorf, nr kat. 022638807)</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

metody badania regulacyjnej roli małych rna i rybosomalnego zajmowania plasmodium falciparum

Methods to Investigate the Regulatory Role of Small RNAs and Ribosomal Occupancy of Plasmodium falciparum

Odmiana genetyczna odpowiedzialna za allel sierpowatokrwinkowy (HbS) umożliwia erytrocytom odporność na zakażenie pasożytem malarii, P. falciparum. Molekularne podstawy tej oporności, o której wiadomo, że jest wieloczynnikowa, pozostają nie w pełni poznane. Ostatnie badania wykazały, że zróżnicowana ekspresja mikroRNA erytrocytów, po przemieszczeniu się w pasożyty malarii, wpływa zarówno na regulację genów, jak i wzrost pasożytów. Później wykazano, że te miRNA hamują translację mRNA poprzez tworzenie chimerycznego transkryptu RNA poprzez fuzję 5' RNA z dyskretnymi podzbiorami mRNA pasożytów. W tym miejscu szczegółowo omówione zostaną techniki, które zostały wykorzystane do zbadania funkcjonalnej roli i przypuszczalnego mechanizmu leżącego u podstaw mikroRNA erytrocytów w odniesieniu do regulacji genów i potencjału translacyjnego P. falciparum, w tym transfekcji zmodyfikowanych syntetycznych mikroRNA do erytrocytów gospodarza. Wreszcie, metoda gradientu polisomów jest stosowana w celu określenia zakresu translacji tych transkryptów. Razem techniki te pozwoliły nam wykazać, że rozregulowane poziomy mikroRNA erytrocytów przyczyniają się do wewnętrznej odporności erytrocytów sierpowatych na malarię.

Globalne profilowanie ludzkiego mikroRNA w P. falciparum
Techniki przedstawione w niniejszej pracy zostały wykorzystane do ekstrakcji mikroRNA z pasożytów w różnych warunkach. Należy zaznaczyć, że ekstrakcje RNA z niezinfekowanych erytrocytów przeprowadzono zgodnie z opisem w 32, co często służyło jako punkt odniesienia dla danych dotyczących mikroRNA przedstawionych zarówno w tym artykule, jak i w oryginalnym badaniu29. Wspomniane wcześniejsze badania wykazały r...

Ludzkie mikroRNA przemieszczają się z erytrocytów gospodarza do pasożytów Plasmodium falciparum. W tym miejscu opisano techniki stosowane do transfekcji syntetycznych mikroRNA do erytrocytów gospodarza i wyizolowania wszystkich RNA z P. falciparum. Ponadto w artykule szczegółowo opisano metodę izolacji polisomów u P. falciparum w celu określenia zajętości rybosomalnej i potencjału translacyjnego transkryptów pasożytów.

Metody badania regulacyjnej roli małych RNA i rybosomalnego zajmowania Plasmodium falciparum

The genetic variation responsible for the sickle cell allele (HbS) enables erythrocytes to resist infection by the malaria parasite, P. falciparum. The ...

Ogólnym celem tej procedury jest zbadanie roli mikroRNA erytrocytów w potranskrypcyjnej regulacji genów transkryptów Plasmodium falciparum. Metoda ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie malarii, takie jak wpływ zdarzeń splicingu RNA z małymi RNA gospodarza lub pasożyta na potencjał translacyjny mRNA fuzyjnych. Główną zaletą tej techniki jest możliwość jednoczesnego wyodrębnienia całkowitego i małego RNA w jednej puli, co pozwala wykazać obecność małych RNA oraz RNA fuzyjnych w jednej komórce.Ponadto w tej procedurze wykorzystano profilowanie polisomów, aby wykazać, w jaki sposób te małe RNA wpływają na translację ich fuzyjnych produktów mRNA. Aby rozpocząć przygotowanie do transfekcji, należy odwirować 300 µL erytrocytów w pełnej pożywce do malarii przy 800 ×g przez pięć minut. Erytrocyty należy przemyć dwukrotnie pożywką RPMI, a następnie zawiesić komórki w pełnej mieszaninie cyto przy 50% hematokrycie.Następnie przenieść komórki do kuvety do elektroporacji i dodać 10 µg mikroRNA DYS th sprzężonego z biotyną lub niesprzężonego mikroRNA jako kontrolę negatywną. Aby przeprowadzić elektroporację komórek, umieścić kuvetę w elektroporatorze i podać pojedynczy impuls. Następnie wysiać komórki i po czterech godzinach zainfekować je *Plasmodium falciparum* zgodnie z opisem w protokole tekstowym.Następnie dodaj 50 µL upakowanych, oczyszczonych kulek streptawidynowych do 10 µg RNA pasożyta w probówce typu microcentrifuge i inkubuj probówkę w rotatorze przez jedną godzinę w temperaturze 4 °C. Odwiruj kulki streptawidynowe przy 800 ×g przez 30 sekund, a następnie przemyj osad 500 µL buforu RNP zawierającego inhibitor RNA w rozcieńczeniu 1:1000. Następnie eluuj RNA z kulek, resuspendingując je w 200 µL RNA.Bufor elucyjny do wychwytywania zawierający nadmiar biotyny. Inkubować kuleczki przez noc w temperaturze 4 °C przy stałym obracaniu. Następnie odwirować kuleczki z prędkością 800 ×g przez 30 sekund i zebrać nadpłyn zawierający RNA.Kluczowe jest przeprowadzenie elucji z nadmiarem biotyny oraz zastosowanie minimalnej ilości strep avid i kulek, aby zapewnić prawidłową elucję specyficzną. Pozwala to na zmniejszenie tła wzbogacenia RNA. Na koniec należy określić stopień wzbogacenia transkryptów P falciparum oraz wzbogacenia micro RNA za pomocą ilościowej R-T-P-C-R, zgodnie z opisem w protokole tekstowym, aby rozpocząć separację polisomów.W pierwszej kolejności należy wlać pięć mililitrów 50% roztworu sacharozy do probówki do ultrawirówki. Następnie ostrożnie nalać pięć mililitrów 15% roztworu sacharozy na warstwę roztworu 50%. Następnie probówkę z gradientem należy zamknąć za pomocą Parafilmu i ostrożnie przechylić, aż będzie leżeć poziomo na blacie.Upewnij się, że probówka znajduje się w stabilnej pozycji, aby zapobiec jej toczeniu się. Pozostaw probówkę w tej pozycji przez co najmniej dwie godziny, aby umożliwić utworzenie się gradientu. W międzyczasie pobierz około 100 ml asynchronicznej hodowli krwi zakażonej plazmodium o stopniu parasitemii od 3 do 5%.Następnie należy dodać 10 ml pożywki hodowlanej zawierającej 2 mM cykloheksymidu i inkubować w temperaturze 37 °C przez 10 minut. Następnie komórki należy odwirować z prędkością 500 ×g przez 7 minut, a potem dwukrotnie przemyć 80 ml PBS zawierającego 200 µM cykloheksymidu. Osad należy zawiesić w PBS z cykloheksymidem i umieścić na lodzie.Odwirować komórki i usunąć nadsącz, aby oszacować objętość osadu. Następnie poddać komórki lizie w końcowej objętości 4,25 milliliters buforu do lizy i inkubować przez 10 minut w temperaturze four degrees Celsius przy jednoczesnej rotacji. Poprzednie próby profilowania polisomów u gatunków wywołujących malarię wykazały głównie obecność monosomów, ponieważ zbyt intensywna liza prowadzi do rozpadu polisomów na monosomy.W niniejszym protokole wykorzystujemy bufor lizujący, który jednocześnie lizuje erytrocyty i pasożyty, aby zachować wzorzec polisomów Plasmodium falciparum. Przenieś lizat do probówek do mikrocentryfugi, a następnie wiruj z prędkością 16 000 ×g w temperaturze 4°C przez 10 minut. Do oddzielnej, schłodzonej wcześniej probówki do ultrawirówki o pojemności 5 ml dodaj 1,25 ml zimnego 0,5 M roztworu poduszki sacharozowej, używając strzykawki z igłą o rozmiarze 27G. Ostrożnie nanieś 3,75 ml supernatantu lizatu nad poduszkę sacharozową.Odwiruj próbkę przy 366 000 ×g w temperaturze czterech stopni Celsjusza przez 146 minut. W tym czasie powoli ustaw rurkę do ultrawirówki z warstwą sacharozy w pozycji pionowej i pozostaw ją na lodzie na co najmniej 15 minut. Po wyjęciu lizatu z ultrawirówki ostrożnie zbierz nadsącz do konicznej probówki o pojemności 15 mililitrów.Przechowywać nadsącz w temperaturze -80 °C, aby zachować frakcję RNA niezwiązaną z rybosomami. Następnie zawiesić osad rybosomalny w 500 µL buforu Resus suspension, mieszając przez pięć minut za pomocą pipety, a następnie wirować próbkę z prędkością 16 000 ×g w temperaturze 4 °C przez 10 minut. Aby usunąć materiały nierozpuszczalne, ostrożnie zdjąć uszczelkę Parafilm z probówki gradientowej, aby nie zakłócić gradientu, a następnie nanieść zawiesinę rybosomalną na wierzch za pomocą strzykawki z igłą o rozmiarze 27 G.Po wirowaniu probówki z prędkością 200 000 ×g w temperaturze 4°C przez 180 minut, należy przechowywać gradienty w temperaturze 4°C do momentu załadowania ich do frakcjonatora. Umieść pustą probówkę do ultrawirowania w frakcjonatorze gradientów i przemywaj system wodą wolną od RNA przez pięć minut. Podczas płukania ustaw czułość detektora absorbancji UV przy 254 nm na 0,2.Wartość ta może wymagać dostrojenia w zależności od sygnału. Następnie, podczas przepływu wody przez detektor, ustaw sygnał bazowy na zero. Po wypłukaniu kolektora odwróć kierunek przepływu cieczy przez frakcjonator, aby opróżnić linie, a następnie wyjmij pustą probówkę do ultrawirówki.Przepuść 60% roztwór sacharozy przez FRAKCJONATOR, aż wypłynie on z urządzenia z igłą. Następnie umieść wypełnioną probówkę z gradientem w górnej części komory załadowczej i dokręć uszczelkę. Przebij dno probówki igłą.Następnie zresetuj prędkość przepływu frakcjonatora do 12,5 by 10 i zbieraj frakcje 18-sekundowe do probówek do mikrocentryfugi. Rozpocznij przepływ w przód roztworu 60% sacharozy, aby eluować frakcje przed momentem, gdy pierwsza kropla roztworu gradientu trafi do probówki do mikrocentryfugi. Rozpocznij jednocześnie zbieranie frakcji oraz rejestrację na żywo sygnału absorbancji przy 254 nanometrach.Gdy sygnał absorbancji gwałtownie spadnie na granicy roztworu sacharozy 50% i 60%, należy zatrzymać przepływ oraz rejestrację. Frakcje gradientu należy przechowywać w temperaturze -80 °C. Następnie należy odwrócić kierunek przepływu cieczy, aż roztwór 60% zostanie całkowicie usunięty z probówki do ultrawirówki.Wyjmij probówkę i rozpocznij analizę kolejnego gradientu. Transfekcja erytrocytów microRNA 4 5 1, a następnie odzyskanie biotynylowanych hybryd microRNA mRNA, wykazała wzbogacenie transkryptów fuzyjnych PKAR. Transfekcja pozorna (mock) lub niepowiązanym microRNA nie doprowadziła do wzbogacenia transkryptu PKAR.Dane przedstawiają piki elucji podjednostek rybosomalnych 40 s i 60 s, rybosomu a DS oraz frakcji polisomów zawierających wskazaną liczbę rybosomów. Rybosomy były związane z transkryptami wyizolowanymi z PCI znajdującymi się wewnątrz erytrocytów. Analiza Northern blot wykazała, że rybosomy i polisomy były związane z 18 S oraz 28 SRNA.Oprócz tej procedury można zastosować inne metody, takie jak trawienie RNazą H, testy ochrony rybonukleazy oraz northern blotting, aby dodatkowo potwierdzić obecność fuzji microRNA-mRNA. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać dobrą wiedzę na temat tego, jak transfekować microRNA do erytrocytów, a następnie wyizolować małe RNA wraz z całkowitym RNA, w tym transkrypty chimeryczne. Powinni Państwo również potrafić odzyskać polisomy, aby określić stopień zajętości rybosomalnej, a tym samym potencjał translacyjny tych transkryptów fuzyjnych.

methods-to-investigate-regulatory-role-small-rnas-ribosomal-occupancy

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Fluorescencyjna hybrydyzacja in situ (FISH) służąca do identyfikacji transkryptów mRNA w pojedynczych komórkach umożliwia analizę aktywności poligenowej, takiej jak jednoczesna transkrypcja więcej niż jednego członka wielogenowej rodziny var w erytrocytach zakażonych Plasmodium falciparum 1. Technika ta jest adaptowalna i może być stosowana w odniesieniu do różnych typów genów, komórek i organizmów.

Analiza transkrypcji genów w pojedynczych komórkach metodą fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ (FISH) RNA

Rybosomy odgrywają kluczową rolę w syntezie białek. Frakcjonowanie polirybosomów (polisomów) za pomocą wirowania w gradiencie gęstości sacharozy umożliwia bezpośrednie określenie wydajności translacji poszczególnych mRNA w skali całego genomu. Ponadto metoda ta może być stosowana do analizy biochemicznej czynników związanych z rybosomami i polisomami, takich jak białka opiekuńcze i cząsteczki sygnałowe.

Frakcjonowanie polisomów i analiza translatomiów ssaków w skali całego genomu

W tym artykule opisano wysoce czuły test oparty na rybozymie, mający zastosowanie do wysokoprzepustowych badań przesiewowych substancji chemicznych ukierunkowanych na unikalny proces edycji RNA w patogenach trypanosomatidów. Inhibitory mogą być wykorzystywane jako narzędzia do opartej na hipotezach analizy procesu edycji RNA, a ostatecznie jako terapie.

Katalizator RNA jako reporter do badań przesiewowych leków przeciwko edycji RNA w trypanosomach

Zdolność komórek do adaptacji do stresu jest kluczowa dla ich przetrwania. Regulacja translacji mRNA jest jedną z takich strategii adaptacyjnych, zapewniającą szybką regulację proteomu. W tym miejscu zapewniamy ustandaryzowany protokół profilowania polisomów w celu identyfikacji określonych mRNA, które ulegają selektywnej translacji w warunkach stresu.

Ocena selektywnej translacji mRNA w komórkach ssaków za pomocą profilowania polisomów

Interakcje RNA-białko leżą u podstaw wielu procesów komórkowych. W tym miejscu opisujemy metodę in vivo do izolowania specyficznego RNA i identyfikowania nowych białek, które są z nim związane. Może to rzucić nowe światło na to, w jaki sposób RNA są regulowane w komórce.

Izolacja nowych białek wiążących RNA metodą RaPID

Ten manuskrypt opisuje metodę wizualizacji i ilościowego określania zlokalizowanych zdarzeń translacji w subkomórkowych przedziałach. Podejście zaproponowane w tym manuskrypcie wymaga podstawowego systemu obrazowania konfokalnego i odczynników oraz jest szybkie i opłacalne.

Immunofluorescencja ilościowa do pomiaru globalnej translacji zlokalizowanej

Ogólnym celem techniki profilowania polisomów jest analiza aktywności translacyjnej poszczególnych mRNA lub transkryptomu mRNA podczas syntezy białek. Metoda ta jest ważna dla badań nad regulacją syntezy białek, aktywacją i represją translacji w zdrowiu i wielu chorobach człowieka.

Profilowanie polisomów w Leishmania, komórkach ludzkich i jądrach myszy

Opisano procedurę tandemowej izolacji RNA (TRIP) w celu odzyskania endogennie utworzonych kompleksów mRNA-białko. W szczególności kompleksy RNA-białko są sieciowane in vivo, poliadenylowane RNA są izolowane z ekstraktów z kulkami oligo(dT), a poszczególne mRNA są wychwytywane za pomocą zmodyfikowanych oligonukleotydów antysensownych RNA. Białka związane z mRNA są wykrywane za pomocą analizy immunoblot.

Procedura izolacji tandemowego RNA oparta na oligonukleotydach w celu odzyskania eukariotycznych kompleksów mRNA-białko

W tej metodzie, określamy ilościowo powinowactwo wiązania białek wiążących RNA (RBP) do pokrewnych i niepokrewnych miejsc wiązania za pomocą prostego, żywego, reporterowego testu w komórkach bakteryjnych. Test opiera się na represji genu reporterowego.

Test do ilościowego określania wiązania białka-RNA u bakterii

Technologia MAPS została opracowana w celu zbadania celu określonego regulatorowego RNA in vivo. Interesujący sRNA jest znakowany aptamerem MS2, który umożliwia wspólne oczyszczanie partnerów RNA i ich identyfikację za pomocą sekwencjonowania RNA. Ten zmodyfikowany protokół jest szczególnie odpowiedni dla bakterii Gram-dodatnich.

Oczyszczanie powinowactwa MS2 w połączeniu z sekwencjonowaniem RNA u bakterii Gram-dodatnich

Translacja rybosomów dekoduje trzy nukleotydy na kodon na peptydy. Ich ruch wzdłuż mRNA, wychwycony przez profilowanie rybosomów, wytwarza ślady wykazujące charakterystyczną okresowość trypletową. Protokół ten opisuje, w jaki sposób używać RiboCode do rozszyfrowania tej wyróżniającej się cechy na podstawie danych profilowania rybosomów w celu identyfikacji aktywnie translowanych otwartych ramek odczytu na poziomie całego transkryptomu.

De novo Identyfikacja aktywnie translowanych otwartych ramek odczytu z danymi profilowania rybosomów

Poznaj metody badania regulacyjnej roli małych RNA i rybosomalnego zajmowania Plasmodium falciparum. Technika umożliwia izolację całkowitego i małego RNA w jednej próbce oraz profilowanie polisomów.

Metody badania regulacyjnej roli małych RNA i rybosomalnego zajmowania Plasmodium falciparum

Przeglądaj więcej filmów