Name: Bezpośrednia obserwacja i automatyczny pomiar reakcji aparatów szparkowych na Pseudomonas syringae pv. pomidor DC3000 w rzodkiewniku pospolitym (Arabidopsis thaliana) (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-02-09T13:55:00.000+00:00
Duration: 5 min 3 s
Description: Odkryj automatyczną analizę reakcji aparatów szparkowych w Arabidopsis thaliana przy użyciu przenośnego urządzenia obrazującego i algorytmów głębokiego uczenia. Ta metoda znacząco skraca czas pomiaru i redukuje nakład pracy.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy wszystkim członkom projektu badawczego 'Współtworzenie cech adaptacyjnych roślin poprzez montaż holobiontu roślinno-mikrobowego', za owocne dyskusje. Prace te były wspierane przez Grant-in-Aid for Transformative Research Areas (21H05151 i 21H05149 do A.M. i 21H05152 do Y.T.) oraz Grant-in-Aid for Challenging Exploratory Research (22K19178 do A. M.).

1. Uprawa roślin
<ol>
	<li>Aby przerwać spoczynek, ponownie zawieś nasiona A. thaliana (Col-0) w wodzie dejonizowanej i inkubuj je w temperaturze 4 °C przez 4 dni w ciemności.</li>
	<li>Zasiej nasiona na glebie i wyrośnij w komorze wyposażonej w białe światło fluorescencyjne. Utrzymuj następujące warunki wzrostu: temperaturę 22 °C, natężenie światła 6 000 luksów (ok. 100 μmol/m2/s) przez 10 godzin i wilgotność względną 60%.</li>
	<li>W razie potrzeby podlej rośliny płynnym nawozem. Powstrzymać się od podlewania od 1 tygodnia do 2 dni przed inokulacją i dobrze podlać 1 dzień przed inokulacją.</li>
</ol>
2. Przygotowanie inokulum bakteryjnego
<ol>
	<li>Smugę Wom z glicerolu na zestalonym podłożu King's B (KB) (20 g tryptonu, 1,5 gK2HPO4 i 15 g glicerolu na 1 l, 1,5% agaru) z 50 μg/ml ryfampicyny i inkubować w temperaturze 28 °C przez 2 dni.</li>
	<li>Zaszczepić pojedynczą kolonię w 5 ml płynnego podłoża KB z 50 μg/ml ryfampicyny i inkubować w temperaturze 28 °C z wytrząsaniem przy 200 obr./min aż do późnej logarytmicznej fazy wzrostu.</li>
	<li>Odwirować kulturę przy 6 000 x g przez 2 minuty, wyrzucić supernatant i ponownie zawiesić osad w 1 ml sterylnej wody. Powtórz ten krok jeszcze raz.</li>
	<li>Usunąć supernatant, ponownie zawiesić osad w 1 ml buforu do otwierania aparatów szparkowych (25 mM MES-KOH pH 6,15, 10 mM KCl) i zmierzyć OD600.</li>
	<li>Rozcieńczyć zawiesinę do OD600 0,2 buforem otwierającym aparaty szparkowe zawierającym 0,04% silikonowego środka powierzchniowo czynnego.</li>
</ol>
3. Inokulacja bakterii w sprayu
<ol>
	<li>Od 1 dnia przed inokulacją do końca doświadczenia należy wystawić rośliny na działanie światła o natężeniu około 10 000 luksów (ok. 170 μmol/m2/s).</li>
	<li>Aby upewnić się, że większość aparatów szparkowych jest otwarta, trzymaj rośliny na tacy przykrytej przezroczystą pokrywką pod światłem przez co najmniej 3 godziny przed zaszczepieniem sprayem.</li>
	<li>Zdejmij pokrywkę i za pomocą aerografu spryskaj stronę liści abaxial 2,5 ml zawiesiny bakteryjnej na trzy rośliny w jednej doniczce.</li>
	<li>Inkubuj zaszczepione rośliny na tacy przykrytej przezroczystą pokrywką, aby utrzymać wilgotność względną około 85%.</li>
	<li>Uzyskać obrazy aparatów szparkowych po 1 i 3 godzinach od inokulacji opryskiem metodą opisaną w punkcie 4.</li>
</ol>
4. Bezpośrednia obserwacja aparatów szparkowych za pomocą przenośnego urządzenia do obrazowania
UWAGA: Przenośne urządzenie do obrazowania aparatów szparkowych jest wyposażone w lampę LED oraz moduł kamery i może uzyskać od 2 592 × 1 944 (wysokość × szerokość; piksele) obrazy o rozdzielczości około 0,5 μm/piksel.
<ol>
	<li>Podłącz przenośne urządzenie do obrazowania szparkowego do komputera osobistego (PC) wyposażonego w oprogramowanie do akwizycji obrazu.</li>
	<li>Delikatnie, ale całkowicie usuń kropelki wody z zaszczepionych liści za pomocą kawałka papieru.</li>
	<li>Otwórz górną pokrywę urządzenia, umieść liść na stoliku i zamknij górną pokrywę (Rysunek 1).</li>
	<li>Dostosuj ostrość obrazu, manipulując śrubą regulacyjną, a następnie kliknij przycisk Zapisz obraz na ekranie komputera. Obraz zostanie uzyskany natychmiast. Zazwyczaj zogniskowany obraz zawiera około 10 aparatów szparkowych, które można przeanalizować. Aby uzyskać wiarygodne wyniki, należy uzyskać obrazy aparatów szparkowych z sześciu liści trzech różnych roślin (po dwa liście na roślinę).</li>
</ol>
5. Ręczny pomiar otworu szparkowego
UWAGA: Oprogramowanie ImageJ można pobrać na https://imagej.nih.gov/ij/download.html
<ol>
	<li>Otwórz plik obrazu w ImageJ.</li>
	<li>Otwórz menedżera ROI, wybierając opcję Analizuj narzędzia > > Menedżer zwrotu z inwestycji.</li>
	<li>Użyj narzędzia do zaznaczania linii prostej, aby narysować linię odpowiadającą szerokości stomii (Rysunek 2) i zarejestruj zwrot z inwestycji, klikając przycisk Dodaj w Menedżerze ROI.</li>
	<li>Narysuj linię odpowiadającą długości tej samej stomii (<silna klasa="xfig">Rysunek 2A) i zarejestruj zwrot z inwestycji zgodnie z opisem w kroku 5.3.</li>
	<li>Kliknij opcję Zmierz w Menedżerze zwrotu z inwestycji, aby zmierzyć szerokość i długość.</li>
	<li>Podziel szerokość przez długość, aby uzyskać otwór szparkowy (stosunek). Aby uzyskać solidną ocenę ilościową, użyj 60 lub więcej aparatów szparkowych dla każdego zabiegu i punktu czasowego. Nie wybieraj przedwczesnych lub niejasnych aparatów szparkowych do analizy (<silna klasa="xfig">Rysunek 2B, C).</li>
</ol>
6. Automatyczny pomiar apertury aparatów szparkowych
UWAGA: Potok analizy obrazu działa w Google Colaboratory, środowisku wykonywalnym języka programowania Python w chmurze. Warunkiem wstępnym jest posiadanie ważnego konta Google z działającym Dyskiem Google, przeglądarką Google Chrome i stabilnym połączeniem internetowym.
<ol>
	<li>Pobierz notatnik Google Colaboratory z Zenodo (https://doi.org/10.5281/zenodo.8062528) i otwórz go.</li>
	<li>Utwórz lokalną kopię notatnika na Dysku Google, wybierając pozycję Plik > Zapisz kopię na Dysku. Po wyświetleniu nowej karty bezpiecznie zamknij kartę oryginalnego notesu.</li>
	<li>Naciśnij raz przycisk Wykonaj poniżej sekcji Ustawienia środowiska w notatniku bez rozwijania bloków komórek w celu zaimportowania wymaganych bibliotek.</li>
	<li>Wykonaj sekcję Ustawienia katalogu, aby utworzyć trzy foldery używane do analizy (np. example_result, inference_results i model) na Dysku Google. 
	UWAGA: W tym przypadku foldery o nazwach example_result, inference_results i model są używane jako katalog nadrzędny, przechowujący odpowiednio wyniki wnioskowania i wytrenowane modele. W tym notesie przedstawiono przykład budowy katalogu jako procedury reprezentatywnej. Aby zmienić nazwę, przepisz ścieżkę pardir, infdir lub modeldir.</li>
	<li>Zgodnie z sekcją Przygotowanie obrazów przenieś pozyskane obrazy do example_result, pogrupowane w tytuły obrazów według obróbki lub próbki (np. mock_1h_XXXXXX.jpg) w celu ostatecznego wygenerowania wykresu. Przykładowe obrazy są dostępne w Zenodo (https://doi.org/10.5281/zenodo.8062528).</li>
	<li>Wykonaj część Pobieranie wytrenowanych modeli, aby pobrać pliki ONNX wytrenowanych modeli z Zenodo (https://doi.org/10.5281/zenodo.8062528) i umieścić je w katalogu modelu.</li>
	<li>Uruchom część Wnioskowanie i pomiar apertury szparkowej, aby określić ilościowo aperturę aparatów szparkowych na podstawie poszczególnych obrazów. Obrazy wynikowe z nałożonym wnioskowaniem i plikiem csv o nazwie example_result.csv zostaną wyeksportowane do katalogu inference_results.</li>
	<li>Wykonaj sekcję Generowanie wykresu, aby utworzyć wykres dotyczący współczynnika apertury aparatów szparkowych, wyeksportowany do katalogu inference_results.</li>
</ol>

Automated Stomatal Response Measurement to Bacterial Invasion in Arabidopsis

<ol><li>Shimono, M., Higaki, T., Kaku, H., Shibuya, N., Hasezawa, S., Day, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+evaluation+of+stomatal+cytoskeletal+patterns+during+the+activation+of+immune+signaling+in+Arabidopsis+thaliana%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Quantitative evaluation of stomatal cytoskeletal patterns during the activation of immune signaling in Arabidopsis thaliana.</a> PLoS One. 11, e0159291(2016).</li>
<li>Bourdais, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+quantitative+imaging+to+investigate+regulators+of+membrane+trafficking+in+Arabidopsis+stomatal+closure%5BTitle%5D)+AND+%22Traffic%22%5BJournal%5D)">The use of quantitative imaging to investigate regulators of membrane trafficking in Arabidopsis stomatal closure.</a> Traffic. 20 (2), 168-180 (2019).</li>
<li>Higaki, T., Kutsuna, N., Hasezawa, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CARTA-based+semi-automatic+detection+of+stomatal+regions+on+an+Arabidopsis+cotyledon+surface%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Morphology%22%5BJournal%5D)">CARTA-based semi-automatic detection of stomatal regions on an Arabidopsis cotyledon surface.</a> Plant Morphology. 26 (1), 9-12 (2014).</li>
<li>Eisele, J. F., Fäßler, F., Bürgel, F., Chaban, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rapid+and+simple+method+for+microscopy-based+stomata+analyses%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">A rapid and simple method for microscopy-based stomata analyses.</a> PLoS One. 11, e0164576(2016).</li>
<li>Chitraker, R., Melotto, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+stomatal+response+to+live+bacterial+cells+using+whole+leaf+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Assessing stomatal response to live bacterial cells using whole leaf imaging.</a> Journal of Visualized Experiments. 44, 2185(2010).</li>
<li>Sai, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((StomaAI%3A+an+efficient+and+user-friendly+tool+for+measurement+of+stomatal+pores+and+density+using+deep+computer+vision%5BTitle%5D)+AND+%22New+Phytologist%22%5BJournal%5D)">StomaAI: an efficient and user-friendly tool for measurement of stomatal pores and density using deep computer vision.</a> New Phytologist. 238 (2), 904-915 (2023).</li>
<li>Takagi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Image-based+quantification+of+Arabidopsis+thaliana+stomatal+aperture+from+leaf+images%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+and+Cell+Physiology%22%5BJournal%5D)">Image-based quantification of Arabidopsis thaliana stomatal aperture from leaf images.</a> Plant and Cell Physiology. pcad018, (2023).</li>
<li>Melotto, M., Zhang, L., Oblessuc, P. R., He, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stomatal+defense+a+decade+later%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">Stomatal defense a decade later.</a> Plant Physiology. 174 (2), 561-571 (2017).</li>
<li>Melotto, M., Underwood, W., Koczan, J., Nomura, K., He, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plant+stomata+function+in+innate+immunity+against+bacterial+invasion%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Plant stomata function in innate immunity against bacterial invasion.</a> Cell. 126 (5), 969-980 (2006).</li>
<li>Zeng, W., He, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+prominent+role+of+the+flagellin+receptor+FLAGELLIN-SENSING2+in+mediating+stomatal+response+to+Pseudomonas+syringae+pv+tomato+DC3000+in+Arabidopsis%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">A prominent role of the flagellin receptor FLAGELLIN-SENSING2 in mediating stomatal response to Pseudomonas syringae pv tomato DC3000 in Arabidopsis.</a> Plant Physiology. 153 (3), 1188-1198 (2010).</li>
<li>Zheng, X. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coronatine+promotes+Pseudomonas+syringae+virulence+in+plants+by+activating+a+signaling+cascade+that+inhibits+salicylic+acid+accumulation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Host+and+Microbe%22%5BJournal%5D)">Coronatine promotes Pseudomonas syringae virulence in plants by activating a signaling cascade that inhibits salicylic acid accumulation.</a> Cell Host and Microbe. 11 (6), 587-596 (2012).</li>
<li>Raffeiner, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Xanthomonas+type-III+effector+XopS+stabilizes+CaWRKY40a+to+regulate+defense+responses+and+stomatal+immunity+in+pepper+%28Capsicum+annuum%29%5BTitle%5D)+AND+%22The+Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">The Xanthomonas type-III effector XopS stabilizes CaWRKY40a to regulate defense responses and stomatal immunity in pepper (Capsicum annuum).</a> The Plant Cell. 34 (5), 1684-1708 (2022).</li>
<li>Munemasa, S., Hauser, F., Park, J., Waadt, R., Brandt, B., Schroeder, J. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+abscisic+acid-mediated+control+of+stomatal+aperture%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Plant+Biology%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of abscisic acid-mediated control of stomatal aperture.</a> Current Opinion in Plant Biology. 28, 154-162 (2015).</li>
<li>Förster, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wounding-induced+stomatal+closure+requires+jasmonate-mediated+activation+of+GORK+K%2B+channels+by+a+Ca2%2B+sensor-kinase+CBL1-CIPK5+complex%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Cell%22%5BJournal%5D)">Wounding-induced stomatal closure requires jasmonate-mediated activation of GORK K+ channels by a Ca2+ sensor-kinase CBL1-CIPK5 complex.</a> Developmental Cell. 48 (1), 87-99 (2018).</li>
<li>Cheng, Y. T., Zhang, L., He, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plant-microbe+interactions+facing+environmental+challenge%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Host+and+Microbe%22%5BJournal%5D)">Plant-microbe interactions facing environmental challenge.</a> Cell Host and Microbe. 26 (2), 183-192 (2019).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

W poprzednich badaniach wykorzystywano skórki naskórka, krążki liściowe lub oderwane liście do zbadania reakcji aparatów szparkowych na inwazje bakteryjne 9,11,12. W przeciwieństwie do tego, metoda zaproponowana w tym badaniu wykorzystuje przenośne urządzenie do obrazowania aparatów szparkowych do bezpośredniej obserwacji aparatów szparkowych na liściu przyczepionym do rośliny po rozpyleniu PTO, naśladując naturalne warunki inwazji bakterii. Ponadto, ponieważ metoda ta nie obejmuje destrukcyjnych procesów przygotowania próbki, takich jak odklejanie się liści, wycinanie krążka liściowego i łuszczenie się naskórka, można uniknąć zranień i utraty wody związanych z tymi procesami przygotowania próbki. Efektów tych nie należy lekceważyć, ponieważ rany i utrata wody nieuchronnie wywołują sygnały pochodzenia roślinnego, takie jak fitohormony jasmonian i kwas abscysynowy, które wpływają na ruchy aparatów szparkowych13,14.
Istnieje kilka wytycznych dotyczących optymalnego wykorzystania przenośnego urządzenia do obrazowania szparkowego. Po pierwsze, dokładne usunięcie kropelek wody z powierzchni liści ma kluczowe znaczenie dla uzyskania obrazów o optymalnej wyrazistości i ostrości. Po drugie, zaleca się wykonywanie wielu zdjęć z identycznych obszarów liści, manipulując śrubą regulacyjną w celu precyzyjnego dostrojenia ostrości. Oczekuje się, że praktyka ta zwiększy liczbę możliwych do przeanalizowania aparatów szparkowych na powierzchnię liścia, łagodząc w ten sposób potencjalne błędy systematyczne związane z pobieraniem próbek. Wreszcie, podczas ściskania liścia za pomocą urządzenia, należy obchodzić się z nim ostrożnie, aby uniknąć uszkodzenia liścia. Ma to kluczowe znaczenie, ponieważ zranienie jest jedną ze wskazówek, które wywołują zamknięcie aparatów szparkowych14.
Apertura aparatów szparkowych była bardziej zmienna w pomiarze automatycznym niż w pomiarze ręcznym (ryc. 3). Istnieje kilka możliwych przyczyn takiego stanu rzeczy. Wcześniej informowano, że pory szparkowe wywnioskowane przez potok analizy obrazu często obejmują ściany komórkowe i/lub cienie komórek ochronnych otaczających pory szparkowe7, co nie ma miejsca w przypadku ręcznego pomiaru ludzkimi oczami. Aparaty szparkowe o nietypowych kształtach mogą również wpływać na różnice między pomiarami ręcznymi i automatycznymi, chociaż model wykrywania aparatów szparkowych został przeszkolony tak, aby wykluczyć takie aparaty szparkowe z analizy7. Niektórym aparatom szparkowym podano zerowe wartości apertury szparkowej w pomiarze automatycznym, ale żadna w pomiarze ręcznym z nieznanych przyczyn. Przyszłe aktualizacje modeli mogą być konieczne w celu rozwiązania tych problemów. Niemniej jednak, ponieważ zautomatyzowany pomiar apertury aparatów szparkowych zasadniczo odpowiadał pomiarowi ręcznemu, obecna wersja potoku analizy obrazu ma praktyczne zastosowanie.
Bezpośrednia obserwacja i zautomatyzowany pomiar apertury aparatów szparkowych u A. thaliana opisane w tym badaniu są obiecujące dla różnych zastosowań w celu wyjaśnienia roli aparatów szparkowych w adaptacji roślin do środowiska. Na przykład przedstawiona metoda powinna mieć szerokie zastosowanie do szybkiego ilościowego określania apertury szparkowej w nienaruszonym całym systemie roślinnym po narażeniu na stresy biotyczne, takie jak MAMP i patogeny mikrobiotyczne, a także stresy abiotyczne, takie jak susza. Na poparcie tego poprzedniego badania z powodzeniem zastosowano proces analizy obrazu w celu dokładnego określenia ilościowego otworu szparkowego "krążków liściowych" potraktowanych toksyną grzybową fusikokcyną, która indukuje otwarcie aparatów szparkowych, lub hormonem stresu, kwasem abscysynowym, który indukuje zamknięcie aparatów szparkowych7. Co więcej, w zasadzie przenośne urządzenie do obrazowania pozwala na długoterminową analizę przebiegu aparatu szparkowego na pojedynczym identycznym liściu przymocowanym do rośliny. Może to rzucić światło na nowe aspekty interakcji roślina-mikroorganizm, ponieważ większość badań koncentrowała się na reakcjach aparatów szparkowych na patogeny bakteryjne przez pierwsze kilka godzin interakcji 9,10,11. Interesujące będzie również zastosowanie i modyfikacja przedstawionej metody w celu zbadania reakcji aparatów szparkowych na inwazję bakterii w różnych warunkach środowiskowych. Jest to szczególnie istotne dla zrozumienia wpływu czynników środowiskowych, takich jak temperatura, wilgotność i dostępność wody w glebie, które wpływają na ruchy aparatów szparkowych i rozwój chorób przez patogeny bakteryjne 8,15. Podsumowując, przedstawiona metoda ma na celu przyspieszenie badań nad funkcjami aparatów szparkowych w interakcjach roślina-mikroorganizmy i poza nimi w dotychczas nieosiągalnych warunkach eksperymentalnych.

Aparaty szparkowe to mikroskopijne pory otoczone parą komórek ochronnych na powierzchni liści i innych nadziemnych części roślin. W ciągle zmieniającym się środowisku regulacja otworu szparkowego ma kluczowe znaczenie dla roślin, aby kontrolować absorpcję dwutlenku węgla wymaganą do fotosyntezy kosztem utraty wody w wyniku transpiracji. W związku z tym kwantyfikacja apertury aparatów szparkowych odegrała zasadniczą rolę w zrozumieniu adaptacji roślin do środowiska. Jednak ilościowe określenie apertury aparatów szparkowych jest z natury czasochłonne i kłopotliwe, ponieważ wymaga pracy ludzkiej, aby dostrzec i zmierzyć pory szparkowe na obrazie liścia uchwyconym przez mikroskop. Aby obejść te ograniczenia, opracowano różne metody ułatwiające ilościowe określenie apertury aparatów szparkowych u Arabidopsis thaliana, roślinie modelowej szeroko wykorzystywanej do badania biologii aparatów szparkowych1,2,3,4,5,6. Na przykład porometr może być używany do pomiaru szybkości transpiracji jako metryki przewodności szparkowej. Jednak metoda ta nie dostarcza bezpośrednich informacji na temat liczby aparatów szparkowych i apertury, które określają przewodność szparkową. W niektórych badaniach wykorzystano techniki mikroskopii konfokalnej uwydatniające pory szparkowe za pomocą fluorescencyjnego markera aktynowego, barwnika fluorescencyjnego lub autofluorescencji ściany komórkowej1,2,3,4,5. Chociaż podejścia te ułatwiają wykrywanie aparatów szparkowych, koszt zarówno prowadzenia urządzenia do mikroskopii konfokalnej, jak i przygotowania próbek mikroskopowych może stanowić przeszkodę w rutynowym stosowaniu. W przełomowej pracy Sai i wsp. opracowano model głębokiej sieci neuronowej do automatycznego pomiaru apertury aparatów szparkowych na podstawie obrazów mikroskopowych w jasnym polu peelingów naskórka A. thaliana 6. Ta innowacja nie zwalnia jednak badaczy z zadania przygotowania peelingu naskórka do obserwacji mikroskopowej. Niedawno przeszkoda ta została pokonana dzięki opracowaniu przenośnego urządzenia do obrazowania, które może obserwować aparaty szparkowe, ściskając liść A. thaliana, wraz z potokiem analizy obrazu opartym na głębokim uczeniu, który automatycznie mierzy aperturę szparkową na podstawie obrazów liści zarejestrowanych przez urządzenie7.
Aparaty szparkowe przyczyniają się do wrodzonej odporności roślin na patogeny bakteryjne. Kluczem do tej odpowiedzi immunologicznej jest zamknięcie aparatów szparkowych, które ograniczają wnikanie bakterii przez mikroskopijne pory do wnętrza liścia, gdzie patogeny bakteryjne namnażają się i powodują choroby8. Zamknięcie aparatów szparkowych jest indukowane po rozpoznaniu wzorców molekularnych związanych z drobnoustrojami (MAMP), cząsteczek immunogennych, które często są wspólne dla klasy drobnoustrojów, przez receptory rozpoznawania wzorców zlokalizowanych w błonie plazmatycznej (PRR)9. 22-aminokwasowy epitop bakteryjnej flageliny znany jako flg22 jest typowym MAMP, który indukuje zamknięcie aparatów szparkowych poprzez jego rozpoznanie przez PRR FLS210. Jako środek zaradczy patogeny bakteryjne, takie jak Pseudomonas syringae pv. pomidor DC3000 (WOM) oraz Xanthomonas campestris pv. Vesicatoria rozwinęły mechanizmy wirulencji, aby ponownie otworzyć aparaty szparkowe9,11,12. Te reakcje szparkowe na patogeny bakteryjne były tradycyjnie analizowane w testach, w których skórki naskórka liści, krążki liściowe lub oderwane liście są unoszone na zawiesinie bakteryjnej, a następnie aparaty szparkowe są obserwowane pod mikroskopem, a następnie ręcznie mierzone otwory szparkowe. Jednak testy te są kłopotliwe i mogą nie odzwierciedlać reakcji szparkowych na naturalną inwazję bakterii, która występuje w liściu przyczepionym do rośliny.
Tutaj przedstawiono prostą metodę badania zamykania i ponownego otwierania aparatów szparkowych podczas inwazji Pto w warunkach, które ściśle naśladują naturalną interakcję roślina-bakteria. Metoda ta wykorzystuje przenośne urządzenie do obrazowania do bezpośredniej obserwacji aparatów szparkowych A. thaliana na liściu przyczepionym do rośliny zaszczepionej Wom, wraz z potokiem analizy obrazu do automatycznego pomiaru apertury szparkowej.

<table><tbody><tr><td>Agar</td><td>Nakarai tesque</td><td>01028-85</td><td></td></tr><tr><td>Zestawy aerografu</td><td>ANEST IWATA</td><td>MX2900</td><td>Zestawy akcesoriów do SPRINT JET</td></tr><tr><td>Biotron</td><td>Nippon Medical & Instrumenty chemiczne</td><td>LPH-411S</td><td>Komora do wzrostu roślin z białym światłem fluorescencyjnym</td></tr><tr><td>Glicerol</td><td>Wako</td><td>072-00626</td><td></td></tr><tr><td>Półtaca</td><td>Sakata</td><td>72000113</td><td>Zestaw tacki i pokrywki</td></tr><tr><td>Hyponex</td><td>Hyponex</td><td>Brak dostępnego numeru katalogowego</td><td>Rozcieńczyć roztwór Hyponex w stosunku 1:2000 w wodzie dejonizowanej do podlewania roślin</td></tr><tr><td>Obraz J</td><td>Natinal Institute of Zdrowie</td><td>Pobierz w https://imagej.nih.gov/ij/download.html</td><td>Służy do ręcznego pomiaru otworu szparkowego</td></tr><tr><td>K2HPO4</td><td>Wako</td><td>164-04295</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Wako</td><td>163-03545</td><td></td></tr><tr><td>KOH</td><td>Wako</td><td>168-21815</td><td>Dla MES-KOH</td></tr><tr><td>MES</td><td>Wako</td><td>343-01621</td><td>Dla MES-KOH</td></tr><tr><td>Przenośne urządzenie do obrazowania aparatów szparkowych</td><td>Zamówienie fitometryczne</td><td>w https://www.phytometrics.jp/</td> <td>Takagi et al.(2023) doi: 10.1093/pcp/pcad018.</td></tr><tr><td>Ryfampicyna</td><td>Wako</td><td>185-01003</td><td>Rozpuszcza się w DMSO</td></tr><tr><td>Silwet-L77</td><td>Bio medycyna</td><td>BMS-SL7755</td><td>silikonowy środek powierzchniowo czynny stosowany w inokulacji opryskowej</td></tr><tr><td>SPRINT JET</td><td>ANEST</td><td>IWATA IS-800</td><td>Aerograf używany do inokulacji w sprayu</td></tr><tr><td>SuperMix A</td><td>Nasiona Sakata</td><td>72000083</td><td>Wymieszaj z wermikulitem G20 w równych proporcjach do przygotowania gleby</td></tr><tr><td>Trypton</td><td>Nakarai tesque</td><td>35640-95</td><td></td></tr><tr><td>Vermiculite G20</td><td>Nittai</td><td>Brak dostępnego numeru katalogowego</td><td>Wymieszać z Super Mix A w równych proporcjach do przygotowania gleby</td></tr><tr><td>Białe światło fluorescencyjne</td><td>NEC</td><td>FHF32EX-N-HX-S</td><td>używane do Biotronu</td></tr></tbody></table>

bezpośrednia obserwacja i automatyczny pomiar reakcji aparatów szparkowych na pseudomonas syringae pv. pomidor dc3000 w rzodkiewniku pospolitym (arabidopsis thaliana)

Direct Observation and Automated Measurement of Stomatal Responses to Pseudomonas syringae pv. tomato DC3000 in Arabidopsis thaliana

Aparaty szparkowe to mikroskopijne pory znajdujące się w naskórku liści roślin. Regulacja apertury aparatów szparkowych ma kluczowe znaczenie nie tylko dla zrównoważenia poboru dwutlenku węgla do fotosyntezy i transpiracyjnej utraty wody, ale także dla ograniczenia inwazji bakterii. Podczas gdy rośliny zamykają aparaty szparkowe po rozpoznaniu drobnoustrojów, bakterie chorobotwórcze, takie jak Pseudomonas syringae pv. pomidor DC3000 (WOM), ponownie otwórz zamknięte aparaty szparkowe, aby uzyskać dostęp do wnętrza skrzydła. W konwencjonalnych testach do oceny reakcji aparatów szparkowych na inwazję bakterii, skórki naskórka liści, krążki liści lub oderwane liście są unoszone na zawiesinie bakteryjnej, a następnie aparaty szparkowe są obserwowane pod mikroskopem, a następnie następuje ręczny pomiar otworu szparkowego. Jednak testy te są kłopotliwe i mogą nie odzwierciedlać reakcji szparkowych na naturalną inwazję bakterii w liściu przyczepionym do rośliny. Niedawno opracowano przenośne urządzenie do obrazowania, które może obserwować aparaty szparkowe, ściskając liść bez odrywania go od rośliny, wraz z potokiem analizy obrazu opartym na głębokim uczeniu, zaprojektowanym do automatycznego pomiaru apertury szparkowej na podstawie obrazów liści zarejestrowanych przez urządzenie. Tutaj, w oparciu o te postępy techniczne, wprowadzono nową metodę oceny reakcji aparatów szparkowych na inwazję bakterii Arabidopsis thaliana. Metoda ta składa się z trzech prostych kroków: inokulacji w sprayu Pto naśladującej naturalne procesy infekcji, bezpośredniej obserwacji aparatów szparkowych na liściu rośliny zaszczepionej Pto za pomocą przenośnego urządzenia do obrazowania oraz automatycznego pomiaru apertury szparkowej za pomocą potoku analizy obrazu. Metoda ta została z powodzeniem wykorzystana do zademonstrowania zamykania i ponownego otwierania aparatów szparkowych podczas inwazji PTO w warunkach, które ściśle naśladują naturalną interakcję roślina-bakteria.

Po inokulacji metodą natryskową Pto, aparaty szparkowe na liściach przymocowanych do inokulowanych roślin były bezpośrednio obserwowane za pomocą przenośnego urządzenia do obrazowania szparek. Wykorzystując pomiary ręczne i zautomatyzowane, na tych samych obrazach liści obliczono szerokość otwarcia szparek, wyznaczając stosunek szerokości do długości około 60 aparatów szparkowych. Pomiary ręczne i zautomatyzowane konsekwentnie wskazały na zmniejszenie szerokości otwarcia szparek w Pto- rośliny inokulowane w porównaniu z roślinami poddanymi inokulacji pozorowanej 1 godzinę po inokulacji (hpi) (Rycina 3A,B), co wskazuje na to, że A. thaliana rośliny zamykają aparaty szparkowe w odpowiedzi na Pto inwazji. W 3 hpi otwór szparkowy w Pto-rośliny zaszczepione i rośliny zaszczepione pozornie były niemal identyczne (Rycina 3C,D), co przypomina ponowne otwieranie aparatów szparkowych przez PtoCo godne uwagi, zautomatyzowany pomiar szerokości szpary szparkowej zajął jedynie około 5 s na przetworzenie jednego obrazu (Tabela 1), co skraca czas pomiaru o ponad 95% w porównaniu z pomiarem manualnym. Tym samym niniejszy protokół stanowi operacyjnie prosty i oszczędzający nakład pracy sposób śledzenia dynamicznych reakcji aparatów szparkowych A. thaliana do patogenu bakteryjnego.
<img alt="Układ do pomiaru stresu roślin z wykorzystaniem czujnika zaciskowego do liścia w analizie fotosyntezy." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66112/66112fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Przenośne urządzenie obrazujące. Zdjęcia przedstawiające przenośne urządzenie obrazujące z liściem umieszczonym na podstawce (po lewej) oraz z zamkniętą górną pokrywą (po prawej). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66112/66112fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Mikroskopia komórek roślinnych, pomiar długości i szerokości; schemat przedstawiający analizę struktury komórkowej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66112/66112fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Schemat pomiaru apertury szparek stomatycznych. (A) Aperturę szparki wyznacza się obliczając stosunek szerokości do długości szparki, wskazaną białymi strzałkami. (B) Szparki niedojrzałe oraz (C) niewyraźne powinny zostać wykluczone z pomiaru. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66112/66112fig02large.jpg" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykresy pudełkowe porównujące próbę mock vs Pto, wyświetlone wartości p, analiza danych statystycznych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66112/66112fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Reakcje aparatów szparkowych na Pto w nienaruszonej całej roślinie. Rośliny A. thaliana zostały inokulowane metodą natryskową próbą mock lub Pto, a aparaty szparkowe na liściach rośliny poddanej inokulacji były bezpośrednio obserwowane w (A,B) 1 hpi oraz (C,D) 3 hpi za pomocą przenośnego urządzenia do obrazowania aparatów szparkowych. Apertura szparkowa (stosunek) została obliczona za pomocą pomiarów (A,C) ręcznych oraz (B,D) zautomatyzowanych. Wartości p obliczono za pomocą obustronnego testu t. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66112/66112fig03large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td colspan="2">Czas przetwarzania (s)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metoda</td>
			<td>Średnia</td>
			<td>SD</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Instrukcja</td>
			<td>130.1</td>
			<td>48.8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zautomatyzowany</td>
			<td>4.7</td>
			<td>0.8</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1: Czas przetwarzania dla pomiarów manualnych i zautomatyzowanych szerokości szparek w jednym obrazie. Średnie i odchylenia standardowe (SD) czasu przetwarzania obliczono na podstawie pomiarów dziewięciu reprezentatywnych obrazów.

Tutaj prezentujemy prostą metodę bezpośredniej obserwacji i automatycznego pomiaru reakcji aparatów szparkowych na inwazję bakterii u Arabidopsis thaliana. Metoda ta wykorzystuje przenośne urządzenie do obrazowania aparatów szparkowych wraz z potokiem analizy obrazu przeznaczonym do obrazów liści zarejestrowanych przez urządzenie.

Bezpośrednia obserwacja i automatyczny pomiar reakcji aparatów szparkowych na Pseudomonas syringae pv. pomidor DC3000 w rzodkiewniku pospolitym (Arabidopsis thaliana)

Stomata are microscopic pores found in the plant leaf epidermis. Regulation of stomatal aperture is pivotal not only for balancing carbon dioxide uptake ...

Aparaty szparkowe roślin odgrywają kluczową rolę w adaptacji do warunków stresowych, dlatego musimy zmierzyć otwór stomii, aby zrozumieć, jak rośliny reagują na stres biotyczny i antybiotykowy. Jednak pomiar apertury szparkowej jest czasochłonny i kłopotliwy. Aby zmierzyć otwór szparkowy, wyczuwamy naskórek i obserwujemy aparaty szparkowe pod mikroskopem.Następnie ręcznie mierzymy otwór szparkowy, co zajmuje dużo czasu, mimo że jesteśmy doświadczonymi badaczami. Zmierzyliśmy się z tymi barierami i opracowaliśmy narzędzie oraz technikę, które mogą automatycznie mierzyć otwór szparkowy w nienaruszonych liściach rzodkiewnika. Dlatego jesteśmy głęboko przekonani, że opracowane przez nas urządzenie do obrazowania aparatów szparkowych i algorytm głębokiego uczenia ułatwią funkcjonalną analizę reakcji aparatów szparkowych na różne stresy biotyczne i abiotyczne, ponieważ te postępy techniczne znacznie skracają czas i pracę ludzką wymaganą do pomiaru apertury aparatów szparkowych.Na początek posadź nasiona Arabidopsis thaliana w glebie. Hoduj je w komorze z białym światłem fluorescencyjnym. Następnie zaszczepij pojedynczą kolonię Pseudomonas syringae pv.pomidor DC3000 w pięciu mililitrach płynnego podłoża King's B. Inkubuj kulturę w temperaturze 28 stopni Celsjusza z wytrząsaniem z prędkością 200 obrotów na minutę, aż kultura osiągnie późną logarytmiczną fazę wzrostu. Odwirować kulturę przy 6 000 g przez dwie minuty.Następnie ponownie zawieś pastylkę bakteryjną w jednym mililitrze sterylnej wody. Następnie odpipetować supernatant i ponownie zawiesić osad w jednym mililitrze buforu otwierającego aparaty szparkowe. Zmierz gęstość optyczną zawiesiny przy 600 nanometrach.Rozcieńczyć zawiesinę bakteryjną do gęstości optycznej 0,2 buforem otwierającym aparaty szparkowe zawierającym 0,4% silikonowego środka powierzchniowo czynnego. Aby zaszczepić zawiesinę bakteryjną, najpierw umieść rośliny Arabidopsis thaliana na tacy przykrytej przezroczystą pokrywką pod światłem na co najmniej trzy godziny. Zdejmij pokrywę.Następnie za pomocą aerografu spryskaj spód liści zawiesiną bakteryjną. Po zaszczepieniu inkubuj rośliny na tacy przykrytej przezroczystą pokrywką, aby utrzymać wilgotność względną około 85%Aby rozpocząć, podłącz przenośne urządzenie do obrazowania szparkowego do komputera wyposażonego w oprogramowanie do akwizycji obrazu. Użyj kawałka papieru, aby ostrożnie usunąć kropelki wody z zaszczepionych Pseudomonas syringae liści rośliny Arabidopsis thaliana.Teraz otwórz górną pokrywę urządzenia. Umieść liść na scenie i zamknij pokrywę. Wyreguluj ostrość za pomocą regulacyjnej i kliknij Zapisz obraz na komputerze, aby przechwycić obraz.Aby wykonać automatyczny pomiar otworu szparkowego, otwórz notatnik Google Colaboratory. Kliknij Plik, a następnie Zapisz kopię na Dysku, aby utworzyć kopię lokalną na Dysku Google. Po otwarciu nowej karty zamknij kartę oryginalnego notesu.Naciśnij przycisk wykonywania w sekcji ustawień środowiskowych w notatniku, aby zaimportować wymagane biblioteki bez rozwijania bloków komórek. W sekcji ustawień katalogu utwórz trzy foldery na Dysku Google do analizy. Przenieś uzyskane obrazy do przykładowego folderu wyników, kategoryzując je według obróbki lub próbki w celu wygenerowania końcowego wykresu.Kliknij pozycję Pobierz wytrenowane modele, aby pobrać pliki ONNX wytrenowanych modeli z usługi Zenodo. Umieść pobrane pliki w katalogu modelu. Uruchom wnioskowanie i pomiar części apertury szparkowej notebooka, aby określić ilościowo aperturę szparkową na podstawie poszczególnych obrazów.Wynikowe obrazy z nałożonym wnioskowaniem i przykładowym plikiem CSV z wynikami zostaną wyeksportowane do katalogu wyników wnioskowania. Wykonaj sekcję generowania wykresu, aby utworzyć wykres dotyczący współczynnika apertury aparatów szparkowych. Wyeksportuj ten wykres do katalogu wyników wnioskowania.Zmniejszenie apertury aparatów szparkowych u roślin zaszczepionych PTO w porównaniu z roślinami zaszczepionymi próbnie zaobserwowano po jednej godzinie po inokulacji. Po trzech godzinach od infekcji otwór szparkowy zarówno u roślin zaszczepionych PTO, jak i u roślin zaszczepionych pozorem był praktycznie taki sam. Zautomatyzowany pomiar apertury aparatów szparkowych trwał około pięciu sekund w celu przetworzenia jednego obrazu, co spowodowało skrócenie czasu pomiaru o 95%.

direct-observation-automated-measurement-stomatal-responses-to

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Opracowaliśmy prosty i powtarzalny protokół badania odpowiedzi aparatów szparkowych na żywe bakterie. Metoda ta minimalizuje uszkadzanie i manipulację liściem w porównaniu do wcześniej opisanego zastosowania preparatów z naskórka liści.

Ocena reakcji aparatów szparkowych na żywe komórki bakteryjne z wykorzystaniem obrazowania całych liści

Source: Liu, X., et al. Bacterial Leaf Infiltration Assay for Fine Characterization of Plant Defense Responses using the Arabidopsis thaliana-Pseudomonas syringae Pathosystem. J. Vis. Exp. (2015).This video demonstrates a method to assess the bacterial load in Arabidopsis thaliana leaves infected with Pseudomonas syringae. Leaf discs from infected leaves are homogenized, serially diluted, and plated onto nutrient-rich agar to promote bacterial colony formation. Colony counts are then used to...

Assessing Pseudomonas syringae Infection Load in Arabidopsis thaliana Leaves

Ca2+ reguluje różnorodne procesy biologiczne w roślinach. W tym miejscu przedstawiamy podejścia do monitorowania przestrzennych i czasowych sygnałów Ca2 + wywołanych stresem abiotycznym w komórkach i tkankach rzodkiewnika przy użyciu genetycznie kodowanych wskaźników Ca2 + Aequorin lub Case12.

Pomiar przestrzennych i czasowych sygnałów Ca2+ u rzodkiewnika

Kwantyfikacja wzrostu patogenów jest potężnym narzędziem do charakteryzowania różnych odpowiedzi immunologicznych Arabidopsis thaliana (dalej: Arabidopsis). Opisana tutaj metoda przedstawia zoptymalizowany test infiltracji strzykawki w celu ilościowego określenia Pseudomonas syringae pv. Maculicola powiedział: Wzrost ES4326 w dorosłych liściach Arabidopsis.

Test infiltracji bakteryjnych liści w celu dokładnej charakterystyki reakcji obronnych roślin przy użyciu patosystemu Arabidopsis thaliana-Pseudomonas syringae

Celem tego protokołu jest pokazanie, jak monitorować dynamikę białek znakowanych fluorescencyjnie na powierzchni komórek roślinnych za pomocą mikroskopii epifluorescencyjnej o zmiennym kącie, pokazując kropki PATROL1 oznaczonej GFP, białka transportującego błonę, w korze komórkowej kompleksu szparkowego u Arabidopsis thaliana.

Obrazowanie w czasie rzeczywistym dynamiki powierzchni komórek roślinnych za pomocą mikroskopii epifluorescencyjnej o zmiennym kącie

Tutaj prezentujemy protokół do badania zachowań związanych ze wzrostem roślin, a zwłaszcza fenotypów w powtarzalny sposób. Pokazujemy, jak zapewnić zmienne, a jednocześnie stabilne warunki oświetleniowe. Prawidłowe analizy zależą od wystarczającej liczby prób i prawidłowych ocen statystycznych.

Analiza zachowania wzrostu Arabidopsis thaliana w różnych jakościach światła

Przedstawiamy prostą i wszechstronną metodę wykonywania fluorescencyjnego obrazowania na żywo liści Arabidopsis thaliana przez dłuższy okres czasu. Używamy transgenicznej rośliny Arabidopsis wykazującej ekspresję fluorescencyjnego genu reporterowego pod kontrolą promotora związanego z odpornością jako przykładu uzyskania czasoprzestrzennego zrozumienia odpowiedzi immunologicznych roślin.

Uniwersalna metoda montażu liści Arabidopsis do przyżyciowego obrazowania poklatkowego

Ten artykuł opisuje dwie metody ilościowego określania reakcji obronnych u Arabidopsis thaliana po ekspozycji na elicytory immunologiczne: przejściowy wybuch oksydacyjny i zahamowanie wzrostu siewki.

Testy wybuchu oksydacyjnego wywołanego wzorcem i zahamowania wzrostu siewek u Arabidopsis thaliana

Udostępniamy metodę identyfikacji modulatorów transpiracji dolistnej poprzez zakrojone na szeroką skalę badania przesiewowe biblioteki złożonej.

Identyfikacja nowych regulatorów transpiracji roślin za pomocą wielkoskalowych badań termowizyjnych u Helianthus annuus

Test zalewania sadzonek ułatwia szybkie badanie odmian dzikich pomidorów pod kątem odporności na bakterię Pseudomonas syringae. Ten test, stosowany w połączeniu z testem wzrostu bakterii siewek, może pomóc w dalszym charakteryzowaniu podstawowej odporności na bakterię i może być wykorzystany do mapowania populacji w celu określenia genetycznych podstaw odporności.

Wysokoprzepustowa identyfikacja oporności na Pseudomonas syringae pv. Pomidor w pomidorze za pomocą testu powodziowego sadzonek

Ten artykuł opisuje dwie metody fenotypowania bez użycia peelingów naskórka do scharakteryzowania genów kontrolujących rozwój aparatów szparkowych. Pierwsza metoda pokazuje, jak analizować fenotyp aparatów szparkowych przy użyciu naskórka roślinnego barwionego błękitem O-toluidyny. Druga metoda opisuje, w jaki sposób identyfikować ligandy szparkowe i monitorować ich aktywność biologiczną.

Identyfikacja genów zaangażowanych w rozwój aparatów szparkowych poprzez ocenę fenotypu naskórka

Odkryj automatyczną analizę reakcji aparatów szparkowych w Arabidopsis thaliana przy użyciu przenośnego urządzenia obrazującego i algorytmów głębokiego uczenia. Ta metoda znacząco skraca czas pomiaru i redukuje nakład pracy.

Bezpośrednia obserwacja i automatyczny pomiar reakcji aparatów szparkowych na Pseudomonas syringae pv. pomidor DC3000 w rzodkiewniku pospolitym (Arabidopsis thaliana) (Wideo) | JoVE Journal

Bezpośrednia obserwacja i automatyczny pomiar reakcji aparatów szparkowych na Pseudomonas syringae pv. pomidor DC3000 w rzodkiewniku pospolitym (Arabidopsis thaliana)

Przeglądaj więcej filmów