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Um modelo suíno de alta fidelidade de transplante cardíaco ortotópico após doação após morte circ...
Um modelo suíno de alta fidelidade de transplante cardíaco ortotópico após doação após morte circ...
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A High-Fidelity Porcine Model of Orthotopic Heart Transplantation Following Donation after Circulatory Death

Um modelo suíno de alta fidelidade de transplante cardíaco ortotópico após doação após morte circulatória

Full Text
744 Views
07:08 min
June 6, 2025

DOI: 10.3791/68090-v

Krish C. Dewan*1, Abigail R. Benkert*1, Alejandro A. Lobo1, Jengwei Chen1,2, Ryan T. Gross1, Martha Salinas1, Amy Evans3, Satyanarayana Achanta4, Sachin Mehta4, Michael Cutrone4, Violet Johnston1, Karla Rivera1, Keely Dieplinh Tran1, Smith Ngeve1, Sharon McCartney4, Carmelo Milano1, Dawn E. Bowles1, Jeffrey E. Keenan1

1Department of Surgery,Duke University Medical Center, 2Department of Surgery,National Taiwan University Hospital, 3Perfusion Services,Duke University Medical Center, 4Department of Anesthesiology,Duke University Medical Center

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Please note that some of the translations on this page are AI generated. Click here for the English version.

Overview

This article presents a high-fidelity porcine model for heart transplantation following donation after circulatory death (DCD). The model facilitates the evaluation of DCD-related pathophysiology and aims to improve allograft recovery through advanced perfusion techniques.

Key Study Components

Area of Science

  • Transplantation biology
  • Cardiovascular research
  • Experimental models

Background

  • DCD heart transplantation has gained clinical traction in the U.S. since 2019.
  • Recent trials indicate comparable short-term survival rates to brain death donation methods.
  • Primary graft dysfunction is a significant cause of short-term mortality post-transplant.
  • Understanding the mechanisms behind primary graft dysfunction remains a challenge.

Purpose of Study

  • To replicate clinical DCD procedures in a porcine model.
  • To develop targeted therapies for enhancing allograft preservation and function.
  • To evaluate the effects of warm ischemic injury and metabolic derangement on graft outcomes.

Methods Used

  • Carotid cutdown and baseline analysis of the allograft.
  • Controlled circulatory death process initiation and ex vivo perfusion setup.
  • Cardioplegia delivery and donor heart explantation procedures.
  • Recipient heart preparation and anastomosis techniques.

Main Results

  • Successful implementation of a porcine model that mirrors clinical DCD heart transplantation.
  • Post-transplant echocardiographic assessments revealed varying graft function.
  • Operative times and outcomes were documented, providing insights into the procedure.
  • Enhanced understanding of graft dysfunction mechanisms through this model.

Conclusions

  • The porcine model is a valuable tool for studying DCD heart transplantation.
  • Ex vivo perfusion techniques may improve allograft recovery and function.
  • Further research is needed to elucidate the mechanisms of primary graft dysfunction.

Frequently Asked Questions

What is the significance of using a porcine model?
The porcine model closely replicates human anatomy and physiology, making it ideal for studying heart transplantation.
How does ex vivo perfusion benefit allograft recovery?
Ex vivo perfusion helps maintain the viability of the allograft and allows for targeted interventions to enhance function.
What are the main challenges in DCD heart transplantation?
Primary graft dysfunction and understanding the underlying mechanisms are significant challenges in DCD heart transplantation.
What advancements have been made in DCD heart transplantation?
Recent advancements include improved perfusion methods and better understanding of ischemic injury effects.
What outcomes were observed in this study?
Outcomes varied from mild graft dysfunction to severe instability, highlighting the need for further research.
How does this study contribute to future research?
It provides a framework for investigating DCD heart transplantation and developing new therapeutic strategies.

O protocolo aqui descrito descreve um modelo de transplante cardíaco suíno de alta fidelidade após doação após morte circulatória utilizando perfusão ex vivo do aloenxerto.

Apresentamos um modelo suíno de alta fidelidade para transplante cardíaco após morte circulatória, permitindo a avaliação da fisiopatologia relacionada ao DCD e apoiando pesquisas translacionais para melhorar a recuperação do aloenxerto. Desde 2019, a adoção clínica do transplante cardíaco de DCD cresceu nos Estados Unidos, com ensaios recentes mostrando sobrevivência de curto prazo não inferior em comparação com métodos concessionais de doação de morte cerebral. Os resultados após o transplante cardíaco de DCD foram ainda melhorados pelos avanços nos métodos de profusão livre de RAF, incluindo obtenção direta e perfusão normotérmica ex vivo, bem como perfusão regional normotérmica.

A disfunção primária do enxerto continua sendo um fator chave para a mortalidade de curto prazo após o transplante cardíaco por DCD. Embora lesão isquêmica quente e perturbação metabólica sejam fatores contribuintes propostos, o mecanismo subjacente por trás da DPP ainda permanece desconhecido. Este modelo suíno replica procedimentos clínicos de DCD com ajustes para anatomia específica da espécie.

Além disso, a perfusão ex vivo apoia o desenvolvimento de terapias direcionadas para aprimorar a preservação e a função dos aloenxertos. Após realizar um corte carotídeo e expor o coração doador, realizar uma análise de linha inicial do aloenxômito, incluindo registros de loop de pressão e volume. Para começar, meça o comprimento do cateter pressão-volume de estado sólido do local da canulação até o ápice do coração do porco.

Introduza o cateter sequencialmente na artéria carótida e na veia jugular interna. Guie o cateter para os ventrículos esquerdo e direito sob orientação do ultrassom epicárdico. Prepare o coração doador para a explantação canulando a raiz aórtica com uma abertura francesa de sete membros, fixando-a com um torniquete de ambiente e colocando um ponto de cordão de bolsa no apêndice auricular direito.

Interrompa a ventilação mecânica para iniciar o processo controlado da morte circulatória. O coração pode se distender. Espere 10 minutos após a morte confirmada, definida por atividade elétrica sem pulso e sem sinais de vida, antes de prosseguir.

A atividade elétrica lenta e sem pulso persiste em suínos por mais tempo do que em humanos, resultando em aumento da insulte isquêmica aloenxerta. Para a preparação ex vivo do dispositivo de profusão, use uma lâmina número 11 para fazer uma incisão de estocamento no apêndice auricular direito e canule com a cânula venosa francesa 34. Prenda a cânula com um torniquete rummel e conecte-a ao saco coletor de dispositivos de perfusão ex vivo.

Colete aproximadamente 1.200 a 1.500 mililitros de sangue doador no saco fornecido pelo fabricante. Após a coleta do sangue doado, aplique a pinça cruzada aórtica. Administre um litro de cardioplegia del Nido na raiz aórtica, atingindo uma pressão de 60 a 100 milímetros de mercúrio.

Transecto da veia cava inferior e do apêndice auricular esquerdo para ventilar ambos os ventrículos durante o parto da cardioplegia. Divida a veia cava inferior, a veia cava superior, a aorta um pouco distal à artéria inominada e a artéria pulmonar na bifurcação. Em seguida, transecte o átrio esquerdo do doador, garantindo que permaneça um manguito suficiente.

Retire o coração e coloque-o em uma bacia cheia de uma pasta fria e estéril para preparar a mesa dos fundos. Coloque quatro pontos horizontais de colchão equidistantes usando sutura Prolene 4-0 dentro da extremidade distal da aorta. Depois, insira o adaptador aórtico de profusão ex vivo e prenda com sutura de seda 0-0 ou fita umbilical.

Transporte o aloenxerto para o dispositivo de perfusão ex vivo e conecte o adaptador. Posicione o coração com o lado posterior voltado para cima e obtenha amostras de perfuso 8, exames de sangue e biópsias durante essa etapa. Neste modelo, o aloenxerto permaneceu no dispositivo de perfusão ex vivo a 34 graus Celsius por duas a três horas antes da implantação no receptor.

Após expor o coração nativo do receptor, prepare-se para a cardiectomia. Anule a aorta ascendente distal e depois realize a canulação venosa cavala. Aplique a pinça cruzada aórtica proximal à cânula e explante o coração receptor.

Deixe as manguitos auriculares intactos para implantação de biais. Transecte a aorta e a artéria pulmonar próximas à raiz. Uma vez que o coração nativo do receptor tenha sido explantado, comece com a implantação atrial do aloenxerto doador e inicie a anastomose auricular esquerda usando sutura 4-0 Proline.

Em seguida, complete a anastomose da artéria pulmonar, aorta e atrial direita com sutura contínua 4-0 Proline. Após completar toda a anastomose, solte o clamp cruzado aórtico para reperfundir o aloenxásio. Garanta hemostasia de todas as anastomoses.

Após 60 minutos de reperfusão, tente desmamar o receptor do bypass cardiopulmonar. O animal receptor foi sustentado por uma hora após a separação do bypass cardiopulmonar. Na fase de aquisição do DCD, o tempo decorrido desde a cessação das medidas de sustentação da vida no porco doador até a declaração de morte foi de aproximadamente 14,25 minutos.

O tempo de bypass cardiopulmonar operatório nos animais receptores foi de cerca de três horas, com um tempo médio de pinça cruzada de 1,5 horas. A avaliação ecocardiográfica epicárdica pós-transplante foi realizada para avaliar a função do enxerto após a implantação. Foram obtidas vistas padrão de eixo curto, quarta câmara e duas câmaras.

A função do enxerto pós-transplante variou de disfunção leve com hemodinâmica estável até disfunção severa com instabilidade hemodinâmica.

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