Composé d’Administration j’ai

Lab Animal Research
 

Overview

source : Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR ; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Université de Notre Dame, IN

que de nombreux protocoles de recherche exigent qu’une substance être injectées à un animal, l’itinéraire de livraison et la quantité de la substance doit être déterminée avec précision. Il existe plusieurs voies d’administration chez la souris et le rat. Quel itinéraire à utiliser est déterminée par plusieurs facteurs de la substance à doser : le pH de la solution, le volume nécessaire pour le dosage désiré et la viscosité de la solution. Lésions tissulaires graves peuvent se produire si une substance est administrée correctement. Cette vidéo se penche sur les diverses méthodes de retenue et de détails techniques pour les plus couramment utilisés itinéraires injection.

Cite this Video

JoVE Science Education Database. Essentiel de la recherche sur les animaux de laboratoire. Composé d’Administration j’ai. JoVE, Cambridge, MA, (2017).

Principles

beaucoup les composés d’essai qui sont utilisés en recherche biomédicale sont des substances nouvelles qui ne sont pas disponibles dans le commerce, substance bonne préparation est indispensable. Les préoccupations fondamentales de stérilité, viscosité et compatibilité physiologique de la formulation de la substance d’essai et le medium-véhicule-dans ce qui est dissous/suspendu doit être adressée. Une solution de dosage, donné entérale ou parentérale, doit être physiologiquement tamponnée au pH adéquat pour le composé doit être correctement absorbée et afin d’éviter des lésions tissulaires. La viscosité d’une solution peut être le facteur déterminant de la voie d’injection. Une substance qui est trop épaisse pour traverser l’aiguille de petit calibre requis pour les sites d’injection couramment utilisés dans une souris peut exiger la reformulation pour administration par voie orale. Toutes les solutions qui devront être injectés par voie parentérale doivent être stériles pour empêcher l’introduction d’agents pathogènes dans l’animal. 1

sélection des aiguilles pour les injections s’appuie sur la voie d’administration, la viscosité de la solution et la taille de l’animal. En général, le plus petit calibre possible d’administrer la solution doit être retenue ; Il s’agit habituellement 22-30 jauge chez la souris et le calibre de 20-25 pour le rat. La seringue à choisir est encore le plus petit possible avec les graduations correctes permettant un dosage précis. 2,3,4

il y a plusieurs itinéraires pour les injections par voie parentérale. Dans le but de cette vidéo, les itinéraires plus couramment utilisés (sous-cutanée [SQ], [IP] intrapéritonéale, intraveineuse [IV] et intramusculaire [IM]) sont discutées. Autres techniques d’injection, par exemple intradermique (ID), intracrânienne, intracardiaque, injections de coussinet plantaire, par voie nasale et par voie intraveineuse par l’intermédiaire du plexus rétro-orbitaire sont couverts dans une vidéo différente.

le taux d’absorption des composés varie en fonction de l’itinéraire. La voie IV place la substance directement dans la circulation sanguine, éliminer tout le temps nécessaire pour l’absorption. Une substance qu'injectée IM est rapidement absorbé en raison du nombre abondant des vaisseaux dans les tissus musculaires. Bien qu’une injection Intrapéritonéale est considéré comme l’administration par voie parentérale, le mécanisme d’absorption est effectivement plus semblable à l’administration par voie orale. Le dosage sous-cutané est un moyen pratique de gérer une grande quantité de liquide. Le taux d’absorption est plus lent que les autres routes, fournissant un effet durable. Le choix de l’itinéraire est un élément essentiel du protocole expérimental. 4

administration sous-cutanée met les matériaux entre les couches de la peau et le muscle-dans un espace virtuel créé en soulevant la peau. Ceci donne l’injection sécuritaire de plus gros volumes, car le liquide est absorbé lentement et l’excès de liquide est rapidement excrété par les reins. Cela évite la surcharge hydrique et oedème pulmonaire, qui peut entraîner de gros volumes, être injectés par voie intraveineuse. L’aiguille sélectionnée doit être la plus petite possible de taille qui permettra pour la viscosité de la matière injectée, généralement un 22-30 jauge aiguille pour souris et aiguille pour les rats de calibre 22-25. Volumes d’injection varient de 0,1 ml à 0,5 ml pour les souris et de 0,1 ml à 1,0 ml pour les rats, par site d’injection.

the IP route est couramment utilisé chez les rongeurs, car il peut être utilisé pour l’acheminement de plus gros volumes qu’une voie IV ou IM. Toutefois, l’absorption d’un matériau qui est administré IP est considérablement plus lente qu’un IM ou IV itinéraire. Substances administrées avec cette méthode sont pensés pour être soumis à un métabolisme hépatique avant d’entrer dans la circulation sanguine. 5 Encore une fois, l’aiguille sélectionnée doit être la plus petite possible de taille qui permettra pour la viscosité de la matière injectée, généralement un 22-30 jauge aiguille pour souris et aiguille pour les rats de calibre 22-25. Pour les souris, plage de volumes d’injection de 0,05 ml à 1,0 ml par injection selon la taille de la souris. Pour les rats, la gamme est de 0,1 ml à 1,5 ml par site d’injection.

injections IM, bien que couramment utilisés chez les animaux plus gros, ont des utilisations minimales chez les souris et les rats en raison de leur faible masse musculaire. Incorrecte ou répétée injection dans le muscle peut provoquer des lésions nerveuses entraînant une nécrose musculaire ou de paralysie. L’aiguille sélectionnée doit être la plus petite possible de taille qui permettra pour la viscosité de la matière injectée, généralement de calibre de 27-30. Pour les souris, gamme de volumes injection de 0,01 ml à un maximum de 0,05 ml par site d’injection pour le muscle fessier. Volumes d’injection pour le gastrocnémien disposent d’un maximum de 0,05 ml. En revanche, rat injection volumes entre 0,01 ml et un maximum de 0,3 ml par site d’injection pour le muscle fessier. Volumes d’injection pour le gastrocnémien disposent d’un maximum de 0,1 ml.

injection IV est le moyen le plus efficace de l’administration de la substance, tel qu’il est présenté immédiatement dans le système circulatoire. Cependant, avec les vaisseaux sous-dimensionné disponibles pour le IV dosage chez la souris, son utilité est limitée. Si répété l’administration intraveineuse est nécessaire, l’utilisation de ports d’accès vasculaire ou autres équipements spécialisés de dosage doit envisager pour le bien-être des animaux. L’aiguille sélectionnée doit être la plus petite possible de taille qui permettra pour la viscosité de la matière injectée, généralement de calibre de 27-30. Gamme de volumes injection de 0,05 ml à un maximum de 0,5 ml par injection, selon la taille de la souris.

le
route souris Rat
aiguille de calibre (g) Volume d’injection (mL) aiguille de calibre (g) volume d’Injection (mL)
SC 22 – 30 0,1 – 1.5 22 – 25 0,1 – 3.0
IP 22 – 30 0,05 – 1.0 20 – 25 0,1 – 1.5
IM 27 – 30 0,01 – 0,05 (fessiers/gastrocnémien) 25 – 27 0,01-0,3 (fessier)

0,01 à 0,1 (gastrocnémien)

IV 27 – 30 0 .05 – 0,5 22 – 25 0.05 – 4.0

tableau 1. L’aiguille appropriée jauge et injection plage de volume pour souris et rats selon le circuit.

Procedure

1. injection sous-cutanée

  1. manuellement restrain la souris via le dispositif de retenue une main tenir. Une fois saisi, laisser la souris pour se reposer sur une table ou toute autre surface sécurisée. Veillez à ne pas faire pression sur le corps de la souris.
  2. Reposer le talon de la main sur la table pour éviter trop de poids sur la souris qui peut compromettre la respiration. Souris peuvent également être maintenues dans un appareil commercial. Pour les rats, il est préférable d’utiliser un dispositif de retenue commerciale.
  3. Saisir la peau et tirer vers le haut pour créer une tente de peau. Si vous utilisez un dispositif de retenue, les pinces peuvent devoir saisir la peau à travers la fente sur le dessus.
  4. Insérer l’aiguille parallèle à la colonne vertébrale, dirigée à l’opposé de la tête à la base du pli de la peau de la tente. Diriger l’aiguille loin de la tête pour éviter les risques de crevaisons sur le crâne, comme l’OS crânien de la souris est très mince. Les rats ont la tendance à l’arrière de leur tête, ce qui pourrait causer l’injection doit être déposé dans les muscles du cou.
  5. Insérer le biseau de l’aiguille vers le haut pour permettre une douce glisse dans la peau. Notez que l’aiguille est insérée sous les doigts de préhension de la peau. Pour améliorer la sécurité lors de l’injection d’articles biologiques, la peau est saisie avec une pince, éliminant ainsi la possibilité de blessures par piqûre d’aiguille.
  6. Tirer le piston pour vérifier l’emplacement approprié. Si l’air est aspiré dans la seringue, il indique que la pointe de l’aiguille n’est pas placée sous la peau et devront être retirés et repositionné. S’il y a une pression quand le piston est tiré vers l’arrière, elle indique le positionnement correct de l’aiguille, et que procéder à l’injection.
  7. Injecter lentement la substance avec un mouvement constant. Pour éviter la perte de l’article de l’injection, pause après l’injection, légèrement tourner l’aiguille sous la peau et pincer la peau au point d’injection tout en retirant l’aiguille.

Figure 1
figure 1. Injection sous-cutanée chez les souris.

2. injection intrapéritonéale

  1. la méthode retenue manuelle avec une seule main est utilisée pour cette technique d’injection chez les souris. Ajuster la main, c’est elle placée assez haut sur le cou pour empêcher la souris de tourner.
  2. Saisir la peau lâche au niveau de la nuque entre le pouce et l’index.
  3. Stabiliser la croupe en l’épinglant la peau lâche le long du dos entre les deuxième, troisième et quatrième doigts et à la base du pouce, ou en plaçant la queue entre les troisième et quatrième doigts.
  4. IP injection chez le rat nécessite deux personnes, l’un visant à empêcher le rat et l’autre pour effectuer l’injection.
    1. Saisir le rat sur les épaules à l’aide de l’index et le majeur de chaque côté du cou et de la paume sur le dos. Le pouce et les troisième et quatrième doigts doivent encercler la poitrine pour éviter tout mouvement vers l’avant ou vers l’arrière. La position des doigts sur chaque côté du cou empêchera le rat de tourner sa tête.
    2. Lever le rat et tournez-la pour exposer l’abdomen ventral.
    3. Stabiliser la croupe en saisissant les pieds et la queue en toute sécurité et en étendant loin du corps.
  5. Position de la souris ou le rat pour exposer l’abdomen, en veillant à ce qu’il doit faire face vers le haut.
  6. Tilt l’animal avec la tête vers le bas à un angle de 30°, afin de permettre les intestins à tomber vers l’avant.
  7. Sites d’injection sont les suivants :
    1. la zone à injecter est parotidien bordée par une ligne imaginaire qui s’étend horizontalement à travers le corps en haut de la hanche (de flanc à flanc).
    2. La ligne médiane est la frontière médiale, reconnue comme étant l’intersection de poils qui poussent dans des directions opposées. Chez les animaux sans poil, la ligne médiane s’étend en ligne droite de la xiphoïde jusqu'à l’anus.
    3. Le bord latéral est une ligne du dessus de la hanche au prépuce chez l’homme et du haut de la hanche et à la suite les mamelles chez la femelle.
    4. Cela fournit une zone triangulaire pour la sécurité des injections.
  8. Injection d’un article dans les monuments
    1. Insérer une aiguille perpendiculairement à la colonne vertébrale, de la ligne médiane, dans le triangle comme décrit ci-dessus. Placer l’aiguille à un angle de 90° sur le plan du corps permet d’injection sécuritaire utilisant les deux côtés de l’abdomen. Ceci est particulièrement important pour les injections multiples, car elle minimise le traumatisme tissulaire en permettant l’alternance des sites d’injection.
    2. Lorsque l’aiguille est placée à un angle de 90°, il sera " pop " dans l’abdomen, ce qui permet une détermination plus facile de la profondeur. C’est aussi un repère visuel et tactile que l’aiguille est correctement positionné.
    3. Aspirer la seringue afin d’assurer la mise en place dans la cavité péritonéale et non dans la vessie, intestin ou les structures vasculaires.
    4. Éviter l’injection direction caudale chez la souris mâle afin d’éviter d’administrer l’article dans le sac scrotal. Éviter d’injecter dans la tétine de la femelle afin d’éviter les traumatismes.

Figure 2
figure 2. Les points de repère pour une injection intrapéritonéale chez les souris.

3. injection intramusculaire

  1. retenue pour cette technique pour souris et rats nécessite deux personnes ou l’utilisation d’un tube de retenue. Décrite ici est une méthode d’une personne utilisant un dispositif de retenue.
    1. Placer l’animal dans le dispositif de retenue.
    2. Une fois que l’animal est dans le tube, saisir la queue afin de positionner l’animal avec les pattes arrière hors du tube.
    3. Saisir la peau du flanc à la partie crâniale du fémur pour allonger la jambe et empêcher la flexion de l’articulation fémoro.
    4. Le dispositif de retenue du poste alors qu’il se tienne sur la table avec l’animal ' s la tête dirigée vers le bas, ou posé sur la table pointé vers le corps du technicien pour permettre la stabilisation de l’appareil tandis que l’injection est effectuée.
    5. Sites d’injection est les suivantes : patte de la souris et le rat sont petites et les muscles fessiers (les muscles de la cuisse caudale) comprenant la plus grande masse musculaire dans le membre postérieur ; la deuxième plus grande masse musculaire dans le membre postérieur est le muscle gastrocnémien (le muscle du mollet). L’injection est faite sous l’angle caudal de la jambe.
      1. Localiser le fessier muscles masse postérieure sur le fémur. L’OS peuvent être palpé et le muscle grand est facilement ressenti.
      2. Noter que la ligne médiane de la jambe de la face postérieure relie le point de la pointe du jarret à la queue. Les cheveux souvent ont une crête où il s’agit ensemble, car il pousse dans des directions opposées des surfaces latérales et internes.
      3. Injections sont faites vers la face latérale de la cuisse de la ligne médiane. Cela réduit la probabilité d’endommager les nerfs et les vaisseaux sanguins situés sur la surface médiale de la jambe
      4. Injections faites dans le gastrocnémien sont font de la face postérieure et avec un examen attentif de l’emplacement de la veine saphène latérale.
    6. Injection d’un article dans les monuments
      1. Insérez l’aiguille perpendiculairement sur le fémur de la ligne médiane comme décrit ci-dessus, à une profondeur maximale de 5 mm pour le muscle fessier et un maximum de 3 mm pour le gastrocnémien.
      2. Pour éviter les traumatismes du muscle, des mouvement de l’aiguille dans le tissu doit être évitée. La seringue se tienne d’une façon qui ne nécessite pas de repositionnement de la main pour effectuer l’injection.
      3. Aspirer la seringue afin d’assurer le placement dans les muscles et pas dans un vaisseau sanguin.
      4. Injecter le matériau dans un mouvement continu et fluid. Ne pas injecter rapidement pour permettre une expansion lente du muscle. Injection rapide causera traumatisme tissulaire.

Figure 3
Figure 3. Injection intramusculaire dans le muscle fessier chez le rat.

4. injection intraveineuse utilisant la veine caudale

  1. retenue de l’animal est dépendant de la question de savoir si l’animal est anesthésié éveillé ou endormi. Animaux
    1. utiliser un tube cylindrique de retenue pour conscientes souris ou de rats, à l’exception de la glabres ou nue. En raison du caractère gras des animaux sans poils, il est difficile repositionner et retirer les dynamiques de l’acryliques, car leur peau a tendance à adhérer au plastique rigide. Ainsi, un cône en plastique souple sert.
    2. Autres dispositifs d’injection incluent plates-formes éclairées et chauffées plates-formes des cônes en plastique rigides lorsque la souris est conservée dans le cône strictement avec la tension sur la queue.
    3. Souris Anesthetized ne peut-être pas besoin de retenue.
    4. Chauffer le corps tout entier ou juste la queue pour s’assurer de la vasodilatation des vaisseaux queue.
      1. Chauffer l’ensemble du corps avec un tampon de chauffage électrique défini sur moyen ou une couverture d’eau circulante.
      2. Placer l’animal dans le dispositif de retenue, enveloppé dans la source de chaleur.
      3. Observer l’animal de près et retirer du feu dès que les vaisseaux sanguins se dilatent. Réchauffement du corps entier peut également être réalisé avec l’utilisation d’une lampe chauffante réalisée dans une cage. Lorsque vous utilisez une lampe de chaleur les animaux doivent être étroitement respectées, comme il est facile de les surchauffer.
      4. Lorsque le réchauffement du corps entier n’est pas réalisable, la queue seule de chauffage peut être réalisé à l’aide de compresses chaudes, d’une porte-serviette chauffant, bouillotte, ou plonger la queue dans l’eau tiède. Mise en garde doit être employé pour éviter de brûler la queue parce que les bouteilles d’eau chaude, serviettes chauffés et eau chaude n’ont pas de contrôle de la température. Il est fréquent pour les sources de chaleur être chauffés au départ. Ces sources de chaleur aussi refroidissent rapidement.
    5. L’utilisation d’huile de tissu est une autre façon d’améliorer la visualisation des vaisseaux.
      1. Tremper un coton-tige dans l’huile de tissu et appliquez le puits de pétrole de la portion de la queue qui est saisie pour la stabilisation. L’huile de tissus provoque les vaisseaux à apparaître plus clairement défini.
      2. Il est des huiles non toxiques disponibles dans le commerce qui contiennent un produit chimique dans la formulation qui crée le réchauffement de la peau et la vasodilatation à l’évaporation. Ces huiles sont appliquées, et après quelques instants, quand les vaisseaux sont visibles, l’huile en excès est essuyé avec un tampon d’ouate.
      3. Toutes les huiles peuvent faire la queue plus difficile à tenir.
      4. Lorsque vous utilisez des huiles, l’injection doit avoir lieu immédiatement après la visualisation des vaisseaux.
    6. Sites d’injection sont les suivants :
      1. les nervures latérales arrière sont situés sur les côtés de la queue. Il y a aussi des bateaux qui longent les médianes dorsales et ventrales de la queue qui ne conviennent pas à des fins d’injection.
      2. L’animal dans la drisse peut être tourné pour que les vaisseaux latéraux sont vers le haut pour faciliter l’injection. Par ailleurs, la queue peut être tournée pour amener les vaisseaux à la position plus acceptable pour l’injection.
      3. Les vaisseaux sont très superficielles. Ils deviennent plus superficielles qu’ils atteignent la base de la queue.
    7. Injection d’un article dans la veine caudale requiert des compétences. Pour éviter les traumatismes au vaisseau sanguin, des mouvement de l’aiguille doit être évitée. La seringue est organisée d’une manière qui ne nécessite pas de repositionnement de la main pour effectuer l’injection.
      1. Positionner la queue pour que le navire soit visible et être maintenu sous tension. Ne pas appliquer une tension excessive sur la queue, ou le navire peut être étiré et le flux sanguin diminué.
      2. Placer l’aiguille directement sur le navire jusqu'à son extrémité distale possible.
      3. , Appliquer une légère pression et glisser l’aiguille dans le parallèle de la queue et les vertèbres. Éviter la pêche à la ligne de l’aiguille vers le bas, comme l’aiguille sera transect le navire. L’aiguille doit être visible dans le navire, tel qu’il est avancé au moins 2 mm dans la lumière.
      4. Injecter le matériau dans un mouvement lent, fluid pour éviter la rupture du récipient.
      5. Une attention particulière à la queue pendant l’injection. Si correctement insérées dans le navire, le matériel d’injection qui se jettent dans le navire se fait sentir aucune résistance. Le vaisseau sanguin doit blanchir comme le sang est poussé par le matériel d’injection.
      6. Si l’aiguille n’est pas dans le navire, il y aura forte résistance lors de l’injection. Si l’injection avec force, le matériau se remplira l’espace sous-cutané et la queue se gonfler. Arrêter immédiatement, comme matériau conçu pour être injecté par voie intraveineuse peut être corrosif pour les tissus environnants. Retirer l’aiguille et essayez une autre injection plus proche sur la queue.
      7. Après l’injection réussie, retirer l’aiguille et appliquez une pression sur le site d’injection afin d’assurer la bonne hémostase avant de regagner la cage de l’animal.

Figure 4
figure 4. Injection dans la veine chez des souris de queue.

administration composé est souvent une partie intégrante d’une étude sur des animaux, et de nombreux facteurs doivent être évalués afin de s’assurer que le composé est livré correctement et de manière humaine. Les deux routes principales d’administration sont entérale-via le tube digestif et parentérale-extérieur du tube digestif. La principale différence, c’est si le composé est donné par voie entérale elle subit un métabolisme hépatique avant d’entrer dans la circulation sanguine. Considérant que, par toute voie parentérale, comme par voie intraveineuse ou intramusculaire, la substance ignore ce premier passage dans le foie, entraînant généralement une biodisponibilité plus élevée.

Dans cette première vidéo de la série sur l’administration composée, nous allons commencer par examiner les facteurs qui influent sur le choix de la voie d’administration en général. Et puis nous vais passer en revue les injections parentérales plus communes méthodes, y compris sous-cutanée abrégées en SC ou SubQ, intrapéritonéale ou IP, intramusculaire ou IM et intraveineuse AKA IV.

commençons par examiner quelques choses qu’il convient de garder à l’esprit avant d’effectuer n’importe quel type de procédure d’administration composés. La première étape consiste à préparer la solution ou en suspension à doser, et la première considération fondamentale pour la préparation de la substance est la stérilité. Prévient-on introduction de pathogènes dans l’animal, il est important que le matériel d’injection ainsi que les aiguilles et les seringues à utiliser sont stériles.

La deuxième considération est compati physiologiquebogard. Une solution de dosage, si administré entérale ou parentérale, doit être physiologiquement tamponnée au pH adapté pour le composé doit être correctement absorbée et afin d’éviter des lésions tissulaires. Le troisième facteur est la viscosité de l’article de l’injection, qui joue un rôle essentiel dans le choix de l’aiguille. Habituellement, les aiguilles de calibre de 20 à 30 sont utilisés dans les procédures d’administration parentérale pour souris et rats. Les moyeux de ces aiguilles sont habituellement de couleur pour faciliter leur identification.

La solution devrait avoir assez de fluidité pour passer au moins une de ces aiguilles. Si la solution peut passer par plus d’un, puis, en général, le choix est le plus petit calibre possible. Le prochain facteur est le volume d’administration que les affects seringue sélection. Semblables à des aiguilles, la plus petite seringue possible nécessaire pour le dosage précis des graduations correctes, il faut choisir. Le calibre de l’aiguille et le volume de l’administration sont également dépendantes sur la route et les espèces, la taille et âge de l’animal étant administré. Voir le tableau 1 ci-dessous pour examiner les valeurs liées aux routes discutés dans cette vidéo. L’examen final important est le taux d’absorption, qui varie sensiblement en fonction de chaque voie d’administration et peut jouer un rôle dans le choix de la méthode mieux adaptée.

maintenant, nous nous attardons sur les caractéristiques particulières des méthodes couramment employés injection.

SC ou Injection SubQ place la matière entre les couches de la peau et le muscle dans un espace virtuel créé en soulevant la peau. Cela permet pour la sécurité des injections de plus gros volumes, mais le taux d’absorption est plus lent que les autres routes, fournissant un effet plus soutenu. Au cours de l’administration de la propriété intellectuelle, le composé est injecté directement dans la cavité péritonéale. Il s’agit d’une autre méthode couramment employée pour livrer de grandes quantités de solution. Bien qu’une injection Intrapéritonéale est considéré comme l’administration par voie parentérale, le mécanisme d’absorption est effectivement plus semblable à l’administration par voie orale.

Injection IM an fournit un composé directement dans les fessiers ou les muscles gastrocnémiens. Une substance qu'injectée IM est rapidement absorbé en raison du nombre abondant des vaisseaux dans les tissus musculaires, ce qui pourrait rendre un itinéraire préféré dans certains cas. Incorrecte ou répétée injection dans le muscle peut provoquer des lésions nerveuses entraînant une nécrose musculaire ou de paralysie. Enfin, une injection IV dans la veine de la queue de l’animal est le moyen le plus efficace de l’administration, comme la substance est directement introduite dans le système circulatoire. Notez que le composé doit être injecté dans une des veines queue caudales latérales situées sur les côtés de la queue. Il y a un bateau qui longe la ligne de médiane ventrale de la queue, ce qui n’est pas convenable pour les injection.

maintenant que nous avons discuté de l’arrière-plan, nous allons apprendre les procédures, en commençant par les injections SC. Pour les souris, choisir l’animal par sa queue et lui permettre de se reposer sur une autre surface solide, comme couvercle fil-bar. Puis, manuellement empêcher l’animal en soulevant la peau autour du cou, formant une tente. Ensuite, mettre l’animal sur la table avec les pattes arrières reposant sur la surface et poser la paume de votre main sur la table pour éviter trop de poids sur l’animal qui peut compromettre la respiration.

Pour injecter, ramasser la seringue avec la solution à doser et diriger le parallèle de l’aiguille vers la colonne vertébrale et loin de la tête pour éviter les risques de crevaisons sur le crâne. Ensuite, insérez l’aiguille avec le biseau vers le haut, qui permet une glisse doucement dans la peau. Tirer sur le piston pour vérifier la mise en place correcte de l’aiguille. S’il y a la contre-pression lorsque le piston est tiré vers l’arrière, puis l’aiguille est dans la position correcte. Si l’air est aspiré par le piston, puis l’aiguille devront être repositionnées.

Après avoir vérifié que l’aiguille est correctement positionnée, injectez doucement avec un mouvement constant. Pause après l’injection et tourner l’aiguille légèrement sous la peau pour prévenir la perte de l’article de l’injection. Puis, pincer la peau au point d’injection et de retirer l’aiguille. Cette même méthode peut être utilisée chez les rats sevrés.

Pour les rats adultes, l’animal doit d’abord être immobilisés à l’aide d’un appareil, la procédure pour laquelle est abordée dans la vidéo de « Bases de manipulation et de retenue » de cette collection. Ensuite, on peut effectuer l’injection sous-cutanée de la même manière comme fait chez la souris.

ensuite, nous allons apprendre comment effectuer une injection Intrapéritonéale. Chez la souris, utilisez la technique retenue à deux mains pour empêcher manuellement l’animal, encore décrit dans la vidéo de « Bases de manipulation et de retenue ». Veiller à ce que votre main non-dominante est positionné assez haut sur le manche pour empêcher l’animal de tourner. Stabiliser l’arrière-train en plaçant la queue entre les troisième et quatrième doigts ou en épinglant la peau fermement entre les doigts restants et la base du pouce.

Ensuite, placez l’animal pour exposer son abdomen. Inclinez l’animal avec la tête vers le bas à un angle de 30° pour permettre les intestins à tomber vers l’avant. L’emblème de l’injection peut se résumer comme suit : Tracez une ligne imaginaire qui s’étend horizontalement à travers le corps, en haut de la hanche, du flanc à flanc. Puis dessinez la frontière médiale, ou la ligne médiane, le long de la ligne où rencontre les poils qui poussent dans des directions opposées. Enfin, imaginez le bord latéral, qui est une ligne du haut les hanches vers le prépuce chez les hommes et à la suite des trayons chez les femelles. Ceci fournit la zone triangulaire pour la sécurité des injections de IP.

la prochaine méthode que nous allons discuter est injection IM. Retenue dans cette technique pour les souris et les rats nécessite deux personnes ou l’utilisation d’un tube de retenue. Ici, nous allons décrire la méthode seule personne utilisant un dispositif de retenue.

D’abord, placez l’animal dans le tube et avec les pattes dehors, tirez la queue à la position de l’animal. Ensuite, saisissez la peau du flanc à la partie crâniale du fémur pour allonger la jambe et empêcher la flexion de l’articulation fémoro. Ensuite, placez le dispositif de retenue pour permettre la visualisation du site d’injection.

Pour identifier le point de repère fessier, localiser le muscle fessier masse postérieur sur le fémur. L’OS peuvent être palpé et le muscle grand est facilement ressenti. Notez la ligne médiane qui relie le point de la pointe du jarret à la queue. Vous pouvez souvent voir la crête où les cheveux des surfaces latérales et intérieures se retrouvent de plus en plus dans des directions opposées. En règle générale, les injections sont réalisées au latéral l’aspect de la ligne médiane. Le muscle gastrocnémien est le muscle du mollet et injection dans ce muscle est également préférable d’effectuer de la face postérieure.

Pour le muscle fessier, au landmark situé, insérer l’aiguille à une profondeur maximale d’environ 5 mm. Eviter de repositionnement de la seringue pendant l’injection pour prévenir les lésions musculaires. Ensuite, aspirez pour veiller à ce que le placement est dans le muscle, pas un vaisseau sanguin. Et enfin, injecter le matériau de façon lente et régulière, puisque l’injection rapide causera traumatisme tissulaire. Retirer l’aiguille de façon perpendiculaire, suivant le même itinéraire que celui de l’insertion. Pour le muscle gastrocnémien, insérer l’aiguille à une profondeur maximale de 3 mm et effectuer l’injection de la même manière que pour le muscle fessier.

Enfin, nous allons apprendre à effectuer une injection IV dans les veines de queue des rongeurs. La même méthode est apapplicables pour les souris et les rats.

Placer l’animal dans un tube cylindrique de retenue et de réchauffer le corps entier de l’animal à l’aide d’un tampon de chauffage électrique défini sur moyen pendant environ 2-5 minutes. Continuer à réchauffer l’animal, jusqu'à ce que les vaisseaux sanguins deviennent dilatés, ce qui est nettement plus gros. N’oubliez pas, les nervures latérales caudale queue sont situés sur les côtés de la queue. L’artère qui est dans la ligne médiane ventrale n’est pas adapté aux fins de l’injection. Faites tourner le dispositif de retenue et positionner la queue tel que les veines de queue latéral pointent vers le haut et qui s’est tenue sous tension. Ne pas appliquer une tension excessive ou le navire peut être étiré et le flux sanguin diminué.

Placer l’aiguille conique-up directement sur les vaisseaux sanguins dans la partie distale que possible et appliquez une légère pression pour introduire l’aiguille dans le parallèle de la queue de la colonne vertébrale. Injecter le matériau dans un mouvement lent et fluid et remarquez que le navire blanches comme le sang est poussé par le matériel d’injection. Si l’aiguille n’est pas correctement positionné dans la cuve, il y aura une forte résistance lors de l’injection et si vous vous injectez avec force la matière remplira l’espace sous-cutané et la queue se gonfler. Arrêter immédiatement car ce produit - qui est conçu pour être injecté par voie intraveineuse - peut être corrosif pour les tissus environnants. Retirer l’aiguille et essayez une autre injection plus proche sur la queue. Après l’injection réussie, retirer l’aiguille et appliquez une pression sur le site d’injection afin d’assurer la bonne hémostase avant de regagner la cage de l’animal.

maintenant que vous êtes familiarisé avec les méthodes courantes d’injection, penchons-nous sur certaines applications de ces voies d’administration, autres que les medicaments.

Dans de nombreuses expériences, les souris sont injectés avec un agent pathogène spécifique à l’étude de l’infection. Ici, les chercheurs ont utilisé la voie sous-cutanée d’introduire des bactéries résistantes aux antibiotiques qui provoque des lésions, et la taille de ces lésions a servi une lecture pour la virulence de l’agent pathogène. Plusieurs scientifiques sont intéressés à étudier la distribution et la survie des cellules souches après délivrance systémique. Dans cette étude, les chercheurs effectué queue injection dans la veine de Tags génétiquement des cellules souches neurales dans un modèle animal de la sclérose en plaques et trouve la distribution des cellules injectées à la moelle épinière et des régions du cerveau.

Dans une autre expérience, les chercheurs injectés fluorescent tag myoblastes par voie intramusculaire dans un modèle animal de la dystrophie musculaire. Par la suite, bioluminescence a été réalisée afin d’analyser l’implantation réussie des cellules souches. Enfin, les injections peuvent également être employées pour produire des modèles animaux. Ces scientifiques effectué une injection intrapéritonéale de diméthylnitrosamine - puissante toxine du foie - les rats Wistar mâles pour générer un modèle animal de la fibrose hépatique, qui était alors utilisé pour étudier le développement de la maladie du foie.

vous avez regardé juste le premier versement de JoVE administration composé discutant les injections parentérales couramment utilisées. N’oubliez pas, l’itinéraire de livraison optimale dépend de plusieurs facteurs notamment le pH, le volume et la viscosité de la solution injectée. Et chaque technique a ses avantages et inconvénients, qui doivent être examinés en fonction des besoins expérimentaux. Comme toujours, Merci pour regarder !

Summary

administration de la substance est un composant commun des protocoles expérimentaux qui utilisent des animaux. Lors du choix d’un itinéraire de livraison, de nombreux facteurs doivent être délibérés, y compris les compétences techniques des personnes responsables pour le dosage des animaux, la taille de l’animal, la viscosité du fluide et la quantité à administrer. Un examen attentif de ces facteurs amélioreront le bien-être de l’animal et le résultat global de l’expérimentation.

References

  1. Turner, P.V., Pekow, C., Vasbinder, M. A. and Brabb, T. 2011. Administration of substances to laboratory animals: equipment and considerations, vehicle selection, and solution preparation. JAALAS. 50:5. 614-627.
  2. Shimizu, S. 2004. Routes of Administration in The Laboratory Mouse. Elsevier.
  3. Machholz, E., Mulder, G., Ruiz, C., Corning, B. F., Pritchett-Corning, K. R. 2012. Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats. J. Vis. Exp. (67), e2771, doi:10.3791/2771
  4. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. 2011. Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider. JAALAS. 50, 600-613

1. injection sous-cutanée

  1. manuellement restrain la souris via le dispositif de retenue une main tenir. Une fois saisi, laisser la souris pour se reposer sur une table ou toute autre surface sécurisée. Veillez à ne pas faire pression sur le corps de la souris.
  2. Reposer le talon de la main sur la table pour éviter trop de poids sur la souris qui peut compromettre la respiration. Souris peuvent également être maintenues dans un appareil commercial. Pour les rats, il est préférable d’utiliser un dispositif de retenue commerciale.
  3. Saisir la peau et tirer vers le haut pour créer une tente de peau. Si vous utilisez un dispositif de retenue, les pinces peuvent devoir saisir la peau à travers la fente sur le dessus.
  4. Insérer l’aiguille parallèle à la colonne vertébrale, dirigée à l’opposé de la tête à la base du pli de la peau de la tente. Diriger l’aiguille loin de la tête pour éviter les risques de crevaisons sur le crâne, comme l’OS crânien de la souris est très mince. Les rats ont la tendance à l’arrière de leur tête, ce qui pourrait causer l’injection doit être déposé dans les muscles du cou.
  5. Insérer le biseau de l’aiguille vers le haut pour permettre une douce glisse dans la peau. Notez que l’aiguille est insérée sous les doigts de préhension de la peau. Pour améliorer la sécurité lors de l’injection d’articles biologiques, la peau est saisie avec une pince, éliminant ainsi la possibilité de blessures par piqûre d’aiguille.
  6. Tirer le piston pour vérifier l’emplacement approprié. Si l’air est aspiré dans la seringue, il indique que la pointe de l’aiguille n’est pas placée sous la peau et devront être retirés et repositionné. S’il y a une pression quand le piston est tiré vers l’arrière, elle indique le positionnement correct de l’aiguille, et que procéder à l’injection.
  7. Injecter lentement la substance avec un mouvement constant. Pour éviter la perte de l’article de l’injection, pause après l’injection, légèrement tourner l’aiguille sous la peau et pincer la peau au point d’injection tout en retirant l’aiguille.

Figure 1
figure 1. Injection sous-cutanée chez les souris.

2. injection intrapéritonéale

  1. la méthode retenue manuelle avec une seule main est utilisée pour cette technique d’injection chez les souris. Ajuster la main, c’est elle placée assez haut sur le cou pour empêcher la souris de tourner.
  2. Saisir la peau lâche au niveau de la nuque entre le pouce et l’index.
  3. Stabiliser la croupe en l’épinglant la peau lâche le long du dos entre les deuxième, troisième et quatrième doigts et à la base du pouce, ou en plaçant la queue entre les troisième et quatrième doigts.
  4. IP injection chez le rat nécessite deux personnes, l’un visant à empêcher le rat et l’autre pour effectuer l’injection.
    1. Saisir le rat sur les épaules à l’aide de l’index et le majeur de chaque côté du cou et de la paume sur le dos. Le pouce et les troisième et quatrième doigts doivent encercler la poitrine pour éviter tout mouvement vers l’avant ou vers l’arrière. La position des doigts sur chaque côté du cou empêchera le rat de tourner sa tête.
    2. Lever le rat et tournez-la pour exposer l’abdomen ventral.
    3. Stabiliser la croupe en saisissant les pieds et la queue en toute sécurité et en étendant loin du corps.
  5. Position de la souris ou le rat pour exposer l’abdomen, en veillant à ce qu’il doit faire face vers le haut.
  6. Tilt l’animal avec la tête vers le bas à un angle de 30°, afin de permettre les intestins à tomber vers l’avant.
  7. Sites d’injection sont les suivants :
    1. la zone à injecter est parotidien bordée par une ligne imaginaire qui s’étend horizontalement à travers le corps en haut de la hanche (de flanc à flanc).
    2. La ligne médiane est la frontière médiale, reconnue comme étant l’intersection de poils qui poussent dans des directions opposées. Chez les animaux sans poil, la ligne médiane s’étend en ligne droite de la xiphoïde jusqu'à l’anus.
    3. Le bord latéral est une ligne du dessus de la hanche au prépuce chez l’homme et du haut de la hanche et à la suite les mamelles chez la femelle.
    4. Cela fournit une zone triangulaire pour la sécurité des injections.
  8. Injection d’un article dans les monuments
    1. Insérer une aiguille perpendiculairement à la colonne vertébrale, de la ligne médiane, dans le triangle comme décrit ci-dessus. Placer l’aiguille à un angle de 90° sur le plan du corps permet d’injection sécuritaire utilisant les deux côtés de l’abdomen. Ceci est particulièrement important pour les injections multiples, car elle minimise le traumatisme tissulaire en permettant l’alternance des sites d’injection.
    2. Lorsque l’aiguille est placée à un angle de 90°, il sera " pop " dans l’abdomen, ce qui permet une détermination plus facile de la profondeur. C’est aussi un repère visuel et tactile que l’aiguille est correctement positionné.
    3. Aspirer la seringue afin d’assurer la mise en place dans la cavité péritonéale et non dans la vessie, intestin ou les structures vasculaires.
    4. Éviter l’injection direction caudale chez la souris mâle afin d’éviter d’administrer l’article dans le sac scrotal. Éviter d’injecter dans la tétine de la femelle afin d’éviter les traumatismes.

Figure 2
figure 2. Les points de repère pour une injection intrapéritonéale chez les souris.

3. injection intramusculaire

  1. retenue pour cette technique pour souris et rats nécessite deux personnes ou l’utilisation d’un tube de retenue. Décrite ici est une méthode d’une personne utilisant un dispositif de retenue.
    1. Placer l’animal dans le dispositif de retenue.
    2. Une fois que l’animal est dans le tube, saisir la queue afin de positionner l’animal avec les pattes arrière hors du tube.
    3. Saisir la peau du flanc à la partie crâniale du fémur pour allonger la jambe et empêcher la flexion de l’articulation fémoro.
    4. Le dispositif de retenue du poste alors qu’il se tienne sur la table avec l’animal ' s la tête dirigée vers le bas, ou posé sur la table pointé vers le corps du technicien pour permettre la stabilisation de l’appareil tandis que l’injection est effectuée.
    5. Sites d’injection est les suivantes : patte de la souris et le rat sont petites et les muscles fessiers (les muscles de la cuisse caudale) comprenant la plus grande masse musculaire dans le membre postérieur ; la deuxième plus grande masse musculaire dans le membre postérieur est le muscle gastrocnémien (le muscle du mollet). L’injection est faite sous l’angle caudal de la jambe.
      1. Localiser le fessier muscles masse postérieure sur le fémur. L’OS peuvent être palpé et le muscle grand est facilement ressenti.
      2. Noter que la ligne médiane de la jambe de la face postérieure relie le point de la pointe du jarret à la queue. Les cheveux souvent ont une crête où il s’agit ensemble, car il pousse dans des directions opposées des surfaces latérales et internes.
      3. Injections sont faites vers la face latérale de la cuisse de la ligne médiane. Cela réduit la probabilité d’endommager les nerfs et les vaisseaux sanguins situés sur la surface médiale de la jambe
      4. Injections faites dans le gastrocnémien sont font de la face postérieure et avec un examen attentif de l’emplacement de la veine saphène latérale.
    6. Injection d’un article dans les monuments
      1. Insérez l’aiguille perpendiculairement sur le fémur de la ligne médiane comme décrit ci-dessus, à une profondeur maximale de 5 mm pour le muscle fessier et un maximum de 3 mm pour le gastrocnémien.
      2. Pour éviter les traumatismes du muscle, des mouvement de l’aiguille dans le tissu doit être évitée. La seringue se tienne d’une façon qui ne nécessite pas de repositionnement de la main pour effectuer l’injection.
      3. Aspirer la seringue afin d’assurer le placement dans les muscles et pas dans un vaisseau sanguin.
      4. Injecter le matériau dans un mouvement continu et fluid. Ne pas injecter rapidement pour permettre une expansion lente du muscle. Injection rapide causera traumatisme tissulaire.

Figure 3
Figure 3. Injection intramusculaire dans le muscle fessier chez le rat.

4. injection intraveineuse utilisant la veine caudale

  1. retenue de l’animal est dépendant de la question de savoir si l’animal est anesthésié éveillé ou endormi. Animaux
    1. utiliser un tube cylindrique de retenue pour conscientes souris ou de rats, à l’exception de la glabres ou nue. En raison du caractère gras des animaux sans poils, il est difficile repositionner et retirer les dynamiques de l’acryliques, car leur peau a tendance à adhérer au plastique rigide. Ainsi, un cône en plastique souple sert.
    2. Autres dispositifs d’injection incluent plates-formes éclairées et chauffées plates-formes des cônes en plastique rigides lorsque la souris est conservée dans le cône strictement avec la tension sur la queue.
    3. Souris Anesthetized ne peut-être pas besoin de retenue.
    4. Chauffer le corps tout entier ou juste la queue pour s’assurer de la vasodilatation des vaisseaux queue.
      1. Chauffer l’ensemble du corps avec un tampon de chauffage électrique défini sur moyen ou une couverture d’eau circulante.
      2. Placer l’animal dans le dispositif de retenue, enveloppé dans la source de chaleur.
      3. Observer l’animal de près et retirer du feu dès que les vaisseaux sanguins se dilatent. Réchauffement du corps entier peut également être réalisé avec l’utilisation d’une lampe chauffante réalisée dans une cage. Lorsque vous utilisez une lampe de chaleur les animaux doivent être étroitement respectées, comme il est facile de les surchauffer.
      4. Lorsque le réchauffement du corps entier n’est pas réalisable, la queue seule de chauffage peut être réalisé à l’aide de compresses chaudes, d’une porte-serviette chauffant, bouillotte, ou plonger la queue dans l’eau tiède. Mise en garde doit être employé pour éviter de brûler la queue parce que les bouteilles d’eau chaude, serviettes chauffés et eau chaude n’ont pas de contrôle de la température. Il est fréquent pour les sources de chaleur être chauffés au départ. Ces sources de chaleur aussi refroidissent rapidement.
    5. L’utilisation d’huile de tissu est une autre façon d’améliorer la visualisation des vaisseaux.
      1. Tremper un coton-tige dans l’huile de tissu et appliquez le puits de pétrole de la portion de la queue qui est saisie pour la stabilisation. L’huile de tissus provoque les vaisseaux à apparaître plus clairement défini.
      2. Il est des huiles non toxiques disponibles dans le commerce qui contiennent un produit chimique dans la formulation qui crée le réchauffement de la peau et la vasodilatation à l’évaporation. Ces huiles sont appliquées, et après quelques instants, quand les vaisseaux sont visibles, l’huile en excès est essuyé avec un tampon d’ouate.
      3. Toutes les huiles peuvent faire la queue plus difficile à tenir.
      4. Lorsque vous utilisez des huiles, l’injection doit avoir lieu immédiatement après la visualisation des vaisseaux.
    6. Sites d’injection sont les suivants :
      1. les nervures latérales arrière sont situés sur les côtés de la queue. Il y a aussi des bateaux qui longent les médianes dorsales et ventrales de la queue qui ne conviennent pas à des fins d’injection.
      2. L’animal dans la drisse peut être tourné pour que les vaisseaux latéraux sont vers le haut pour faciliter l’injection. Par ailleurs, la queue peut être tournée pour amener les vaisseaux à la position plus acceptable pour l’injection.
      3. Les vaisseaux sont très superficielles. Ils deviennent plus superficielles qu’ils atteignent la base de la queue.
    7. Injection d’un article dans la veine caudale requiert des compétences. Pour éviter les traumatismes au vaisseau sanguin, des mouvement de l’aiguille doit être évitée. La seringue est organisée d’une manière qui ne nécessite pas de repositionnement de la main pour effectuer l’injection.
      1. Positionner la queue pour que le navire soit visible et être maintenu sous tension. Ne pas appliquer une tension excessive sur la queue, ou le navire peut être étiré et le flux sanguin diminué.
      2. Placer l’aiguille directement sur le navire jusqu'à son extrémité distale possible.
      3. , Appliquer une légère pression et glisser l’aiguille dans le parallèle de la queue et les vertèbres. Éviter la pêche à la ligne de l’aiguille vers le bas, comme l’aiguille sera transect le navire. L’aiguille doit être visible dans le navire, tel qu’il est avancé au moins 2 mm dans la lumière.
      4. Injecter le matériau dans un mouvement lent, fluid pour éviter la rupture du récipient.
      5. Une attention particulière à la queue pendant l’injection. Si correctement insérées dans le navire, le matériel d’injection qui se jettent dans le navire se fait sentir aucune résistance. Le vaisseau sanguin doit blanchir comme le sang est poussé par le matériel d’injection.
      6. Si l’aiguille n’est pas dans le navire, il y aura forte résistance lors de l’injection. Si l’injection avec force, le matériau se remplira l’espace sous-cutané et la queue se gonfler. Arrêter immédiatement, comme matériau conçu pour être injecté par voie intraveineuse peut être corrosif pour les tissus environnants. Retirer l’aiguille et essayez une autre injection plus proche sur la queue.
      7. Après l’injection réussie, retirer l’aiguille et appliquez une pression sur le site d’injection afin d’assurer la bonne hémostase avant de regagner la cage de l’animal.

Figure 4
figure 4. Injection dans la veine chez des souris de queue.

administration composé est souvent une partie intégrante d’une étude sur des animaux, et de nombreux facteurs doivent être évalués afin de s’assurer que le composé est livré correctement et de manière humaine. Les deux routes principales d’administration sont entérale-via le tube digestif et parentérale-extérieur du tube digestif. La principale différence, c’est si le composé est donné par voie entérale elle subit un métabolisme hépatique avant d’entrer dans la circulation sanguine. Considérant que, par toute voie parentérale, comme par voie intraveineuse ou intramusculaire, la substance ignore ce premier passage dans le foie, entraînant généralement une biodisponibilité plus élevée.

Dans cette première vidéo de la série sur l’administration composée, nous allons commencer par examiner les facteurs qui influent sur le choix de la voie d’administration en général. Et puis nous vais passer en revue les injections parentérales plus communes méthodes, y compris sous-cutanée abrégées en SC ou SubQ, intrapéritonéale ou IP, intramusculaire ou IM et intraveineuse AKA IV.

commençons par examiner quelques choses qu’il convient de garder à l’esprit avant d’effectuer n’importe quel type de procédure d’administration composés. La première étape consiste à préparer la solution ou en suspension à doser, et la première considération fondamentale pour la préparation de la substance est la stérilité. Prévient-on introduction de pathogènes dans l’animal, il est important que le matériel d’injection ainsi que les aiguilles et les seringues à utiliser sont stériles.

La deuxième considération est compati physiologiquebogard. Une solution de dosage, si administré entérale ou parentérale, doit être physiologiquement tamponnée au pH adapté pour le composé doit être correctement absorbée et afin d’éviter des lésions tissulaires. Le troisième facteur est la viscosité de l’article de l’injection, qui joue un rôle essentiel dans le choix de l’aiguille. Habituellement, les aiguilles de calibre de 20 à 30 sont utilisés dans les procédures d’administration parentérale pour souris et rats. Les moyeux de ces aiguilles sont habituellement de couleur pour faciliter leur identification.

La solution devrait avoir assez de fluidité pour passer au moins une de ces aiguilles. Si la solution peut passer par plus d’un, puis, en général, le choix est le plus petit calibre possible. Le prochain facteur est le volume d’administration que les affects seringue sélection. Semblables à des aiguilles, la plus petite seringue possible nécessaire pour le dosage précis des graduations correctes, il faut choisir. Le calibre de l’aiguille et le volume de l’administration sont également dépendantes sur la route et les espèces, la taille et âge de l’animal étant administré. Voir le tableau 1 ci-dessous pour examiner les valeurs liées aux routes discutés dans cette vidéo. L’examen final important est le taux d’absorption, qui varie sensiblement en fonction de chaque voie d’administration et peut jouer un rôle dans le choix de la méthode mieux adaptée.

maintenant, nous nous attardons sur les caractéristiques particulières des méthodes couramment employés injection.

SC ou Injection SubQ place la matière entre les couches de la peau et le muscle dans un espace virtuel créé en soulevant la peau. Cela permet pour la sécurité des injections de plus gros volumes, mais le taux d’absorption est plus lent que les autres routes, fournissant un effet plus soutenu. Au cours de l’administration de la propriété intellectuelle, le composé est injecté directement dans la cavité péritonéale. Il s’agit d’une autre méthode couramment employée pour livrer de grandes quantités de solution. Bien qu’une injection Intrapéritonéale est considéré comme l’administration par voie parentérale, le mécanisme d’absorption est effectivement plus semblable à l’administration par voie orale.

Injection IM an fournit un composé directement dans les fessiers ou les muscles gastrocnémiens. Une substance qu'injectée IM est rapidement absorbé en raison du nombre abondant des vaisseaux dans les tissus musculaires, ce qui pourrait rendre un itinéraire préféré dans certains cas. Incorrecte ou répétée injection dans le muscle peut provoquer des lésions nerveuses entraînant une nécrose musculaire ou de paralysie. Enfin, une injection IV dans la veine de la queue de l’animal est le moyen le plus efficace de l’administration, comme la substance est directement introduite dans le système circulatoire. Notez que le composé doit être injecté dans une des veines queue caudales latérales situées sur les côtés de la queue. Il y a un bateau qui longe la ligne de médiane ventrale de la queue, ce qui n’est pas convenable pour les injection.

maintenant que nous avons discuté de l’arrière-plan, nous allons apprendre les procédures, en commençant par les injections SC. Pour les souris, choisir l’animal par sa queue et lui permettre de se reposer sur une autre surface solide, comme couvercle fil-bar. Puis, manuellement empêcher l’animal en soulevant la peau autour du cou, formant une tente. Ensuite, mettre l’animal sur la table avec les pattes arrières reposant sur la surface et poser la paume de votre main sur la table pour éviter trop de poids sur l’animal qui peut compromettre la respiration.

Pour injecter, ramasser la seringue avec la solution à doser et diriger le parallèle de l’aiguille vers la colonne vertébrale et loin de la tête pour éviter les risques de crevaisons sur le crâne. Ensuite, insérez l’aiguille avec le biseau vers le haut, qui permet une glisse doucement dans la peau. Tirer sur le piston pour vérifier la mise en place correcte de l’aiguille. S’il y a la contre-pression lorsque le piston est tiré vers l’arrière, puis l’aiguille est dans la position correcte. Si l’air est aspiré par le piston, puis l’aiguille devront être repositionnées.

Après avoir vérifié que l’aiguille est correctement positionnée, injectez doucement avec un mouvement constant. Pause après l’injection et tourner l’aiguille légèrement sous la peau pour prévenir la perte de l’article de l’injection. Puis, pincer la peau au point d’injection et de retirer l’aiguille. Cette même méthode peut être utilisée chez les rats sevrés.

Pour les rats adultes, l’animal doit d’abord être immobilisés à l’aide d’un appareil, la procédure pour laquelle est abordée dans la vidéo de « Bases de manipulation et de retenue » de cette collection. Ensuite, on peut effectuer l’injection sous-cutanée de la même manière comme fait chez la souris.

ensuite, nous allons apprendre comment effectuer une injection Intrapéritonéale. Chez la souris, utilisez la technique retenue à deux mains pour empêcher manuellement l’animal, encore décrit dans la vidéo de « Bases de manipulation et de retenue ». Veiller à ce que votre main non-dominante est positionné assez haut sur le manche pour empêcher l’animal de tourner. Stabiliser l’arrière-train en plaçant la queue entre les troisième et quatrième doigts ou en épinglant la peau fermement entre les doigts restants et la base du pouce.

Ensuite, placez l’animal pour exposer son abdomen. Inclinez l’animal avec la tête vers le bas à un angle de 30° pour permettre les intestins à tomber vers l’avant. L’emblème de l’injection peut se résumer comme suit : Tracez une ligne imaginaire qui s’étend horizontalement à travers le corps, en haut de la hanche, du flanc à flanc. Puis dessinez la frontière médiale, ou la ligne médiane, le long de la ligne où rencontre les poils qui poussent dans des directions opposées. Enfin, imaginez le bord latéral, qui est une ligne du haut les hanches vers le prépuce chez les hommes et à la suite des trayons chez les femelles. Ceci fournit la zone triangulaire pour la sécurité des injections de IP.

la prochaine méthode que nous allons discuter est injection IM. Retenue dans cette technique pour les souris et les rats nécessite deux personnes ou l’utilisation d’un tube de retenue. Ici, nous allons décrire la méthode seule personne utilisant un dispositif de retenue.

D’abord, placez l’animal dans le tube et avec les pattes dehors, tirez la queue à la position de l’animal. Ensuite, saisissez la peau du flanc à la partie crâniale du fémur pour allonger la jambe et empêcher la flexion de l’articulation fémoro. Ensuite, placez le dispositif de retenue pour permettre la visualisation du site d’injection.

Pour identifier le point de repère fessier, localiser le muscle fessier masse postérieur sur le fémur. L’OS peuvent être palpé et le muscle grand est facilement ressenti. Notez la ligne médiane qui relie le point de la pointe du jarret à la queue. Vous pouvez souvent voir la crête où les cheveux des surfaces latérales et intérieures se retrouvent de plus en plus dans des directions opposées. En règle générale, les injections sont réalisées au latéral l’aspect de la ligne médiane. Le muscle gastrocnémien est le muscle du mollet et injection dans ce muscle est également préférable d’effectuer de la face postérieure.

Pour le muscle fessier, au landmark situé, insérer l’aiguille à une profondeur maximale d’environ 5 mm. Eviter de repositionnement de la seringue pendant l’injection pour prévenir les lésions musculaires. Ensuite, aspirez pour veiller à ce que le placement est dans le muscle, pas un vaisseau sanguin. Et enfin, injecter le matériau de façon lente et régulière, puisque l’injection rapide causera traumatisme tissulaire. Retirer l’aiguille de façon perpendiculaire, suivant le même itinéraire que celui de l’insertion. Pour le muscle gastrocnémien, insérer l’aiguille à une profondeur maximale de 3 mm et effectuer l’injection de la même manière que pour le muscle fessier.

Enfin, nous allons apprendre à effectuer une injection IV dans les veines de queue des rongeurs. La même méthode est apapplicables pour les souris et les rats.

Placer l’animal dans un tube cylindrique de retenue et de réchauffer le corps entier de l’animal à l’aide d’un tampon de chauffage électrique défini sur moyen pendant environ 2-5 minutes. Continuer à réchauffer l’animal, jusqu'à ce que les vaisseaux sanguins deviennent dilatés, ce qui est nettement plus gros. N’oubliez pas, les nervures latérales caudale queue sont situés sur les côtés de la queue. L’artère qui est dans la ligne médiane ventrale n’est pas adapté aux fins de l’injection. Faites tourner le dispositif de retenue et positionner la queue tel que les veines de queue latéral pointent vers le haut et qui s’est tenue sous tension. Ne pas appliquer une tension excessive ou le navire peut être étiré et le flux sanguin diminué.

Placer l’aiguille conique-up directement sur les vaisseaux sanguins dans la partie distale que possible et appliquez une légère pression pour introduire l’aiguille dans le parallèle de la queue de la colonne vertébrale. Injecter le matériau dans un mouvement lent et fluid et remarquez que le navire blanches comme le sang est poussé par le matériel d’injection. Si l’aiguille n’est pas correctement positionné dans la cuve, il y aura une forte résistance lors de l’injection et si vous vous injectez avec force la matière remplira l’espace sous-cutané et la queue se gonfler. Arrêter immédiatement car ce produit - qui est conçu pour être injecté par voie intraveineuse - peut être corrosif pour les tissus environnants. Retirer l’aiguille et essayez une autre injection plus proche sur la queue. Après l’injection réussie, retirer l’aiguille et appliquez une pression sur le site d’injection afin d’assurer la bonne hémostase avant de regagner la cage de l’animal.

maintenant que vous êtes familiarisé avec les méthodes courantes d’injection, penchons-nous sur certaines applications de ces voies d’administration, autres que les medicaments.

Dans de nombreuses expériences, les souris sont injectés avec un agent pathogène spécifique à l’étude de l’infection. Ici, les chercheurs ont utilisé la voie sous-cutanée d’introduire des bactéries résistantes aux antibiotiques qui provoque des lésions, et la taille de ces lésions a servi une lecture pour la virulence de l’agent pathogène. Plusieurs scientifiques sont intéressés à étudier la distribution et la survie des cellules souches après délivrance systémique. Dans cette étude, les chercheurs effectué queue injection dans la veine de Tags génétiquement des cellules souches neurales dans un modèle animal de la sclérose en plaques et trouve la distribution des cellules injectées à la moelle épinière et des régions du cerveau.

Dans une autre expérience, les chercheurs injectés fluorescent tag myoblastes par voie intramusculaire dans un modèle animal de la dystrophie musculaire. Par la suite, bioluminescence a été réalisée afin d’analyser l’implantation réussie des cellules souches. Enfin, les injections peuvent également être employées pour produire des modèles animaux. Ces scientifiques effectué une injection intrapéritonéale de diméthylnitrosamine - puissante toxine du foie - les rats Wistar mâles pour générer un modèle animal de la fibrose hépatique, qui était alors utilisé pour étudier le développement de la maladie du foie.

vous avez regardé juste le premier versement de JoVE administration composé discutant les injections parentérales couramment utilisées. N’oubliez pas, l’itinéraire de livraison optimale dépend de plusieurs facteurs notamment le pH, le volume et la viscosité de la solution injectée. Et chaque technique a ses avantages et inconvénients, qui doivent être examinés en fonction des besoins expérimentaux. Comme toujours, Merci pour regarder !

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