Name: Imagens de fluorescência com um nanômetros Precisão (Fiona) (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-26T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 56 s
Description: Aprenda a técnica FIONA para localização de moléculas individuais com precisão nanométrica. Este método permite estudar motores moleculares como miosina e medir deslocamentos de 36 nanômetros em processos biológicos.

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Este trabalho foi financiado pelo NIH Grants 068.625, Subsídios NSF 1063188 e Centro de Física de células vivas 0822613. agradecimentos especiais vão para o Dr. Marina Marjanovic no Instituto Beckman para Ciência Avançada e Tecnologia para o dom de olhos de coelhos.

Declaração de Ética: O tecido da córnea de coelhos foi coletado de acordo com a Universidade de Illinois Institutional Animal Care e Uso diretrizes. Configuração 1 TIRFM NOTA: Utilizar óculos de laser de segurança o tempo todo. <ol><li> Certifique-se de que todos os componentes ópticos necessários listados na Lista de Materiais estão disponíveis e prontos para o alinhamento. Se necessário, usar substitutos com funções equivalentes de outras empresas. Certifique-se de que os espelhos e lentes devem ter (AR) revestimentos anti-reflexo que correspondem o laser em uso. </li><li> Definir as alturas de todos os elementos ópticos com a altura do centro do microscópio para trás da porta. </li><li> Monte a laser, obturador laser e filtro ND (s). Uso de filtros ND para atenuar a energia do laser para baixo tão baixo quanto possível, mantendo o feixe visível. Apertar os parafusos com chaves sextavadas apropriadas. </li><li> Planeje um caminho do feixe e marcá-lo com fita adesiva ou marcador na mesa óptica (dotted linhas azuis na Figura 1). Para simplificar, manter caminhos retos ao longo de linhas de furos na tabela óptica. </li><li> Local espelho M1 (Figura 1), na primeira vez em ângulo recto. Coloque as duas íris ao longo da segunda seção reta do caminho do feixe planejado. Ajuste a posição ea inclinação do M1 tal que o laser atravessa a íris. </li><li> Local espelho M2 (Figura 1) no segundo turno ângulo recto. Inserir o expansor de feixe de 10x (L1 e L2, a Figura 1) ao longo da terceira secção do percurso linear. Ajustar a inclinação tal que o expansor de feixe é paralelo tanto a tabela e o caminho óptico do feixe planeado. <ol><li> Ajustar M1 e M2 de forma iterativa de tal forma que o laser passa a direito através dos centros das duas lentes de o expansor de feixe. Repita este passo até que o perfil do feixe do feixe expandido não é cortada de Gauss. </li></ol></li><li> Ajuste M1 para centralizar o feixe em L1 (Fifigura 1) e M2 para centrar a viga na L2 (Figura 1) de forma iterativa. Um perfil de feixe mau geralmente significa que o laser é cortada; usar uma folha de papel branca para bloquear o feixe depois do expansor de feixe para verificar o perfil do feixe com os olhos. Para a análise de alta precisão, use um profiler feixe óptico. </li><li> Ajustar a distância entre L1 e L2 de tal modo que o feixe é colimado. Repita o passo 1.8 e 1.9, se necessário. NOTA: Quando o tamanho do feixe não muda com a distância, o feixe é colimado suficiente para uma instalação TIRFM. Para melhorar ainda mais a colimação do feixe, ferramentas como um interferômetro de corte poderia ser utilizado. Um tamanho típico feixe depois da expansão é de aproximadamente 20 mm. </li><li> Obturador do laser. Desenrosque a objetiva do microscópio e parafuso em um alvo alinhamento fluorescente. Colocar espelhos M3 e M4 (Figura 1) para direccionar o feixe expandido na porta microscópio e sobre o espelho dicróico dentro da torre. Certifique-se de que o feixe de laser rebate tele dicróicas e para o teto. </li><li> Ajuste M3 para centralizar a parte mais brilhante do feixe no alvo fluorescente, e M4 para ajustar a inclinação do feixe a ser vertical. </li><li> Obturador o laser e parafuso o objetivo novamente. Se o alinhamento na etapa anterior é bem feito deve haver um ponto simétrico de sair do objetivo. Ajuste as inclinações do M3 e M4 para otimizar a potência do laser e perfil do feixe do objetivo. </li><li> Montar uma câmera EMCCD ao microscópio e conectar a câmera a um computador. Inicie o software para a câmera. </li><li> Montar uma amostra fluorescente (solução de fluoróforos) sobre o microscópio. Olhe para a mancha fluorescente brilhante na câmara. Verifique se o local não se desloque na tela como o foco é alterado. </li><li> Coloque a lente TIR (L3, Figura 1) na fase de tradução XYZ, a uma distância a partir do plano focal posterior da objectiva, que é igual ao comprimento focal de L3 (~ 30 cm). Ajuste a posição da L3de tal forma que o laser passa através do centro da lente. </li><li> Traduzir L3 ao longo do percurso do feixe para ajustar a colimação de feixe. Certifique-se de que o feixe ainda está centrada no monitor e simétricos em forma. NOTA: A área de iluminação no plano da amostra aumenta com a diminuição da lente TIR comprimento focal. Em geral, use o comprimento focal menor que poderia caber no set-up. </li><li> Traduzir L3 perpendicular à trajetória do feixe de inclinar a trave do objectivo. Manter traduzindo a lente de modo a que TIR TIR é alcançado. Observar uma amostra de partículas fluorescentes através da câmera EMCCD, e afinar L3 para obter um bom SNR. </li></ol><img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51774/51774fig1highres.jpg" width="500"> Figura 1 configuração óptica para microscopia de fluorescência de reflexão interna total (TIRFM). 2. fIONA em Cy3 ADN <ol><li> Clâminas de microscópio e magras lamelas: Lavar lâminas de microscópio e lamelas com DDH 2 O e isopropanol e seque-os com gás nitrogênio; coloque as lâminas e lamelas do limpador de plasma por 5 min sob plasma de argônio. </li><li> Construir câmaras de amostras (como esboçado na Figura 2). <ol><li> Coloque um tecido sobre o banco e, em seguida, colocado um pedaço de papel de lente na parte superior do tecido. Coloque o slide no papel lente. Certifique-se de que o lado limpo do slide é para cima. </li><li> Aplicar duas tiras de fita dupla face para o slide ao longo das bordas longas, deixando um espaço de 3-5 mm no centro. Coloque a lamela limpa em cima do slide. Certifique-se de que o lado limpo da lamela está voltada para o slide. </li><li> Use uma ponteira para pressionar para baixo sobre a fita dupla face. Use uma navalha para remover o excesso de fita a partir da corrediça de modo que a fita se mantém apenas sob a lamela. NOTA: As extremidades abertas da câmara são deixadas abertas e servem como entrada e para foradeixar. O volume da câmara é de vários microlitros. </li></ol></li></ol><img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51774/51774fig2highres.jpg" width="500"> Figura 2 Esboço de uma câmara de amostra típica (a) Vista superior.; (B) Vista lateral da direita; (C) Vista lateral da parte dianteira. <ol start="3"><li> Imobilizar Cy3 DNA em superfícies internas das câmaras de amostra. <ol><li> Preparar tampão de T-50 (10 mM Tris-HCl pH 8,0, 50 mM de NaCl). Prepare a BSA-biotina em T-50 a uma concentração final de 1 mg / ml. Preparar tampão de T50-BSA por dissolução de BSA em T-50 a uma concentração final de 10 mg / ml. </li><li> Prepare a 0,5 mg / ml de neutravidina em tampão de BSA-T50. Prepare ADN biotinilado marcado com Cy3 (Cy3-ADN) para T50-BSA numa concentração final de 5-10 pM. </li><li> Pipetar 10 ul de BSA-biotina (1 mg / ml) para dentro da câmara da amostra. Espere por 5 min. </li><li lava-se a c com ul de bsa-t50. pipeta neutravidina mg ml para dentro da amostra. incubar durante min.><li> Lava-se a câmara com 40 ul de BSA-T50. Pipetar 20 ul Cy3 ADN para dentro da câmara da amostra. Incubar durante 5 min e em seguida a câmara de lavagem com 80 ul de BSA-T50. </li></ol></li><li> Imagem Cy3-DNA moléculas individuais sob TIRFM. <ol><li> Preparar tampão de imagem (100 ul) por mistura de 1 mL Protocatecoate-3,4-dioxigenase (PCD, 5 mM), 4 uL de ácido protocatecuico (APC, 62,5 mM), 50 ul 6-hidroxi-2,5,7,8- ácido (Trolox, 2 mM em T-50) carboxílico tetramethylchromane-2-, e 45 ul de BSA-T50. </li><li> Pipeta em tampão de imagem de 30 mL e esperar por 8-10 min. </li><li> Montar a amostra para imagiologia numa TIRFM que é equipado com um laser verde (532 nm), um objectivo de imersão em óleo de 100X (NA 1,45), e uma câmara EMCCD. </li><li> Defina o tempo de exposição a 100 a 500 ms e ganho de EM de 25 a 100 Adquirir um filme da amostra para 1,000 quadros. </li></ol></li><li> Realizar análise de dados FIONA nas imagens gravadas de Cy3-DNA. <ol><li> Determine o tamanho efetivo de pixels (ou seja, fator de conversão de pixels para nanômetros), dividindo o tamanho do pixel físico (leia-se a partir da folha de especificações da câmera EMCCD) pela ampliação total (a ampliação da objetiva do microscópio multiplicado por quaisquer aumentos extras). </li><li> Determinar o fator de conversão de intensidades de pixel para fótons números dividindo sensibilidade CCD (ie, elétrons por contagem de A / D, lido a partir da folha de especificação da câmera CCD) pelo multiplicador de elétrons (EM) ganho utilizado na aquisição da imagem. </li><li> Compilar e executar FIONA.pro para análise FIONA. Utilize este programa IDL para importar a imagem adquirida, para introduzir o tamanho do pixel eficaz (a partir do Passo 2.5.1) e do fator de conversão de intensidade ao número de fótons (a partir do Passo 2.5.2), e escolher os pontos para análise de FIONA. NOTA: No final, o prograsaída m vontade os resultados de montagem, com funções 2D de Gauss, bem como o número total de fótons e precisão de localização. Um resultado típico é mostrado na seção de resultados representativos e Figuras 4c-4d. </li><li> Compilar e executar phcount.pro caracterizar contagem de fótons. Utilize este programa IDL para medir o número médio de fótons emitidos por um fluoróforo antes de fotodegradação, para importar a imagem adquirida e para introduzir o fator de conversão de intensidade ao número de fótons (a partir do Passo 2.5.2). NOTA: O programa irá então detectar pontos fluorescentes automaticamente (seleção manual é uma opção), calcular contagens de fótons em função do número de quadro e saída dos vestígios de contagens de fótons. <ol><li> Descarte traços ruins e especificar intervalos de quadros após a fotodegradação para correção de linha de base. No final, o programa irá exibir uma lista de números de fótons no total para todos os pontos não descartada. Em seguida, traçar a distribuição dos números de fótons e de ajustar a distrição com um decaimento exponencial para se obter o número médio de fotões. Um resultado típico é mostrado na seção de resultados representativos e Figuras 4e-4f. </li></ol></li></ol></li></ol> 3. FIONA aplicada para quantificação de Motor (por exemplo, a miosina na actina) Dynamics em nanômetro Scale <ol><li> Polimerizar a actina (por exemplo, preparar a F-actina) um dia antes da experiência fIONA. <ol><li> Reconstituir G-actina (monómero) e biotina G-actina (monómero) para 10 mg / ml com tampão de actina geral. Mexa para certificar-se de ambos são completamente dissolvido, e mantenha-os no gelo. </li><li> Misturar 10 mL de G-actina (monómero) com 1,7 mL de biotina G-actina em um tubo de microcentrífuga de 1,5 ml. Adicionar 100 ul de tampão de polimerização de gelo frio de actina. </li><li> Deixar a mistura durante a noite a 4 ° C (F-actina formados) e, em seguida, adicionar ddH2O para um volume total de 1 ml. </li><li> Armazenar os filamentos de actina (actina F) a 4 ° C para posterior utilização em experiências. NOTA: Filamentos irá desintegrar e diminuir ao longo do tempo, mas pode ser utilizado para, pelo menos, duas semanas. </li></ol></li><li> Prepare a amostra para a imagiologia. <ol><li> Faça uma câmara de amostra (conforme descrito no protocolo 2.1 e 2.2). Pipeta de 20 ul de BSA biotinilado a 1 mg / ml em ddH 2 O. Incubar durante 10 min. Lavar com 30 mL DDH 2 O. NOTA: Isto bloqueia a superfície do vidro e estabelece biotina para a ligação dos filamentos de actina. Biotinilado poli-L-lisina - polietileno glicol (PEG-PLL) pode ter a mesma função. </li><li> Pipeta em 0,5 mg / ml neutravidina. Incuba-se durante 2 min e, em seguida, a câmara de lavagem com tampão 30 ul M5. </li><li> Pipeta no preparado de F-actina diluído 25 vezes em tampão de actina geral, a concentração final de ~ 0,004 mg / ml. Aguarde 10 minutos, lave a câmara com 30 ul de tampão. </li><li> Diluir miosina Va com etiquetas FLAG 30 vezes em tampão de M5 (20 mM de HEPES (pH 7,6), MgCl2 2 mM, KCl 25 mM, EGTA a 1 mM) a uma concentração final of 250 nM. Misture 1 ml miosina com 1 ml Anti-FLAG-Qdot705 (~ 1 PM, conjugado de anticorpos Anti-Flag e Qdot705 usando o Qdot705 Antibody Conjugação Kit de acordo com o manual de instruções do fabricante). Adicionar em 8 mL M5 para preencher a 10 ul. Pipeta cima e para baixo para misturar bem. Incubar durante 10 min em gelo. NOTA: Isso produz uma mistura de 1 motor a 4 pontos quânticos, em ~ 25 nM concentração miosina. </li></ol></li><li> Imagem da miosina andando em actina. <ol><li> Preparar tampão de imagem (100 ul) por mistura de 84 ul M5-BSA (tampão M5 com 1 mg / ml de BSA), 1 ul de ATP (50 uM em ddH2O), 2 ul de DTT (500 mM em ddH2O), 1 CK ul (500 U / ml), 5 ul de PB (200 mM), 1 ul de PCD, 4 ul APC, 1 ul da miosina-Qdot depois diluído outra de 10 vezes a concentração de 2,5 nM de miosina, e 1 ul de BME. </li><li> Pipeta em tampão de imagem de 20 mL de amostra de câmara e incubar por 8-10 min. </li><li> Imagem da amostra em TIRF microscópio a 30 mseg exposição. Adquirir pelo menos 1.000 quadros. Ajuste o volume da miosina-Qdot no Passo 3.3.1, se necessário. </li></ol></li><li> Realizar análise de dados e encontrar o tamanho do passo de miosina andar. <ol><li> Abra o arquivo de vídeo no ImageJ 17 e recortar o vídeo em torno de um ponto em movimento. Cortar uma área grande o suficiente para que o local nunca fica dentro de 20 pixels da borda, e certificar-se de que não há outros pontos no vídeo. Certifique-se de que este local está se movendo em um caminho linear. </li><li> Acompanhe o local através do vídeo para gerar coordenadas X e Y ao longo do tempo, em pixels, através da aplicação de análise FIONA (Passo 2.5.3) para cada quadro do vídeo. </li><li> Converta pixels de nanômetros, como descrito na seção anterior. </li><li> Calcular deslocamento a partir da posição inicial, em função do tempo. </li><li> Executar o teste t sobre o deslocamento para obter os passos de miosina curta. NOTA: O programa previsto t-teste (step_t_test.zip) é codificado em IDL e consiste de 14 sub-rotinas na pasta. <ol><li> Abra todas as sub-rotinas em IDL e compilar tudo duas vezes. Em seguida, execute mtltyanalysis_ttest.pro e escolher um arquivo de texto contendo apenas os dados de distância em uma única coluna. Um arquivo de saída Excel serão gerados, contendo os dados brutos, o ajuste eo tamanho do passo. </li></ol></li><li> Exclua todos os valores nulos da coluna passo-size. Traça-se a distribuição dos tamanhos de passo utilizando Origem ou MATLAB. Coloque um Gaussian para o histograma. NOTA: Passo tamanhos de valores de zero precisa ser suprimida por um passo de zero significa que nenhum passo é feita a partir do quadro anterior. O encaixe apresenta um pico de cerca de 36 nm (como mostrado na Figura 5). </li></ol></li></ol> 4. Grosso Preparação de Amostras para FIONA <ol><li> Prepare quantum dots encapsulados em sol-gel. <ol><li> Misturar 4,5 ml de TMOS, 1 ml de ddH 2 O e 100 mL de HCl (120 mM). Sonicar a mistura em gelo durante 30 min no banho de ultra-sons specified na Lista de Materiais (frequência = 40 kHz, aquecedor = off). Misture a solução cada 10 minutos. </li><li> Diluir 1,5 mL Qdot605 em 1,5 ml de HEPES (50 mM, pH 7,2). Misturar a solução com 1,5 ml de TMOS da etapa anterior. </li><li> Despeje a mistura em um prato fundo de vidro. Selar o prato fundo de vidro com Parafilm e armazenar a 4 ° C durante 1 5 horas. </li><li> Adicionar 2 ml de 1% de BME em PBS para o prato de amostra e incubar à temperatura ambiente durante 30 min antes da imagiologia. </li></ol></li><li> Prepare amostra córnea manchada com pontos quânticos. NOTA: Coelho-olhos foram presentes de Dr. Marina Marjanovic. <ol><li> Separe a córnea dos olhos e corte-o em 3 mm por 3 mm peças. </li><li> Dilui-se 1 ml de estreptavidina-Qdot 605 em 1 ml de PBS. Incubar o tecido da córnea com uma solução a 4 nM Qdots C durante 1 hora. Lavar o tecido com PBS. </li><li> Dê uma lâmina de vidro limpa e uma lamela # 1.5. Coloque 4 camadas de fita dupla face na lâmina ao longo do lado mais longo, umnd colocar mais de 4 camadas de fita de dupla face paralela à fita anterior e deixa um canal de cerca de 1 cm de entre. Colocar o tecido a partir da etapa anterior, no meio do canal, e cobri-lo com uma lamela. </li><li> Pressione suavemente sobre os lados da lamela para fazer colar as fitas. Molhe o canal com 50 mL PBS antes de imagem. </li></ol></li><li> Quantum dots imagem em sol-gel e na córnea. <ol><li> Para imagens FIONA em amostras espessas, use uma objectiva 60X de imersão em água com distância de trabalho de 0,27 mm, ou um objetivo 60X de imersão em água com distância de trabalho de 0,28 mm. </li><li> Monte a amostra no microscópio. Ajustar a lente TIRF tal que atinge o modo de epi-fluorescência (isto é, o feixe de laser de sai da objectiva com um ângulo contra a lamela). Coloque uma lente de ampliação adicional (3.3X ou 4.0X). </li><li> Mova o plano focal da objectiva para a posição z desejado (por exemplo,&gt; 200 mm). Grava imagens de imóvelpontos quânticos na amostra. </li></ol></li><li> Realizar análise FIONA como descrito na seção 2.5 do presente protocolo. </li></ol>

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<li>Rasnik, I., McKinney, S. A., Ha, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonblinking+and+long-lasting+single-molecule+fluorescence+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Nonblinking and long-lasting single-molecule fluorescence imaging.</a> Nature Methods. 3 (11), 891-893 (2006).</li>
<li>Zhuang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Single-Molecule+Study+of+RNA+Catalysis+and+Folding%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">A Single-Molecule Study of RNA Catalysis and Folding.</a> Science. 288 (5473), 2048-2051 (2000).</li>
<li>Aitken, C. E., Marshall, R. A., Puglisi, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Oxygen+Scavenging+System+for+Improvement+of+Dye+Stability+in+Single-Molecule+Fluorescence+Experiments%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">An Oxygen Scavenging System for Improvement of Dye Stability in Single-Molecule Fluorescence Experiments.</a> Biophysical Journal. 94 (5), 1826-1835 (2008).</li>
</ol>

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Fiona é uma técnica para localizar a posição de um emissor fluorescente (fluoróforo orgânico ou quantum dot) com precisão nanométrica e resolução temporal de até 1 ms 4 a 8. Quando os fótons suficientes são coletados, esta técnica permite determinar a posição de um emissor fluorescente com muito mais precisão do que o limite de difração (~ 200 nm) e, portanto, esta técnica abre uma maneira de observar o que não tem sido visto com microscopia óptica convencional / tradicional 4 - 8. Desde sua invenç...

Por volta de 1882, Ernst Abbe descobriu que a resolução de um microscópio de luz visível é ~ λ / 2NA, ou ~ 200 nm (onde λ é o comprimento de onda e NA é a abertura numérica) 1,2. Por conseguinte, qualquer objecto mais pequeno do que esta dimensão que aparecem como uma mancha de difracção limitada, no microscópio óptico. No entanto, é possível determinar o centro do ponto, isto é, a localização do objecto, com uma precisão muito superior 3. Imagens de fluorescência com uma precisão de um nanômetro (Fiona) é uma técnica simples, mas útil para localizar fluorophores individuais com precisão nanométrica no plano xy 4. A precisão da localização, σ μ (ou seja, o erro padrão da média), depende do número total de fotões recolhidos, <img alt="Equação 1" fo:content-width="1in" src="/files/ftp_upload/51774/intro_eqn.jpg" width="100"> , Onde N é o número de fotões, s é o desvio padrão da mancha fluorescente, um éo tamanho do pixel do detector de imagens, e b é o desvio padrão do fundo de 3,4. Para um fluoróforo que emite fótons ~ 10.000, FIONA pode alcançar ~ 1 nm precisão 4. FIONA pode ser utilizada para determinar com precisão a posição de um emissor estacionário, ou um movimento (assumindo que as imagens podem ser feita suficientemente rápida). FIONA pode ser aplicado, sequencialmente, para os quadros do filme e, assim, controlar o movimento da única molécula 4 a 8. Reagentes foto-proteção pode ser necessário garantir que a amostra não photodegrade. Além disso, o próprio objecto fluorescente pode ser de qualquer tamanho, menor ou maior do que a difracção LIMIT- por exemplo, pode consistir de um organelo (~ 1 mm) com muitas proteínas fluorescentes dispersas sobre a sua membrana. Usando FIONA ainda pode render um (nanômetros) média muito precisos de sua média de centro de massa. A grande melhoria na precisão de localização por Fiona permite resolver nanometer movimentos escala ao longo do tempo. Isso levou microscopia na escala de comprimento molecular 4 a 8. Desde a sua invenção, as variantes do fIONA têm sido desenvolvidos. Por exemplo, a imagem de campo claro com uma precisão de um nanômetro (bFIONA) 9, uma ligeira variante da FIONA, imagens e localiza objetos densos como melanossomas in vivo (objetos escuros contendo o pigmento melanina) com luz transmitida. Além disso, fIONA tem sido empregue para resolver vários corantes. Por exemplo, uma única molécula de alta resolução de imagem com fotodegradação (camarão) 10,11 ou uma única molécula de alta resolução co-localização (SHREC) 12 foram desenvolvidos para resolver dois corantes dentro de cerca de 10 nm. (Note-se que esta é a resolução, ou seja, a precisão com que se pode contar corantes idênticos separados.) Mais recentemente, a análise FIONA tem contribuído para o processo de localização de certos microscopia de super-resolução, como reco óptica estocásticamicroscopia nstruction (STORM) 13 e 15 e microscopia de localização ativados por foto (PALM) 16, em que fluorophores escuras temporárias está animado, e, em seguida, a fluorescência é localizada. Por várias vezes bastante interessante uma baixa densidade de corantes (menos do que um por difracção limitada local), e, em seguida, recolhendo a fluorescência, a análise de cada um deles por fIONA, pode-se construir um mapa de alta resolução. A resolução é, então, apenas limitado pelo número de fotões cada corante coloca fora, bem como coisas como manter a amostra estacionária (incluindo, por exemplo, a fase de microscópio), durante a aquisição. Neste trabalho, um resumo da técnica FIONA e descrever brevemente exemplos de pesquisas que têm sido realizadas utilizando FIONA é relatado. Em primeiro lugar, como configurar o equipamento necessário para experimentos de FIONA, ou seja, um total de microscopia de fluorescência de reflexão interna (TIRFM), com detalhes sobre o alinhamento da ótica, é descrito. Então, comorealizar uma experiência simples FIONA em localizar moléculas imobilizadas Cy3-DNA único meio de protocolos apropriados, é ilustrado. Depois disso, o uso de fIONA para medir o tamanho do passo de 36 nm, de um único motor de miosina Va truncado marcado com um quantum dot é apresentado. Miosina Va é uma proteína motora processive essencial que transporta carga celular enquanto translocação ao longo dos filamentos de actina. Aqui uma miosina Va construir truncada é utilizado para remover os domínios irrelevantes para o tamanho do passo, e com um marcador FLAG adicionado ao terminal C para permitir a facilidade de marcação com quantum dots funcionalizados com anticorpos anti-FLAG. Esta experiência é realizada em condições de baixa ATP para abrandar a miosina e permitir a utilização de longos tempos de exposição suficiente para obter uma boa contagem de fotões em cada quadro. Qualquer marcador fluorescente suficientemente brilhante pode ser substituído no seguinte protocolo. Por fim, é relatado recente esforço de estender a aplicação da FIONA a amostras de espessura. Como princípio de prova de, pontos quânticos foram embebidosem sol-gel e córneas do olho de coelho e, em seguida, analisados ​​e localizado com Fiona. Para imagem, uma objectiva de imersão em água 60X com NA = 1.2 foi usado porque este objectivo tem uma distância maior do que trabalhar utilizado anteriormente objetiva de imersão em óleo de 100X. Para compensar a perda na ampliação da objetiva, uma lente extra-ampliação (3.3X ou 4.0X) foi inserido no caminho de emissões. Além disso, a epi-fluorescência (não TIR), microscopia precisa de ser utilizado para acesso a regiões profundas nas amostras grossas. Mostra-se que os pontos quânticos embebidos no fundo do sol-gel e em córneas do olho de coelho (Z&gt; 200 mM) podem ser localizados com precisão 2-3 nm.

<table><tbody><tr><td>Fita dupla face</td><td>3M</td><td></td><td>~75 &#181; câmera EMCCD de m de espessura</td></tr><tr><td></td><td>Andor Technology</td><td>DU-897E-CS0-#BV</td><td></td></tr><tr><td>Limpador ultrassônico</td><td>Branson</td><td>2510</td><td></td></tr><tr><td>Conjunto de filtros de fluorescência</td><td>Chroma</td><td>49016</td><td></td></tr><tr><td>Tampão de polimerização de actina&nbsp;</td><td>Citoesqueleto</td><td>BSA02</td><td></td></tr><tr><td>Biotina G-actina</td><td>Citoesqueleto&nbsp;</td><td>AB07</td><td></td></tr><tr><td>G-actina&nbsp;</td><td>Citoesqueleto</td><td>AKL95</td><td></td></tr><tr><td>Tampão de actina geral&nbsp;</td><td>Citoesqueleto</td>Obturador a laser <td>BSA01</td><td></td></tr><tr><td>(com driver)</td> <td>Electro-Optical Products Corp.</td><td>SH-10-MP</td><td></td></tr><tr><td>IDL</td><td>Exelis Visual Information Solutions</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Neutravidin&nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>PI-31000</td><td></td></tr><tr><td>Lamínula</td><td>Fisherbrand&nbsp;</td><td>22X30-1.5</td><td>0.16-0.19 mm de espessura</td></tr><tr><td>Lâmina</td><td>de microscópio Gold Seal Microslides&nbsp;</td><td>30103X1</td><td>0.93-1.05 mm de espessura</td></tr><tr><td>Limpador de plasma</td><td>Harrick Plasma</td><td>PDC-001</td><td></td></tr><tr><td>Prato de fundo de vidro&nbsp;</td><td>In Vitro Scientific</td><td>D35-20-1.5-N</td><td></td></tr><tr><td>Cy3-DNA oligos</td><td>Integrated DNA Technologies</td><td></td><td>5'-Cy3/GCCTCGCTGCCGTCGCCA-3'Bio</td></tr><tr><td>Fluorescent beads&nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>T-7280</td><td></td></tr><tr><td>Qdot 605-estreptavidina&nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>Q10101MP</td><td></td></tr><tr><td>Qdot605&nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>Q21301MP</td><td></td></tr><tr><td>Qdot705</td><td>Invitrogen</td><td>Q22021MP&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Qdot705 Kit de Conjugação de Anticorpo</td><td>Invitrogen</td><td>Q22061MP</td><td></td></tr><tr><td>MATLAB</td><td>MathWorks</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mesa óptica</td><td>Newport Corp</td><td></td><td>RS4000 Series</td></tr><tr><td>60X Objetiva</td><td>Nikon</td><td>Plan Apo VC 60x WI</td><td></td></tr><tr><td>100X Objetiva</td><td>Olympus</td><td>PlanApo 100X/1.45 Objetiva de Óleo &infin;/0.17</td><td></td></tr><tr><td>60X Objetiva</td><td>Microscópio invertido Olympus</td><td>UPlanApo 60X/1.20W</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Olympus</td><td>IX71/IX70/IX81</td><td></td></tr><tr><td>Origin</td><td>OriginLab</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anti-FLAG anticorpo</td><td>Sigma Aldrich</td><td>F7425-.2MG</td><td></td></tr><tr><td>ATP</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A7699</td><td></td></tr><tr><td>BME&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>63689-25ML-F</td><td></td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A7906</td><td></td></tr><tr><td>BSA-biotina</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A8549-10MG</td><td></td></tr><tr><td>CK</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C3755</td><td>Creatina Fosfoquinase do músculo de coelho</td></tr><tr><td>CP</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P1937</td><td>Fosfocreatina di (tris) sal</td></tr><tr><td>DTT</td><td>Sigma Aldrich</td><td>43815</td><td>DL-Dithiothreitol</td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E3889</td><td>Etilenoglicol-bis (2-aminoetiléter) -N, N, N &prime;, N &prime; ácido -tetracético</td></tr><tr><td>HCl&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>93363-500G</td><td></td></tr><tr><td>HEPES&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H0887</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9333</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M1028</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>PCA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>03930590</td><td>Ácido protocatecuico&nbsp;</td></tr><tr><td>PCD</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P8279</td><td>Protocatecuato-3,4-dioxigenase&nbsp;</td></tr><tr><td>TMOS</td><td>Sigma Aldrich</td><td>341436-25G</td><td>Tetrametil ortosilicato</td></tr><tr><td>Tris-HCl&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>93363</td><td></td></tr><tr><td>Trolox</td><td>Sigma Aldrich</td><td>238813</td><td>6-hidroxi-2,5,7,8-tetrametilcromano-2-carboxilico ácido</td></tr><tr><td>1" de diâmetro dielétrico espelhos dielétricos de banda larga com montagens</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>BB1-E02, KM100</td><td>Quantidade: 2</td></tr><tr><td>&frac12; &rdquo; postes de diâmetro</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>TR4</td><td>Quantidade &ge; 6</td></tr><tr><td>expansores de feixe 10X</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>BE10M-A</td><td></td></tr><tr><td>Lente de 2" de diâmetro f = 300 mm com montagem</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>LA1256-A, lente TIR LMR2</td><td></td></tr><tr><td>Alvo de alinhamento fluorescente&nbsp;</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td></td><td></td>VRC2SM1</tr><tr><td>Óculos de segurança a laser</td><td>Thorlabs&nbsp;</td>Filtro(s<td>) LG3</td><td></td></tr><tr><td>ND</td> <td>Thorlabs&nbsp;</td>Perfilador de feixe óptico <td>FW1AND</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>BP209-VIS</td><td></td></tr><tr><td>Diafragma de íris pós-montado</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>ID25</td><td>Quantidade: 2</td></tr><tr><td>Interferômetros de cisalhamento</td><td>Thorlabs&nbsp;</td>Estágio de tradução <td>SI100</td><td></td></tr><tr><td>XYZ, &frac12; &rdquo; viagem&nbsp;</td><td>Thorlabs&nbsp;</td><td>T12XYZ</td><td></td></tr><tr><td>Laser</td><td>World Star Technologies&nbsp;</td><td>TECGL-30</td><td>532 nm, 30 mW</td></tr></tbody></table>

imagens de fluorescência com um nanômetros precisão (fiona)

Fluorescence Imaging with One-nanometer Accuracy (FIONA)

Imagens de fluorescência com uma precisão de um nanômetro (Fiona) é uma técnica simples, mas útil para localizar fluorophores individuais com precisão nanométrica no plano xy. Aqui um resumo da técnica FIONA é relatado e exemplos de pesquisas que têm sido realizados utilizando FIONA são descritas resumidamente. Em primeiro lugar, como configurar o equipamento necessário para experimentos de FIONA, ou seja, um total de microscopia de fluorescência de reflexão interna (TIRFM), com detalhes sobre o alinhamento da ótica, é descrito. Em seguida, como para realizar uma experiência simples fIONA em localizar moléculas imobilizadas com Cy3 de ADN individuais utilizando os protocolos apropriados, seguindo-se a utilização de fIONA para medir o tamanho do passo de 36 nm, de um único motor de miosina Va truncado marcado com um quantum dot, é ilustrado. Por fim, o esforço recente para estender a aplicação da FIONA para amostras espessas é relatado. Mostra-se que, utilizando uma objectiva de imersão em água e pontos quânticos embebido profundamente em sol-gel e córneas do olho de coelho (&gt;200 mm), a precisão da localização 2-3 nm pode ser atingida.

A configuração típica TIRFM tipo objetivo é mostrado na Figura 3. Primeiro, amostra Cy3-DNA imobilizado na superfície foi fotografada. Uma imagem típica é mostrada na Figura 4a. A imagem foi feita com tempo de exposição de 0,5 seg, com ganho EM = 50 e sensibilidade CCD = 12,13 para a câmera. A função de espalhamento-ponto (PSF) de uma única molécula de DNA com Cy3 é mostrado na Figura 4b (a partir do local indicado pela seta da Figura 4-A), onde a barra...

Fluorophores individuais podem ser localizados com precisão nanométrica usando FIONA. Aqui um resumo da técnica FIONA é relatado, e como a realização de experimentos Fiona é descrito.

Imagens de fluorescência com um nanômetros Precisão (Fiona)

Fluorescence imaging with one-nanometer accuracy (FIONA) is a simple but useful technique for localizing single fluorophores with nanometer precision in ...

O objetivo geral deste procedimento é demonstrar como realizar imagens de fluorescência com precisão de um nanômetro ou experimentos de Fiona. Isso é feito primeiro configurando o equipamento necessário e alinhando a óptica para reflexão interna total, fluorescência, microscopia ou grama. O próximo passo é imobilizar o CY 3D NA na superfície interna de uma câmara de amostra e localizar moléculas individuais de CY 3D NA com precisão nanométrica.Posteriormente, Fiona é aplicada para estudar o movimento de uma única miosina truncada cinco um motor marcado com um ponto quântico. Em última análise, o tamanho do passo da miosina à medida que caminha, Acton foi medido em 36 nanômetros pela análise de Fiona. Embora esse método possa fornecer informações sobre motores moleculares, ele também pode ser aplicado a outros sistemas, como o rastreamento de receptores na membrana das células.A demonstração visual deste método é crítica, pois os detalhes experimentais são difíceis de aprender. É importante usar óculos de segurança a laser o tempo todo durante a configuração. Para reflexão interna total, fluorescência, microscopia ou grama.Para começar, defina as alturas de todos os componentes ópticos para a altura do centro do microscópio, porta traseira, monte o laser, o obturador do laser e os filtros ND. Use filtros ND para atenuar a potência do laser o mais baixo possível, mantendo o feixe visível. Aperte os parafusos com as chaves sextavadas apropriadas.Planeje um caminho de viga conforme ilustrado pelas linhas azuis pontilhadas. Neste esquema, marque o caminho do feixe com fita adesiva ou marcador na mesa óptica. Coloque o espelho M1 na primeira volta em ângulo reto, coloque as duas íris ao longo da segunda seção reta do caminho do feixe planejado.Ajuste a posição e a inclinação de M1 de modo que o laser passe pela íris e coloque o espelho M dois. Na segunda curva em ângulo reto, coloque o expansor de feixe 10 x ao longo da terceira seção reta do caminho. Ajuste sua inclinação de forma que o expansor de feixe fique paralelo à mesa óptica e ao caminho planejado do feixe.O próximo passo é ajustar M1 e M dois iterativamente, de modo que o laser passe direto pelos centros de ambas as lentes, L um e L dois do expansor de feixe. Use um pedaço de papel branco para bloquear o feixe após o expansor de feixe para verificar o perfil do feixe a olho nu. Ajuste até que o perfil da viga expandida não seja ED.Gaussiano ajusta a distância entre L um e L dois de modo que o feixe seja agrupado obturador. O laser desaparafusa a objetiva do microscópio e aparafusa em um alinhamento fluorescente. Os espelhos de destino M três e M quatro para direcionar o feixe expandido para a porta do microscópio e para o espelho dicróico.Dentro da torre. Ajuste M três para centralizar a parte mais brilhante do feixe no alvo fluorescente e M quatro para fazer o feixe inclinar-se verticalmente, feche o laser e aparafuse a objetiva de volta. Multa. Ajuste as inclinações de M três e M quatro para otimizar a potência do laser e o perfil do feixe fora da objetiva.Monte uma câmera E-M-C-C-D no microscópio e conecte a câmera a um computador. Inicie o software da câmera. Monte uma amostra fluorescente no microscópio.Olhe para o ponto fluorescente brilhante na câmera. Verifique se o ponto não se desloca no ecrã porque a focagem mudou. Coloque a lente TIR no estágio de translação XY, Z a uma distância do plano focal traseiro da objetiva que é igual à distância focal, o L três, que é de cerca de 30 centímetros.Ajuste a posição de L três de modo que o laser passe pelo centro da lente. Translade L três ao longo do caminho do feixe para ajustar o agrupamento do feixe. Certifique-se de que o feixe ainda esteja centralizado no monitor e de formato simétrico.Translade L três perpendicularmente ao caminho do feixe para inclinar o feixe para fora da objetiva. Continue transladando a lente TIR de forma que o TIR seja alcançado antes de realizar um Fiona. Experimento de localização e mobilização de CY 3D NA. Moléculas únicas constroem câmaras de amostra conforme detalhado no texto do protocolo.Duas tiras de fita dupla-face são aplicadas na lâmina ao longo das bordas longas, deixando uma lacuna de três a cinco milímetros no centro e, em seguida, uma lamínula limpa é colocada no topo da lâmina vistas laterais da câmara da direita e da frente são mostradas. As extremidades abertas da câmara são deixadas abertas e servem como entrada e saída para imobilizar o SI 3D NA nas superfícies internas da câmara de amostra. Pipete 10 microlitros de biotina BSA na câmara.Aguarde cinco minutos. Lave a câmara de amostra pipetando 40 microlitros de T 50 BSA na câmara. Em seguida, pipetar 10 microlitros de neut travain na câmara e incubar por cinco minutos.Lave a câmara novamente com 40 microlitros de pipeta T 50 BSA, 20 microlitros de SI 3D NA na câmara de amostra e incube por cinco minutos. Por fim, lave a câmara com 80 microlitros de T 50 BSA. Para iniciar o procedimento de geração de imagens de moléculas individuais de SI 3D NA sob turfa M, pipete 30 microlitros de tampão de imagem na câmara de amostra e aguarde de oito a 10 minutos.Monte a amostra para aquisição de imagens em um microscópio de relva equipado com um laser verde, uma objetiva de imersão em óleo 100 X e uma câmera EMCD. Defina o tempo de exposição e o ganho EM. Adquira um filme da amostra para 1000 quadros.Compile e execute Fiona Pro para análise de Fiona. Use este programa IDL para importar a imagem adquirida para inserir o tamanho efetivo do pixel e o fator de conversão de intensidade para número de fótons e para escolher pontos para análise de Fiona. No final, o programa produzirá os resultados do ajuste com funções gaussianas 2D, bem como números totais de fótons e precisão de localização, compilará e executará a contagem de pH pro.Para caracterizar a contagem de fótons, use este programa DL para medir o número médio de fótons emitidos por uma flora. Quatro antes do branqueamento fotográfico para importar a imagem adquirida e inserir o fator de conversão de intensidade para número de fótons. O programa detectará pontos fluorescentes, calculará automaticamente a contagem de fótons em função do número do quadro e produzirá os traços da contagem de fótons.Prepare a amostra para este experimento pipetando 20 microlitros de BSA biotinilada a um miligrama por mililitro em DD H2O em uma câmara de amostra. Incube por 10 minutos. Enxágüe com 30 microlitros de D ddh, duas pipetas O em 0,5 miligramas por mililitro de neut travain e incube por dois minutos.Lave a câmara com 30 microlitros de M cinco PSA. O acton para este experimento deve ser preparado no dia anterior, conforme descrito no texto do protocolo. Diluir a f actina preparada 25 vezes em geral, tampão actina até uma concentração final de cerca de 0,004 miligramas por mililitro.Pipetar a solução de actina para a câmara e aguardar 10 minutos. Enxágüe a câmara com 30 microlitros de tampão diluído miosina cinco A com etiquetas de bandeira por 30. Dobre um tampão M cinco até uma concentração final de 250 nano molar.Misture um microlitro da miosina diluída com um microlitro de Anti-Flag Q.Do 7 0 5. Adicione oito microlitros de M cinco para encher até 10 microlitros e pipete para cima e para baixo para misturar. Bem, incube por 10 minutos no gelo.Pipete 20 microlitros de tampão de imagem contendo miosina Q dot na câmara de amostra. Incube por oito a 10 minutos. Visualize a amostra no microscópio de relva a uma exposição de 30 milissegundos.Adquira pelo menos 1000 quadros para iniciar a análise de dados. Abra o arquivo de vídeo na imagem J e corte o vídeo em torno de um ponto em movimento. Rastreie o ponto através do vídeo para gerar coordenadas X e Y ao longo do tempo em pixels, aplicando a análise de Fiona a cada quadro do vídeo.Converta pixels em nanômetros conforme descrito no texto do protocolo. Calcule o deslocamento da posição inicial em função do tempo. Execute um teste T no deslocamento para obter os passos da caminhada da miosina.Exclua todos os valores zero da coluna de tamanho da etapa. Plote a distribuição dos tamanhos das etapas usando origin ou matlab. Ajuste um gaussiano ao histograma.Nesta imagem típica de superfície imobilize SI 3D NA. A seta amarela aponta para uma única molécula SI 3D NA cuja função de propagação de ponto ou PSF é mostrada aqui. O PSF é equipado com uma função gaussiana bidimensional, e os resíduos de encaixe também são mostrados. Este gráfico é um traço típico de contagem de fótons versus número de quadros e o ajuste exponencial fornece o número médio de fótons de cerca de 1,4 vezes 10 elevado ao sexto para medir o tamanho do passo de miosina um arquivo de vídeo com bom sinal para ruído de uma única miosina.À medida que caminha, um filamento de actina é capturado. Três quadros de exemplo são mostrados. A aplicação de Fiona a cada quadro produz um traço de distância versus tempo plotado em vermelho.Um algoritmo de localização de etapas baseado no teste T é usado para extrair etapas individuais e a saída é sobreposta em branco Os tamanhos das etapas e os nanômetros são rotulados em branco. Quando as etapas de vários traços são combinadas em um histograma, os tamanhos de etapas medidos são gaussianos distribuídos em cerca de 35,8 mais ou menos 0,4 nanômetros. Depois de assistir a este vídeo, você deve ter uma boa compreensão de como realizar experimentos com Fiona, incluindo a configuração de um microscópio de grama Para obter os melhores resultados Com esses procedimentos, é importante minimizar os danos fotográficos ao uso e experimentos de força do piso.Não se esqueça de que trabalhar com microscopia de grama e Fiona pode ser extremamente perigoso e precauções como óculos de segurança devem ser usadas durante a execução deste procedimento.

fluorescence-imaging-with-one-nanometer-accuracy-fiona

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Descreve-se um método para localizar proteínas marcadas por fluorescência em micrografias electrónicas. A fluorescência é inicialmente localizado utilizando foto-activado microscopia localização em cortes ultrafinos. Estas imagens são então alinhadas com micrografias electrónicas da mesma secção.

Nano-Fem: localização de proteínas usando a foto-ativada Microscopia Localização e Microscopia Eletrônica

Descreve-se a preparação de pontos quânticos coloidais com minimizada tamanho hidrodinâmico para uma única molécula de imagens de fluorescência. Em comparação com os pontos convencionais quântica, estas nanopartículas são semelhantes em tamanho às proteínas globulares e são optimizadas para uma única molécula de brilho, estabilidade contra a fotodegradação, e resistência a ligação não específica a proteínas e células.

Compactas pontos quânticos para uma única molécula de imagem

Demonstramos o uso da microscopia de localização por fotoativação por fluorescência (FPALM) para obter imagens simultâneas de vários tipos de moléculas marcadas com fluorescência dentro das células. As técnicas descritas produzem a localização de milhares a centenas de milhares de proteínas individuais marcadas com fluorescência, com uma precisão de dezenas de nanômetros dentro de células individuais.

Simultânea Multicolor Imagem de Estruturas Biológicas com fluorescência Fotoativação Localização Microscopia

Quadridimensional (4D) de imagem é utilizada para estudar o comportamento e as interacções entre os dois tipos de endossomas em terminais nervosos vertebrado vivo. O movimento destas pequenas estruturas é caracterizado em três dimensões, permitindo a confirmação de eventos, tais como a fusão do endossoma e exocitose.

Visualização de endosome Dynamics em Viver terminais nervosos com quatro-dimensional imagens de fluorescência

Nós apresentamos um protocolo para a aplicação de interferometria fotoativado Localization Microscopy (iPALM), um método de microscopia de super-resolução 3-dimensional única molécula localização, à imagem do citoesqueleto de actina em células de mamíferos aderentes. Esta abordagem permite a visualização à base de luz de características estruturais em nanoescala que, caso contrário permanecem sem solução por microscopia óptica limitado por difração convencional.

Tridimensional Super Resolution Microscopia de filamentos de actina F por Interferometric fotoativado Localization Microscopy (iPALM)

Apresentamos a configuração e o procedimento experimental para obter dados smFRET de grandes redes doadoras-aceitadoras com um microscópio TIRF. A análise passo a passo dessas medições com o software de inferência bayesiana Fast-NPS produz informações estruturais de alta resolução por meio da aplicação de modelos de corantes adaptados.

Informação estrutural de uma única molécula de FRET experimentos usando a Nano-posicionamento sistema rápido

Rotular o domínio extracelular de uma proteína de membrana com um fluoróforo sensível ao pH, superecliptic pHluorin (SEP), permite a localização subcelular, expressão, e o tráfico de ser determinado. proteínas imagiologia SEP-rotulado com microscopia de fluorescência de reflexão total interna (TIRFM) permite a quantificação dos níveis da proteína na membrana do RE e periférico plasma.

Utilizando Receptores pHluorin-tag para monitorar subcelular Localização e Tráfico

O objetivo geral desta metodologia é dar as condições experimentais ideais de preparação da amostra para aquisição de imagem e reconstrução para realizar imagens de dSTORM 2D cor dupla de microtúbulos e filamentos intermediários em células...

Filamentos intermediários e microtúbulos com microscopia 2-dimensional direta estocástico reconstrução óptico de imagem

Aqui nós apresentamos um guia prático de construção de um sistema integrado de microscopia, que mescla imagens de epi-fluorescente convencional, único-molécula detecção-baseado Super-resolução imagem e deteção de único-molécula multi cor, incluindo transferência de energia de ressonância de fluorescência de único-molécula de imagem, em um set-up de uma maneira custo-eficiente.

Realização de vários modos de imagem com um microscópio de fluorescência

Esse fluxo de trabalho permite a produção de lamelas direcionadas a estruturas biológicas marcadas com fluorescência que são pequenas (&lt;1 μm de extensão axial) e raras (1 cópia por célula) usando uma plataforma de imagem tricoincidente criogênica. Esta plataforma integra microscopia de fluorescência, fresagem de feixe de íons focalizada e microscopia eletrônica de varredura em uma única posição focal e permite microscopia de fluorescência simultânea durante a fresagem.

Fluxo de trabalho usando um microscópio de fluorescência coincidente criogênica, elétron e feixe de íons para moagem direcionada de células

Aprenda a técnica FIONA para localização de moléculas individuais com precisão nanométrica. Este método permite estudar motores moleculares como miosina e medir deslocamentos de 36 nanômetros em processos biológicos.

Imagens de fluorescência com um nanômetros Precisão (Fiona)

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