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Espólio-Temporal Em Vivo Imagem de Sistemas de Entrega de Drogas Oculares usando Microendoscopia a laser confocal de fibra óptica

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DOI:

10.3791/62685

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27 de setembro de 2021

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1Laboratory for Translational and Molecular Imaging, Cancer and Stem Cell Biology Programme, Duke-NUS Medical School, 2School of Materials Science and Engineering, Nanyang Technological University, 3Singapore National Eye Centre, 4Singapore Eye Research Institute, 5Material Science & Engineering, National University of Singapore

Neste artigo

Resumo

Apresentamos um protocolo para o uso de microendoscopia a laser confocal (CLM) para estudar não invasivamente a distribuição espátula-temporal de lipossomos no olho após injeção subconjunta.

Resumo

A injeção subconjuntiva é uma rota atraente para administrar drogas oculares devido ao fácil acesso trans-ecleral que contorna barreiras oculares anteriores, como a córnea e a conjuntiva. Embora os efeitos terapêuticos e a farmacocinética dos medicamentos após a injeção subconjuntível tenham sido descritos em alguns estudos, muito poucos avaliam a distribuição ocular de medicamentos ou sistemas de entrega de medicamentos (DDS). Este último é fundamental para a otimização do design intraocular de DDS e biodisponibilidade de medicamentos para alcançar a localização ocular desejada e duração da ação (por exemplo, aguda versus prolongada). Este estudo estabelece o uso de microendoscopia a laser confocal (CLM) para estudar qualitativamente a distribuição ocular de lipossomos fluorescentes em tempo real em camundongos vivos após injeção subconjuntiva. Sendo projetado para inspeção visual in vivo de tecidos no nível microscópico, esta também é a primeira descrição completa do método de imagem CLM para estudar a distribuição espátula-temporal de injetáveis no olho após injeção subconjunta.

Introdução

A liberação de sangue, a distribuição de tecidos e a ocupação-alvo de drogas em sistemas vivos são pilares para a compreensão da disposição in vivo de drogas. Em modelos animais pré-clínicos, esses parâmetros são tipicamente avaliados por amostragem frequente de sangue e tecido em determinados pontos de tempo após a administração de medicamentos. No entanto, esses procedimentos são geralmente invasivos, muitas vezes incluem medidas de não sobrevivência, e exigem grandes coortes de animais para alimentação estatística. Pode haver custo extra e tempo incorridos, juntamente com preocupações éticas para o uso excessivo de animais. Como resultado, a imagem não invasiva está rapidamente se tornando um passo integral em estudos de biodistribuções. A microendoscopia a laser confocal (CLM1,2) é adequada para aplicações oculares para imagem não invasiva da distribuição espátula-temporal da terapêutica aos olhos de animais vivos com alta sensibilidade e alta resolução1,3,4.

A CLM tem o potencial de facilitar a triagem robusta de sistemas de entrega de medicamentos oculares (DDS), como lipossomos, antes da quantificação abrangente do DDS e da biodisponibilidade de medicamentos. Os lipossomos são atraentes por sua flexibilidade em ajustar suas propriedades físico-químicas e biofísicas5,6,7,8,9,10,11 para encapsular uma grande variedade de carga terapêutica e controlar o local tecidual de liberação de drogas e duração da ação. Lipossomos têm sido usados em aplicações oculares para a entrega de grandes moléculas, como o anticorpo monoclonal bevacizumab12, e pequenas moléculas como ciclosporina13 e ganciclovir14. Lipossomos carregados de drogas têm meias-vidas biológicas mais longas e efeitos terapêuticos prolongados em comparação com formulações não liposômicas de "droga livre". No entanto, a distribuição de drogas no tecido ocular é tipicamente extrapolada das concentrações de drogas em componentes fluidos do olho (ou seja, sangue, humor aquoso e humor vítreo15,16,17). Como o destino inicial in vivo da carga de droga carregada é definido pelas propriedades do próprio nanocarrier, a imagem CLM dos lipossomos fluorescentes pode servir como um substituto para a droga revelar o direcionamento tecidual e os tempos de residência do tecido in situ. Além disso, evidências visuais de entrega com CLM podem orientar o re-projeto do DDS, avaliar os benefícios terapêuticos da droga e talvez até prever eventos biológicos adversos (por exemplo, toxicidade tecidual devido à localização indesejável do DDS por períodos prolongados de tempo).

Aqui, um procedimento passo-a-passo é detalhado sobre como estudar a biodistribução ocular de lipossomos em ratos vivos com um sistema CLM de banda dupla. Este sistema CLM específico pode detectar fluorescência de duas cores (com lasers de excitação verde e vermelho a 488 nm e 660 nm) em tempo real, com uma frequência de 8 quadros/s. Ao colocar fisicamente a sonda de detecção no olho, o protocolo demonstra a aquisição de imagens e a análise de lipossomos verde-fluorescentes sobre a administração subconjuntiva em camundongos pré-injetados por via intravenosa (IV) com 2% de corante Evans Blue (EB). O corante EB ajuda a visualizar as estruturas vascularizadas no canal de fluorescência vermelha. Mostramos resultados representativos de um estudo que avalia lipossomos neutros de 100 nm compostos do POPC fosfolipídeo (ou seja, 1-palmitoyl-2-oleoyl-glicero-3-fosfocholina) e dopados com fluorescemina-tagged Fl-DHPE (i.e., N-(fluoresceína-5-thiocarbamoyl)-1,2-dihexa-decanoylsn-gliceo-3-fosfoethanolamina) a uma proporção de 95% de POPC: 5% Fl-DHPE (Figura 1B ). O CLM é capaz de capturar os lipossomos marcados por fluoresceína verde a 15 μm axial e 3,30 μm de resolução lateral por delineamento das fronteiras do tecido ocular manchados pelo EB.

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Protocolo

Todos os métodos descritos aqui foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC) da SingHealth (Cingapura). Camundongos C57BL/6 J femininos (6- 8 semanas de idade; 18-20 g) foram obtidos de InVivos, Cingapura, e alojados em um vivarium controlado pela temperatura e luz da Duke-NUS Medical School, em Cingapura. Os animais foram tratados de acordo com as diretrizes da Declaração da Associação de Pesquisa em Visão e Oftalmologia (ARVO) para o uso de animais em pesquisa oftalmológica e de visão.

NOTA: Um fluxograma destacando os principais procedimentos é mostrado na Figura 2.

1. Preparação de agentes de contraste: Evans Blue (EB) e lipossomos

  1. Para 2% de solução de corante EB, dissolva 1 g de EB em 50 mL de soro fisiológico estéril. Filtre a solução usando filtros de 0,22 μm em tubos estéreis de 1,5 mL e armazene-os em temperatura ambiente para uso posterior.
  2. Para lipossomos verde-fluorescentes, adicione POPC/Fl-DHPE (95:5), clorofórmio/metanol (2:1) em um frasco fundo redondo de 100 mL. Use um evaporador rotativo a 150 rpm a 40 °C durante 1h, com vácuo mantido a 0 mbar1 para criar uma fina película lipídica.
    NOTA: Ao comparar efeitos de propriedades liposômicas (por exemplo, tamanho, carga, saturação lipídica, comprimento da cadeia lipídica) na distribuição, mantenha uma porcentagem fixa de Fl-DHPE ou outros lipídios fluorescentes para confirmar que os resultados observados se devem ao efeito das propriedades testadas, e não à carga variável de grandes corantes hidrofóbicos.
  3. Hidrate o filme lipídico com soro fisiológico tamponado de fosfato (para alcançar 26,3 mM de lipossomos fluorescentes) a 40 °C para formar vesículas multi-lamelar (MLV). Coloque os MLVs em uma seringa de vidro para extrusão manual (30 vezes usando um filtro de policarbonato de tamanho de poros de 0,08 μm) para atingir o tamanho desejado de 100 nm.
    NOTA: A temperatura para hidratação deve ser maior do que a temperatura de transição dos lipídios.
  4. Filtre os lipossomos passando-os através de um filtro de seringa estéril de 0,22 μm. Confirme o diâmetro hidrodinâmico (DH) dos lipossomos usando um sistema dinâmico de dispersão de luz.

2. Administração de EB e lipossomos em ratos vivos

  1. Injete o mouse com EB IV (intravenoso) através da veia da cauda (2,5 mg/kg), 2 h antes da injeção subconjuntival.
  2. Para injeção subconjunta, primeiro, sedeia o rato usando 5% de isoflurane via inalação em uma câmara de indução para alcançar um plano adequado de anestesia. Transfira o mouse para um cone de nariz e mantenha a sedação em 2%-2,5% de isoflurane enquanto estiver em uma almofada de aquecimento durante todo o procedimento.
  3. Corte os bigodes perto do olho para serem injetados e incutir uma gota de solução de cloridrato de proxymetacaina 0,5% proxymetacaína diretamente no olho.
  4. Carregue uma seringa de vidro de 10 μL (com agulha de 32 G) com lipossomos fluorescentes (Fl-DHPE: 0,78 mg/kg) e dissite todas as bolhas de ar na seringa antes da injeção.
    NOTA: Até 20 μL de injeção podem ser acomodados no espaço subconjuntivo de camundongos18,19.
  5. Usando uma pinça, levante ligeiramente a conjuntiva e injete lentamente no espaço subconjuntivo (Figura 1A). Retire a agulha lentamente para evitar o fluxo de volta. Certifique-se de que uma bleb visível cheia de lipossomos fluorescentes seja formada (Figura 1C).
  6. Administre uma gota de antibiótico 1% de ácido fusídico no olho após a injeção e monitore o rato até que ele recupere a consciência.

3. Configuração clm

  1. Ligue o sistema CLM e certifique-se de que tanto o conector quanto a ponta distal da sonda de varredura estejam limpos.
  2. Limpe o conector da sonda de varredura usando um limpador de conector óptico seguindo as instruções do fabricante.
    1. Pressione o rachet (muitas vezes colorido) do limpador de conector óptico para revelar uma fita de limpeza.
    2. Posicione o conector em contato com a fita de limpeza e deslize o conector ao longo da fita enquanto mantém contato.
  3. Limpe a ponta distal (também conhecida como ponta de varredura) da sonda mergulhando-a na solução de limpeza, seguida pela solução de lavagem fornecida pelo fabricante. Um aplicador de ponta de algodão também pode ser usado para uma limpeza mais completa se a ponta estiver muito suja.
  4. Conecte a sonda ao sistema CLM. Escolha o Campo de exibição (FOV) e o local para os arquivos de aquisição neste momento.
    NOTA: Ajuste a intensidade do laser nesta etapa para garantir que a detecção de fluorescência para Fl-DHPE esteja na faixa linear. A intensidade do laser deve ser mantida consistente para comparação entre imagens tiradas em diferentes pontos de tempo.
  5. Deixe o sistema aquecer por 15 minutos conforme instruído e use o kit de calibração para calibrar o sistema de acordo com as instruções do fabricante.
    NOTA: No kit de calibração, há três frascos para cada laser contendo as seguintes soluções: solução de limpeza, solução de lavagem e solução fluorófora de 488/660 nm para calibração interna. As etapas de calibração são solicitadas pelo sistema e devem ser seguidas em conformidade.
    1. Mergulhe a ponta no frasco de limpeza seguido do frasco de lavagem (5 s em cada frasco). Deixe no ar para gravação de fundo para ambos os canais.
      NOTA: Esta etapa é muito crucial, pois normaliza os valores de fundo de diferentes fibras da sonda e garante a uniformidade da imagem.
    2. Mergulhe a ponta no frasco de limpeza seguido do frasco de lavagem (5 s em cada frasco). Mergulhe a ponta no frasco fluoróforo de 488 nm por 5 segundos para normalizar os valores de sinal de diferentes fibras da sonda.
    3. Mergulhe a ponta no frasco de limpeza seguido do frasco de lavagem (5 s em cada frasco). Mergulhe a ponta no frasco de lavagem até que o sinal de fluorescência seja registrado em 3,5,2. Desaparece. Mergulhe a ponta no frasco fluorforo de 660 nm para normalizar os valores de sinal de diferentes fibras da sonda.
      NOTA: Siga todas as etapas de calibração para obter a calibração adequada e a qualidade ideal da imagem.
  6. Depois de calibrar a sonda, verifique se os valores de fundo das sondas estão o mais baixos possível. Para o sistema CLM utilizado, mantenha os valores de fundo abaixo de 100. Realize a limpeza repetida da sonda com um aplicador de ponta de algodão e calibração se os valores estiverem acima de 100/valor de usuário definido ou se a sonda parecer estar suja. Isto é para garantir que o ruído de fundo seja mantido em torno do mesmo valor.
    NOTA: É importante definir o valor máximo de fundo (por exemplo, 100 conforme indicado na etapa 3.6) para garantir que as condições da sonda sejam semelhantes. Isso permitirá uma comparação quantitativa adequada entre imagens tiradas em diferentes pontos de tempo. O valor pode diferir em diferentes sistemas e condições da sonda.
  7. Ligue o controlador de temperatura animal (ATC). Ajuste o ATC para 37 °C. Cubra a almofada de aquecimento com uma cortina cirúrgica e fixe o cone do nariz na almofada de aquecimento.
    NOTA: ATC com uma almofada de aquecimento anexada é necessário para garantir que o animal seja mantido aquecido durante toda a duração da imagem.
  8. Aperte o suporte do microscópio de dissecação na mesa para fixá-lo. Gire e ajuste a ocular do microscópio para ver o olho do rato ergonomicamente através da ocular quando o usuário estiver sentado (faça os ajustes após a colocação do animal).
  9. Sedar o rato usando 5% de isoflurane em uma câmara de indução. Transfira o rato para o cone do nariz uma vez que o animal não responda e mantenha a sedação em 2%-2,5% de isoflurane durante todo o procedimento.
  10. Corte os bigodes do mouse e incutir uma gota de solução de cloridrato de proxymetacaína de 0,5% no olho.
  11. Para ter certeza de que os olhos estão limpos, deixe cair algumas gotas de soro fisiológico para lavar a superfície ocular.
  12. Ajuste o microscópio para que o olho do mouse esteja em foco direto na ampliação de 0,67x.
    NOTA: Certifique-se de lubrificar os olhos com soro fisiológico. Se os olhos não estiverem lubrificados durante toda a sessão de imagem, eles podem secar, fazendo com que a lente se cristalize. Como resultado, durante a imagem clm, a lente pode emitir uma fluorescência vermelha de fundo.

4. Imagem ao vivo de olhos de rato com CLM e aquisição

  1. Ligue o laser, coloque a sonda no olho e comece a gravar a aquisição para observar a fluorescência no olho nas regiões indicadas no mapa-olho na Figura 3.
    NOTA: Segure a sonda como uma caneta com a extremidade distal da sonda diretamente sobre a região a ser imageda.
  2. Pare a gravação quando todas as regiões tiverem sido sinalizadas e rotuladas. Os arquivos de aquisição serão salvos automaticamente no local do arquivo escolhido na etapa 3.4.
    NOTA: O arquivo será salvo como um arquivo de vídeo que pode ser exportado para imagens individuais. Rotule a bandeira de acordo com o mapa dos olhos para saber exatamente a localização da sonda no quadro exato que a gravação foi feita.

5. Análise de imagem

  1. Usando o mesmo software de aquisição clm, exporte os arquivos de aquisição de imagens para análise suplementar. Clique em | de Arquivo Exporte e escolha o formato a ser exportado. Os arquivos de formato Mkt permitirão ajustes de tabela de visualização (LUT) e exportações adicionais para formatos de arquivos de imagem usando o software de visualização CLM.
  2. Para uma comparação precisa da intensidade da fluorescência, use o mesmo LUT ajustado para cada canal ao exportar todos os arquivos de imagem.
    NOTA: Escolha o limiar de LUT mínimo e máximo em relação aos do mouse de controle (sem lipossomos injetados) para minimizar as leituras de fluorescência de fundo.
  3. Abra a imagem em um programa de processamento de imagem/freeware apropriado (por exemplo, ImageJ). Desenhe a região de interesse (ROI).
    NOTA: O ROI aqui refere-se à região de interesse no programa de processamento. Na maioria dos casos, o ROI será toda a imagem digitalizada. No entanto, no caso de imagem do limbus, a sonda não pode simplesmente obter a imagem do limbus separadamente. Portanto, um ROI deve ser desenhado para 'quantificar' a fluorescência na região do limbus, conforme desenhado na Figura 4. Para manter o ROI consistente, use o mesmo ROI em todas as imagens.
  4. Meça e regisse os valores do ROI para fluorescência verde. Digite os valores em uma planilha. Tabular os valores médios e de intensidade de fluorescência (a.u.) do ROI.

6. Avaliação de histologia

  1. Eutanize o mouse usando um método aprovado pelo IACUC local.
  2. Enuclear o olho e fixar o olho em 1 mL de 4% de formaldeído ou 10% de solução formalina durante a noite.
  3. Corte as gorduras em excesso e incorpore o olho no composto de Temperatura de Corte Ideal (OCT) e mantenha-o congelado em um congelador de -80 °C por pelo menos um dia.
  4. Corte seções de 5 μm de espessura no criostato com temperatura de corte mantida em 20 °C. Transfira a seção para um slide de microscópio revestido de Poly-L-Lysine.
    NOTA: A histologia pode servir como validação adicional da distribuição de DDS. No entanto, requer otimização adicional, conhecimento técnico e sacrifício de animais que o estudo pretende reduzir usando CLM.

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Resultados

O protocolo demonstra a utilidade da CLM para avaliar a distribuição ocular esposo-temporal de lipossomos fluorescentes verdes administrados através de injeção subconjuntival. Para fazer uso da capacidade de cor dupla (comprimentos de onda de excitação de 488 nm e 660 nm) do sistema CLM, lipossomos POPC neutros de 100 nm a serem injetados foram dopados com 5% de Fl-DHPE (dados de composição e caracterização são mostrados na Figura 1B), e o EB foi injetado IV para identificar marcos no olho. ...

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Discussão

Como mostrado nos resultados, o CLM fornece um método simples e viável para a imagem da distribuição ocular de lipossomos no olho. Anteriormente, demonstramos o uso de CLM para caracterizar a localização de várias formulações liposômicas dentro do olho do rato ao longo do tempo1. Para aplicações não invasivas, o CLM permite imagens em tempo real da superfície ocular anterior para obter insights sobre como os lipossomos são distribuídos no olho do mesmo animal. Isso torna o CLM adequado para nanoca...

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Divulgações

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecimentos

Esta pesquisa foi financiada pelo NTU-Northwestern Institute for Nanomedicine (NNIN) granted (to SV) e em parte pela Fundação Nacional de Pesquisa de Cingapura Grant AG/CIV/GC70-C/NRF/2013/2013/2013/2013/2013/2013/2013/2013/2013/2 e Cingapura's Health and Biomedical Sciences (HBMS) Industry Alignment Fund (IAF-PP) concedeM H18/01/a0/018 administrado pela Agência de Ciência, Tecnologia e Pesquisa (A*STAR) (para AMC). Obrigado aos membros do Laboratório Duke-NUS de Imagem Translacional e Molecular (LTMI) por facilitar a logística e execução dos estudos e treinamentos em equipamentos. Agradecimentos especiais à Sra. Wisna Novera por sua assistência editorial.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
0,08 µ m filtro de policarbonatoWhatman, EUA110604
0.22 µ m filtro de seringaFisherbrand, Irlanda09-720-3
0.5% Solução optálmica estéril de cloridrato de ProxymetacaínaAlcon, Singapura
10 µ L Seringa de VidroHamilton, EUA65460-06
1-Palmitoil-2-oleoil-sn-glicero-3-fosfocolina (POPC)Avanti, EUA850457
agulha de 32 G (Hamilton, 0,5" PT4)Hamilton, EUA7803-04
Controlador de temperatura animal com placa de aquecimento (15 cm x 20 cm)WPI, EUAATC 2000 & 61800
Cellvizio Dual Band, Sonda S1500 e Quantikit (kit de calibração na etapa 3.5)Mauna Kea Technologies, FrançaDiâmetro da ponta: 1,5 mm, campo de visão: 600 µ m x 500 e micro; m, resolução axial: 15 µ m, resolução lateral: 3.3 µ m
ClorofórmioSigma Aldrich, EUA472476
Pinças Dumont #5, DumostarWPI, EUA50023311 cm, Retas, 0.1 mm x 0.06 mm Pontas
Evans BlueSigma Aldrich, EUAE2129
Colírio de ácido fusídicoLEO Pharma, Dinamarca
ImageJNational Institutes of Health, EUAhttps://imagej.nih.gov/ij/
IsofluranoPiramal, EUA
Malvern Zetasizer Nano ZSMalvern Panalytical, Reino Unido
MetanolSigma Aldrich, EUA179337
Mini ExtrusoraAvanti, EUA610020
N-(fluoresceína-5-tiocarbamoil)-1,2-dihexadecanoilsn-glicero-3-fosfoetanolamina (sal de trietilamônio) (FL-DHPE)Invitrogen, EUAF362
Phosphate Buffered SalineGibco, EUASistema de
com suporte de grampo de mesaOlympus, Tóquio, JapãoSZ51 & SZ2-STU3
estereomicroscópio 10010023

Referências

  1. Chaw, S. Y., Novera, W., Chacko, A. -M., Wong, T. T. L., Venkatraman, S. In vivo fate of liposomes after subconjunctival ocular delivery. Journal of Controlled Release. 329, 162-174 (2021).
  2. Kuo, J. C. -H., et al. Detection of colorectal dysplasia using fluorescently labelled lectins. Scientific Reports. 6 (1), 24231(2016).
  3. Wu, Y. -F., et al. A custom multiphoton microscopy platform for live imaging of mouse cornea and conjunctiva. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (159), e60944(2020).
  4. Zhivov, A., Stachs, O., Kraak, R., Stave, J., Guthoff, R. F. In vivo confocal microscopy of the ocular surface. The Ocular Surface. 4 (2), 81-93 (2006).
  5. Bassyouni, F., ElHalwany, N., Ab del Rehim, M., Neyfeh, M. Advances and new technologies applied in controlled drug delivery system. Research on Chemical Intermediates. 41 (4), 2165-2200 (2015).
  6. Sercombe, L., et al. Advances and challenges of liposome assisted drug delivery. Frontiers in Pharmacology. 6, (2015).
  7. Koning, G. A., Storm, G. Targeted drug delivery systems for the intracellular delivery of macromolecular drugs. Drug Discovery Today. 8 (11), 482-483 (2003).
  8. Metselaar, J. M., Storm, G. Liposomes in the treatment of inflammatory disorders. Expert Opinion on Drug Delivery. 2 (3), 465-476 (2005).
  9. Ding, B. S., Dziubla, T., Shuvaev, V. V., Muro, S., Muzykantov, V. R. Advanced drug delivery systems that target the vascular endothelium. Molecular Interventions. 6 (2), 98-112 (2006).
  10. Hua, S., Wu, S. Y. The use of lipid-based nanocarriers for targeted pain therapies. Frontiers in Pharmacology. 4, 143(2013).
  11. Sharma, A., Sharma, U. S. Liposomes in drug delivery: Progress and limitations. International Journal of Pharmaceutics. 154 (2), 123-140 (1997).
  12. Abrishami, M. M., et al. Preparation, characterization, and in vivo evaluation of nanoliposomes-encapsulated Bevacizumab (Avastin) for intravitreal administration. Retina. 29 (5), 699-703 (2009).
  13. Pleyer, U., et al. Ocular absorption of cyclosporine A from liposomes incorporated into collagen shields. Current Eye Research. 13 (3), 177-181 (1994).
  14. Shen, Y., Tu, J. Preparation and ocular pharmacokinetics of ganciclovir liposomes. The AAPS Journal. 9 (3), 371-377 (2007).
  15. Weijtens, O., et al. High concentration of dexamethasone in aqueous and vitreous after subconjunctival injection. American Journal of Ophthalmology. 128 (2), 192-197 (1999).
  16. Voss, K., et al. Development of a novel injectable drug delivery system for subconjunctival glaucoma treatment. Journal of Controlled Release. 214, 1-11 (2015).
  17. Giarmoukakis, A., et al. Biodegradable nanoparticles for controlled subconjunctival delivery of latanoprost acid: In vitro and in vivo evaluation. Preliminary results. Experimental Eye Research. 112, 29-36 (2013).
  18. Shah, N. V., et al. Intravitreal and subconjunctival melphalan for retinoblastoma in transgenic mice. Journal of Ophthalmology. 2014, 829879(2014).
  19. Dastjerdi, M. H., Sadrai, Z., Saban, D. R., Zhang, Q., Dana, R. Corneal Penetration of Topical and Subconjunctival Bevacizumab. Investigative ophthalmology & visual science. 52 (12), 8718-8723 (2011).
  20. Ezra-Elia, R., et al. Can an in vivo imaging system be used to determine localization and biodistribution of AAV5-mediated gene expression following subretinal and intravitreal delivery in mice. Experimental Eye Research. 176, 227-234 (2018).
  21. Movila, A., et al. Intravital endoscopic technology for real-time monitoring of inflammation caused in experimental periodontitis. Journal of Immunological Methods. 457, 26-29 (2018).
  22. Vanherp, L., et al. Bronchoscopic fibered confocal fluorescence microscopy for longitudinal in vivo assessment of pulmonary fungal infections in free-breathing mice. Scientific Reports. 8 (1), 3009(2018).
  23. Chagnon, F., et al. In vivo intravital endoscopic confocal fluorescence microscopy of normal and acutely injured rat lungs. Laboratory Investigation. 90 (6), 824-834 (2010).
  24. Yun, J. Y., et al. The effect of near-infrared fluorescence conjugation on the anti-cancer potential of cetuximab. Laboratory Animal Research. 34 (1), 30-36 (2018).

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