Medidas autoradiográficas de [ 14 C] -Iodoantipyrine no cérebro de um rato Seguindo Central pós-AVC Dor

O objetivo geral deste procedimento experimental é avaliar o envolvimento de substratos neurais da dor central pós-AVC induzida por lesão talâmica usando o método traçador de radioisótopos. Este método pode ajudar a responder a questões-chave em qual área do cérebro está envolvida na dor central pós-AVC. A principal vantagem dessa tática é que ela é menos cara e mais eficiente de executar em comparação com as outras técnicas de mapeamento cerebral.

Neste procedimento, realize os testes de von Frey e Plantar para estabelecer linhas de base, colocando o rato em um invólucro de acrílico por 30 minutos. Obtenha filamentos de von Frey que tenham o mesmo comprimento, mas diâmetros variados para fornecer uma faixa de forças de dois a 100 gramas. Em seguida, use os filamentos para estimular o centro da pata traseira do animal através de uma porta semelhante a uma rede na placa de acrílico.

Quando os ratos exibirem uma resposta de retirada da pata à estimulação, registre o número do filamento. Em seguida, use filamentos ascendentes e determine o valor mais baixo para a resposta de retirada. Repetir o ensaio durante três vezes sucessivas no mesmo rato até se registar a pressão máxima aplicada.

Usando uma lista de referência, converta o número do filamento para a força correspondente e, em seguida, calcule a média dos valores. Use um feixe infravermelho para estimular o centro da pata traseira do rato através de uma placa de vidro. Pressione a parte inferior vermelha do dispositivo Plantar duas vezes para medir a latência da resposta de retirada.

Defina o intervalo entre tentativas de pelo menos cinco minutos para evitar estimulação sucessiva. Registre a duração da luz infravermelha quando o rato exibe uma resposta de retirada da pata. A duração mais longa não deve exceder 20 segundos em cada tentativa para evitar danos aos tecidos.

Repita o resto com três tentativas para as patas traseiras esquerda e direita e calcule a média das respostas de retirada para cada pata traseira. Nesta etapa, transfira o rato anestesiado para um dispositivo estereotáxico com uma almofada de aquecimento para manter a temperatura corporal. Aplique pomada nos olhos para evitar o ressecamento durante a anestesia.

Em seguida, raspe a cabeça do animal com um cortador elétrico esterilizado. Faça uma incisão com bisturi ao longo da linha média do couro cabeludo. Em seguida, limpe a pele e o crânio com álcool alternado e iodopovidona.

Depois, luvas e instrumentos estéreis são usados. Faça um pequeno orifício com um diâmetro de três milímetros no crânio sobre o núcleo basal ventral do tálamo. Abaixe a agulha e microinjete 0,5 microlitros de solução salina normal ou 0,125 unidades de solução de colagenase tipo quatro.

Quando estiver concluído, mantenha a agulha de injeção no lugar de modo que o ponto de referência do crânio com uma linha escura tenha sido marcado para identificação. A agulha de injeção permite a difusão do medicamento por mais cinco minutos. Em seguida, use cimento dental para preencher o buraco na habilidade e suturar a incisão.

Neste procedimento, coloque o rato em uma gaiola de repouso por cinco a 10 minutos para adaptação. Usando um divisor, conecte a duas seringas de um mililitro. Encha uma seringa com solução salina normal e a outra com solução IAP.

Conecte uma tubulação PE-50 ao divisor. Em seguida, injete o radiotraçador na veia jugular externa do animal. Depois disso, encha a seringa com três molares de cloreto de potássio.

10 segundos após a injeção do radiotraçador, injete cloreto de potássio sob uma overdose de isoflurano antes de sacrificar o animal. Após um minuto, remova o cérebro e use o composto OCT para congelá-lo em gelo seco e metilbutano. Posteriormente, armazene o tecido cerebral no freezer.

Para preparar seções cerebrais, oriente o cérebro em um micrótomo com o rombencéfalo voltado para baixo. Usando um criostato, corte o cérebro em seções de 20 micrômetros de espessura. Em seguida, coloque as fatias de cérebro em lâminas de microscópio a 20 graus Celsius negativos.

Em seguida, colocar as lâminas do microscópio e cinco papéis de filtro padrão com radioactividade graduada nos de exposição. De acordo com essa sequência de fatias de cérebro, organize as lâminas do microscópio de cima para baixo. Em seguida, coloque os locais do filtro na parte inferior dos.

Em seguida, remova a tela de fósforo dos de exposição. Use um gerador de imagens de modo variável para ler a tela de fósforo e gerar imagens para mostrar a captação de IAP para as fatias de cérebro. Aqui são mostradas as regiões de interesse em um atlas anatômico.

A análise do ROI mostrou que a ativação do córtex infralímbico, córtex pré-límbico e área do córtex cingulado um foi significativamente maior no grupo CPS-P no hemisfério direito, com exceção do núcleo ventral-basal. Diferenças nas correlações inter-regionais do rCBF foram observadas entre os grupos CPSP e sham no hemisfério direito. E os substratos neurais relacionados à dor foram determinados pela análise das diferenças nas correlações inter-regionais do rCBF.

As linhas vermelhas indicam correlações positivas significativas e as linhas azuis indicam correlações negativas significativas. Esta técnica pode ser feita em duas horas se for realizada corretamente. Após seu desenvolvimento, essa técnica abriu caminho para pesquisadores na área de mapeamento cerebral exporem o cérebro central pós-AVC no AVC hemorrágico.

Após este procedimento, outras massas como FMRI podem ser realizadas para responder a perguntas adicionais, como atividade neural em tempo real e rede neural. Depois de assistir a este vídeo, você deve ter uma boa compreensão de como examinar quais áreas do cérebro envolvem a dor central pós-AVC.