Модели хронического Питательные инфузии у крыс

Протокол для хронических инфузии глюкозы и Intralipid у крыс описана. Эта модель может быть использована для изучения влияния на избыток питательных функции органов и физиологических параметров.

Общая цель этой процедуры заключается в катетеризации яремных вен и сонных артерий крыс для введения глюкозы и липидов в качестве модели хронического избытка питательных веществ. Это достигается путем сначала катетеризации, яремной вены и сонной артерии под общим наркозом. После процедуры крысе дают восстановиться в течение шести дней.

Затем катетеры подключаются к инфузионным насосам через трос и вертлюжок, установленные на верхней части клетки. Наконец, крысу вводят в организм глюкозы и липидных растворов. В конечном счете, могут быть получены результаты, которые показывают влияние хронического избытка питательных веществ на гомеостаз глюкозы.

Основное преимущество этого метода по сравнению с другими моделями, такими как генетические модели, заключается в том, что можно исследовать ранние изменения в функции бета-клеток в ответ на избыток питательных веществ. Другое преимущество заключается в том, что можно специфически модулировать уровни глюкозы и интралипидов или липидов в кровотоке. Мы используем эту технику для изучения изменений в функции бета-клеток, но, конечно, она может быть использована для изучения других физиологических параметров, таких как резистентность к инсулину.

Например, Грейс Фергюсон, специалист по охране здоровья животных в моей лаборатории, будет демонстрировать процедуру: «Перед началом проведите стерилизацию всех хирургических инструментов в автоклаве не менее чем за 16-24 часа до процедуры». Поместите канюляционную трубку в 2,6%-ный глитовый альдегид для стерилизации. Используя четырех крыс для каждого условия инфузии, взвесьте каждую крысу, а затем рассчитайте дозировки для обезболивания и антихолинергических препаратов.

После обезболивания крысы от двух до 3% изо, фтора и кислорода проверьте уровень седативного эффекта на пальце ноги. Ущипните и положите крысу на живот. Сбрейте область за ушами до основания плеч, затем переверните животное на спину, а область под шеей сбрейте до передних лап.

Далее трижды продезинфицировать место операции хлоргексидиновым спиртом и йодом, а затем ввести карпрофен и гликопирролат. Перенесите крысу в операционную зону, а затем с помощью асептической техники. С помощью канюли PE 50, прикрепленной к одномиллилилитровому шприцу, наполненному пятью единицами гепаринизированного физиологического раствора, канюля проходит через правую яремную вену и левую сонную артерию Чтобы избежать свертывания крови в период восстановления, промойте канюли 50 единицами гепаринизированного физиологического раствора через затупленную иглу 23 калибра, а затем используйте еще один штифт 23 калибра, чтобы закрыть каждую канюлю после операции. Отрежьте около 2,5 миллиметров от нижней части резцов и поместите крысу в инфузионную рубашку, чтобы предотвратить поедание канюль.

Чтобы помочь откачать фтор ISO, подавайте кислород со скоростью один литр в минуту. Поместите крысу в отапливаемую клетку до тех пор, пока она полностью не придет в себя. На первый и второй дни, после операции.

Взвесьте крыс, введите гликопирролат, подкожно дважды в первый день и один раз во второй день, и при необходимости обеспечьте дополнительное лечение в соответствии с текстовым протоколом на седьмой день после операции. Взвесив каждую крысу для расчета скорости потока для инфузии, соедините канюлю яремной вены с помощью удлинителя трубки внутри пружины с синим вертлюгом. Промойте канюли пятью единицами гепаринизированного физиологического раствора и подсоедините их к страховочному тросу.

Затем подключите крысу к инфузионной системе с помощью троса и вертлюга. Теперь еще раз промойте канюли пятью единицами гепаринизированного физиологического раствора, чтобы предотвратить свертывание крови. Дайте крысам акклиматизироваться к тросу и поворачивайтесь не менее чем за 24 часа до начала инфузии, чтобы провести инфузию.

Начните с забора 0,15 миллилитров крови из сонной артерии каждой крысы и измерьте гликемию. Промойте яремные канюли и используйте 50 единиц гепаринизированного физиологического раствора, чтобы предотвратить свертывание обеих канюль. Перенесите образец крови в пробирку объемом 0,5 миллилитра, содержащую 2% ЭДТА, затем центрифугируйте при 10 000 RBM в течение двух минут и заморозьте плазму при температуре минус 20 градусов Цельсия.

Наполните два шприца по 60 миллилитров для каждого из перечисленных здесь условий инфузии. Используйте Y-образные соединители и стерилизованные трубки Coex T 22 для соединения каждой пары растворов. Затем поместите шприцы на шприцевой насос Harbor 33, поместив один шприц в переднюю позицию насоса, а второй шприц в заднюю позицию.

Затем измените дно клетки и удалите всю еду с верхней части решетки, прежде чем заменить ее 150 граммами стандартного чау. Затем подсоедините шприцы к вертлюгу на решетке клетки и хорошенько промойте шприцы. Чтобы удалить захваченный воздух из трубопроводов с использованием самой последней определенной массы тела, рассчитайте скорость инфузионного потока с помощью файла Excel, который преобразует скорость инфузии глюкозы или GIR в миллилитры в час на основе заранее определенного уровня глюкозы, который необходимо поддерживать на протяжении всего эксперимента.

Настройте насос на подачу расхода для 60 шприцев в соответствии с настройками производителя и введите скорость для первого и второго шприца. Затем запустите насос. После запуска насоса убедитесь, что из вертлюга или из канюль нет утечки, а также что инфузионная трубка не перекручена.

Также убедитесь, что в трубке нет пузырьков воздуха. После трех часов инфузии возьмите небольшой образец крови и используйте портативный глюкометр для измерения гликемии. Небольшие объемы предотвратят изменение объема крови и/или гематокрита.

Возьмите дополнительные образцы крови по этому графику. Основываясь на измеренных значениях гликемии, измените норму шприца, чтобы поддерживать уровень глюкозы в крови на уровне от 220 до 250 мг на децилитр. Норма шприца два остается постоянной для поддержания свободных жирных кислот на уровне одного миллимоля на литр.

После 24 часов настаивания измените дно клетки и взвесьте оставшийся в клетке корм. Верните порцию UNE в клетку, обжарьте на гриле и заправляйте шприцы по мере необходимости в течение 72 часов. Наблюдайте за крысой на предмет любых признаков воспаления или дискомфорта и при необходимости оказывайте соответствующую помощь.

В конце инфузии крысы могут быть подвергнуты гипергликемическим или u-гликемическим гиперинсулинемическим исследованиям зажима, а затем усыплены или усыплены для сбора поджелудочной железы для гистологии или выделения глазков. Этот рисунок показывает уровни глюкозы и жирных кислот в крови в течение 72-часового периода инфузии. Как показано здесь, уровень глюкозы поддерживается на уровне от 220 до 250 миллиграммов на децилитр на протяжении всей инфузии.

Грызуны обладают сильной способностью компенсировать инфузию глюкозы за счет увеличения эндогенной секреции инсулина. Таким образом, GIR должен быть увеличен в течение курса инфузии, чтобы уровень глюкозы в крови поддерживался в относительно стабильном состоянии. Тем не менее, уровень глюкозы в крови имеет тенденцию снижаться к концу инфузии.

Кроме того, основываясь на измерениях веса чау, поскольку животные, получающие глюкозу и интралипиды, получают калорийные питательные вещества, они спонтанно уменьшают потребление пищи. В отличие от контрольных крыс с солевым раствором, эта техника может быть выполнена за 30-40 минут на крысу, если она выполнена правильно. Поэтому после этой процедуры мы обычно выполняем гипергликемические или U-гликемические гиперинсулиновые анемические зажимы для измерения секреции инсулина или чувствительности к инсулину соответственно.