Composé d’Administration IV

Lab Animal Research

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Overview

< classe p = « jove_content » > Source : Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR ; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Université de Notre Dame, IN

il y a beaucoup d’itinéraires couramment utilisés pour l’administration composée chez des rats et des souris de laboratoire. Protocoles peuvent, toutefois, exiger l’utilisation des routes moins couramment utilisées : intracardiaque, coussinet plantaire et les injections de rétro-orbitaire. Une formation spécialisée est indispensable pour ces procédures à accomplir avec succès. Justification pour ces routes doive être fournis pour obtenir l’approbation institutionnelle animalier et utilisation Comité (IACUC).

Cite this Video

JoVE Science Education Database. Essentiel de la recherche sur les animaux de laboratoire. Composé d’Administration IV. JoVE, Cambridge, MA, (2017).

Principles

administration intracardiaque a été utilisée dans une variété d’applications, y compris l’élaboration d’un modèle animal de métastases de cancer osseux, ainsi que l’examen des effets de l’injection intracardiaque directe sur les résultats de l’infarctus du myocarde. Cette procédure se faite souvent par l’utilisation de l’échographie pour guider l’aiguille dans l’emplacement correct dans le cœur. 2 Toutefois, lorsque exécuté correctement utilisant les points de repère appropriés, cette procédure peut être effectuée sans l’utilisation de la visualisation échographique.

en raison de la nature invasive de la procédure, l’utilisation de l’injection intracardiaque doit être scientifiquement justifiée dans un protocole IACUC. Injection de seule survie devrait être autorisée. Cette procédure nécessite l’utilisation d’une anesthésie générale, soit inhalante ou injectable, conformément aux lignes directrices établies au sein d’une organisation. Sélection de l’aiguille doit être la plus petite taille possible qui permettra pour la viscosité de la matière injectée ; une aiguille de calibre 27-30 est généralement utilisée. Volumes d’injection varient de 100 µL à un maximum de 300 µL.

injections intraveineuses dans la queue de souris sont difficiles et souvent infructueuses. Une voie d’administration intraveineuse est par le plexus rétro-orbitaire. Bien que cette technique nécessite la formation et perfectionnement à effectuer, les études ont montré qu’il y a un taux de succès plus élevé avec l’injection rétro-orbitaire qu’avec injection dans la veine latérale arrière. 3, 4, 5 L’anesthésie est nécessaire pour empêcher la souris de se déplacer au cours de la procédure. L’anesthésie générale inhalant envoyées soit par une cloche de verre ou une chambre à induction attachée à un vaporisateur de précision est efficace. Toutefois, si inhalant doit servir, sachez que l’animal va commencer à récupérer rapidement une fois qu’il est retiré de la chambre, donc il doit être prêt à effectuer l’injection. Un anesthésique topique ophtalmique (tétracaïne ou proparacaïne) est recommandé lors de multiples injections doivent être effectuées.

la structure orbitale veineuse de la souris et le rat sont différents. La souris a un sinus ou la convergence de plusieurs navires, dont la veine supraorbitale, veine nasale dorsale, la veine palpébrale inférieure et les veines temporale superficielles qui remplissent l’espace en orbite autour de le œil. Dans la zone orbitale de rat, il y a un réseau ou plexus de navires. Comme pour toutes les injections, l’aiguille sélectionnée doit être la plus petite taille possible ; aiguille de calibre généralement un 27-30. Bien qu’il y a eu des rapports de plus gros volumes, le volume maximal est de 150 µL de chaque œil. 3, 4, 5 Une injection chaque œil, par jour, est recommandée, avec un total de deux injections par oeil pour les procédures de survie. En outre, il faudrait au moins un intervalle d’une journée entre les injections. Pour une procédure de nonsurvival, peuvent être administrés de volumes jusqu'à 500 µL.

malgré la controverse, l’utilisation de la garniture de pied comme un site d’injection est toujours nécessaire pour certaines études. Il a été démontré que, lorsqu’elle est injectée par le coussin, la réponse en anticorps chez certaines souches de souris a été significativement plus gros que lorsque injectées dans la pointe du jarret. 6 Tous les animaux doivent être surveillés étroitement pour signes de douleur, le niveau de consommation d’aliments et pour la déambulation normale. L’automutilation du pied peut se produire dans la mesure du pied étant détruit. Il s’agit d’un signe de douleur chronique. Tout animal démontrant l’auto-mutilation devrait être appelé immédiatement à l’attention du personnel vétérinaire.

mesures de coussinet plantaire devraient être faites tous les jours dès le gonflement évident s’est produite. Points de terminaison doivent être en place conformément aux directives IACUC. Généralement, l’animal doit être euthanasié lorsque la lésion ou tumeur interfère avec l’animal ' de marcher ou de rejoindre la nourriture et l’eau. Le volume maximal qui peut être injecté dans un coussinet plantaire est 50 µL. Une aiguille de calibre 29-30 est recommandé pour l’injection.

Procedure

1. injection intracardiaque

  1. sites et positionnement : Position de la souris ou le rat en décubitus dorsal ou en décubitus latéral droit (avec le côté gauche vers le haut) et identifier les points de repère.
    1. Coeur du poste environ niveau avec la pointe du coude et juste à gauche du sternum.
    2. Insérer l’aiguille entre les nervures au point de la coude.
    3. Chez un animal en décubitus dorsal, introduire l’aiguille dans la poitrine, parallèle à la table.
    4. Chez un animal en décubitus latéral, introduire l’aiguille dans la poitrine, perpendiculaire à la table de.
  2. Injection de l’article
    1. assurer il y a un mouvement minimal de l’aiguille lorsqu’elle est introduite dans le cœur afin d’empêcher le muscle étant déchiré et causant une hémorragie dans le péricarde, comme ce qui compromet la fonction cardiaque.
    2. Aspirer la seringue pour déterminer l’emplacement approprié. Il n’y a souvent un éclair de sang dans le moyeu de la seringue.
    3. Tenez la seringue afin que la main n’est pas repositionnée sur la seringue pour injection une fois que l’aiguille a été positionné au cœur.
    4. Injecter l’article d’une manière lente et régulière.
    5. Retirer l’aiguille lentement afin de minimiser les saignements.
    6. Souris qui connaissent la détresse respiratoire, saisie, cyanose, ataxie prolongée ou autres séquelles liées au traumatisme de l’injection doivent être évaluées par le personnel vétérinaire et euthanasiées selon leur recommandation.

Figure 1
figure 1. Une injection intracardiaque chez les souris.

2. injection intraveineuse utilisant le plexus rétro-orbitaire

    1. de positionnement et des monuments d’Injection
    2. Placer l’animal sur une surface plane en décubitus latéral.
    3. Introduire l’aiguille dans le canthus médial de le œil à un angle de 45° vers le nez.
    4. La profondeur de l’aiguille doit être suffisante pour pénétrer les tissus conjonctives et avancer derrière l’orbite oculaire et dans le plexus oculaire. Lorsque vous placez l’aiguille, elle ne devrait pas rencontrer l’os à l’arrière de l’orbite.
    5. Placer l’index sur le dessus de la tête avec le pouce sur la mâchoire.
    6. Tirer doucement le dos et le bas pour tonifier la peau et font saillie du globe oculaire.
    7. Prenez soin de ne pas appliquer une pression sur la trachée et de restreindre le flux d’air.
  1. Injection
    1. Placer l’aiguille derrière le œil et pas intra oculaire.
    2. Veiller à ce que l’aiguille a un minimum de mouvement une fois inséré dans le plexus rétro-orbitaire, ou les vaisseaux seront rompent causant des saignements et perte de l’agent dans les tissus derrière le œil. Tenez la seringue afin que la main n’est pas repositionnée sur la seringue pour injection une fois que l’aiguille a été positionné dans le plexus rétro-orbitaire.
    3. Ne pas aspirer avec la seringue, comme vous va s’effondrer les vaisseaux.
    4. Injecter l’article d’une manière lente et régulière.
    5. Retirer l’aiguille et l’appliquez une légère pression à le œil de contrôler le saignement et d’hémostase.
    6. Souris qui de gonflement expérience, conjonctivite, ou autres séquelles liées au traumatisme de l’injection doivent être évaluée par le personnel vétérinaire et traités ou euthanasié selon leur recommandation

Figure 2
figure 2. Retro injection orbitale chez les souris.

3. coussinet plantaire Injection

  1. à la retenue, placer l’animal dans un tube de retenue avec une des pattes isolé et s’étendent en agrippant la peau au-dessus de l’articulation fémoro.
  2. Essuyer le pied à l’eau ou l’alcool pour enlever les débris avant l’injection.
  3. Injecter par voie sous-cutanée dans le centre de l’arrière pied, formant une petite cloque au site d’injection. Pour éviter le vaisseau sanguin qui court le long du pied, injecter juste à côté de la ligne médiane parallèle au bateau.

Figure 3
figure 3. Injection de coussinet plantaire chez les souris et les rats.

Intracardiac, rétro orbitaire et coussinet plantaire sont quelques-unes des méthodes spécialisées d’injection qui utilisent des chercheurs biomédicaux pour expériences nécessitant l’administration de COMPOSES par ces voies atypiques.

Une injection intracardiaque fournit le composé dans le ventricule gauche, ce qui permet de la substance entrer directement dans la circulation artérielle. La route orbitale rétro est une alternative à l’injection dans la veine de queue et est utilisée pour livrer le composé dans la circulation veineuse. Et une injection de coussinet plantaire implique l’administration sous-cutanée de l’article dans l’animal ' s des pattes. Cette vidéo illustre les considérations, les procédures et les applications de ces techniques d’injection spécial.

let ' s commencer avec quelques informations de base et les choses on devrait considérer avant de commencer les procédures de l’administration.

Administration intracardiaque se faite souvent par l’utilisation de l’échographie pour guider l’aiguille dans l’emplacement correct dans le cœur. Toutefois, si réalisée utilisant correctement les repères appropriés, l’administration peut être effectuée sans l’utilisation de la visualisation échographique. Notez que la procédure nécessite l’utilisation d’une anesthésie générale, et qu’une seule injection par animal est autorisée pour les procédures de survie. Généralement une aiguille de calibre 27-30 est utilisé pour cette injection et le volume maximal de l’administration est microlitres de 100 et 300 pour souris et rats, respectivement.

Pour injection intraveineuse orbitale par voie rétro, on devrait avoir une juste compréhension de la structure veineuse orbitale. Une souris a un sinus où plusieurs nervures, à savoir le nasal supraorbital, dorsal, infère palpébrale et superficielle temporelle-convergent. Alors que chez les rats, il y a un réseau ou plexus de plusieurs veines. L’injection est effectuée directement dans le sinus ou le plexus. Comme avec un total de deux injections par oeil pour les procédures de survie intracardiaque, que cette procédure requiert également l’utilisation de l’anesthésie générale et qu’une seule injection par œil par jour est recommandé. Comme avec toutes les injections, l’aiguille de taille plus petite doit être sélectionné-généralement calibre 27-30- et le volume maximal recommandé est de 150 μL / oeil.

Malgré la controverse, l’utilisation de l’injection du coussinet plantaire est toujours nécessaire pour certaines études, généralement liées à la croissance de l’inflammation et la tumeur. Notez que les injections ne peuvent être effectuées sur un pied, jamais bilatéralement. Et les mesures du coussinet plantaire doivent être effectuées tous les jours dès le gonflement évident s’est produite. Une aiguille de calibre 29-30 est recommandé pour l’injection et le volume maximal recommandé est de 50 μL. Après toute injection, tous les animaux doivent être surveillées étroitement des signes de douleur, le niveau de consommation d’aliments et pour la marche normale. Généralement, l’animal doit être euthanasié lorsque la lésion ou tumeur interfère avec l’animal ' de marcher ou de rejoindre la nourriture et l’eau.

maintenant laisser ' s apprendre les procédures d’injection, commençant par l’injection intracardiaque. Nous allons démontrer la procédure en une souris, mais les points de repère et le protocole pour un rat ressemblent.

La première étape consiste à préparer la seringue. Rappeler un 29 aiguille de calibre et 1 seringue cc est approprié pour les souris. Et le volume maximal pour injection intracardiaque est de 100 microlitres. Lors de l’élaboration de la solution, laisser un peu d’air entre le piston et le matériel d’injection. Il s’agit de permettre au sang d’entrer dans la seringue car il est placé dans le cœur.

Pour commencer, anesthésier l’animal à l’aide d’anesthésiques inhalants ou injectables. Examiner les considérations pour le maintien de l’anesthésie générale dans une autre vidéo de cette collection. Ensuite, placez l’animal en position de décubitus dorsal sur une plate-forme isolée. Ensuite, les membres antérieurs à la plate-forme de bande et placez un morceau de ruban adhésif horizontalement à travers l’abdomen, au-dessus des hanches. Il s’agit de stabiliser l’animal et éviter tout mouvement une fois que l’aiguille a été introduite. Ensuite, à l’aide d’un écouvillon, mouiller l’animal ' poitrine s avec l’alcool à 70 %.

Pour localiser le point d’injection, d’abord localiser la xiphoïde et le sternum manubrium. Puis, trouver le point milieu entre les deux repères. 1-2 mm gauche de ce point, est l’emblème d’insertion de l’aiguille. À l’aide d’un coton-tige, appliquez la polyvidone iodée pour marquer le site d’insertion de l’aiguille.

à injecter, diriger l’aiguille perpendiculairement à la table et l’insérer dans la profondeur d’environ 2 mm. Ensuite, appliquez une très légère contre-pression pour le plongeur. Un sang oxygéné rouge vif devrait entrer dans le moyeu de la seringue, qui confirme le positionnement correct. Tenez la seringue au même endroit et injecter le matériau lentement et régulièrement au cours des 30 à 60 secondes. Injection rapide peut se traduire par l’agglutination des cellules et l’encrassement des artères, un choc pour le système en raison de la température de la substance étant significativement plus faible que la température du corps, ou une dilatation du ventricule et la perturbation du rythme cardiaque.

Une fois que le matériel a dégagé la seringue, lentement et avec précaution Retirez l’aiguille sans aucun mouvement latéral qui peut endommager les muscles du cœur. Puis relâchez le ruban de la pattes et l’abdomen et placez l’animal en position couchée dans une cage propre avec une literie suffisamment profond pour agir comme une couche isolante. Note qu’une moitié de cette cage de récupération est une source de chauffage et de l’animal anesthésié est situé sur le côté chauffé de la cage. Cela empêche l’hypothermie, et que l’animal se remet de l’anesthésie, il pourra s’éloigner de la côté chauffé comme vous le souhaitez.

ensuite, laissez ' s apprendre la méthode pour injection intraveineuse utilisant le plexus rétro-orbitaire chez les rats. Encore une fois, nous allons démontrer la procédure sur une souris, mais les points de repère et le protocole pour les rats ressemblent.

Fixer l’aiguille appropriée à la seringue sélectionnée et complétez-le avec le matériel d’injection. N’oubliez pas, en général on utilise une aiguille de calibre 27-30 avec la plus petite possible de seringue et un volume maximal de 150 microlitres.

Pour commencer la procédure, tout d’abord anesthésier l’animal. Ensuite, placez-le sur une surface plane en position de décubitus latéral. Maintenant Placez votre index sur le dessus de la tête et le pouce sur la mâchoire et doucement tirer vers l’arrière et vers le bas. Il s’agit de tendre la peau et font saillie du globe oculaire. Prendre soin de ne pas appliquer une pression sur la trachée et de restreindre le flux d’air. Si l’intention des injections multiples, appliquer anesthésique ophtalmique topique, comme tétracaïne ou proparacaïne.

Insérer l’aiguille dans le canthus médial de le œil à un angle de 45° vers le nez. La profondeur doit être suffisante pour pénétrer les tissus conjonctives et avancer dans l’orbite oculaire et dans le sinus. Il ne doit pas rencontrer l’os à l’arrière de l’orbite. Pour éviter une rupture des vaisseaux sanguins, veiller à ce que l’aiguille a mouvement minimal une fois inséré. Aspirer pas, car qui va s’effondrer les vaisseaux. Injecter l’article d’une manière lente et régulière. Ensuite, retirer l’aiguille doucement et appliquez une légère pression à le œil de contrôler le saignement et d’hémostase.

Enfin, laissez ' méthode d’injection de coussinet plantaire s examen chez des rats et des souris. Pour commencer, poser l’aiguille appropriée et remplissez la seringue avec le volume correct. Cette procédure peut être faite chez des animaux conscients.

Placer l’animal dans un tube de retenue avec une des pattes isolé et étendu en agrippant la peau au-dessus de l’articulation fémoro. Essuyer le pied à l’eau ou l’alcool pour enlever les débris avant l’injection. Pour éviter le vaisseau sanguin qui court le long du pied, l’emblème de l’injection est au centre, mais juste à côté de la ligne médiane, plus proche jusqu’aux orteils.

Placer le biseau de l’aiguille vers le haut au point d’injection il dirige vers le talon. Injecter l’article lentement et régulièrement afin d’éviter la distension des tissus pied rapide. Cela entraînera le coussinet plantaire à gonfler comme le matériel d’injection remplit cet espace sous-cutané. Sur un petit animal ' pied s le gonflement de l’injection peut s’étendre jusqu’au talon, tandis que chez un animal plus grand il sera plus localisé.

Après l’injection, observer les animaux par jour et si gonflement persistant est présent ou s’il y a des lésions ou des tumeurs à la suite du protocole expérimental, puis, à l’aide d’un étrier, effectuer la mesure du coussinet plantaire. Cet instrument mesure l’épaisseur du pied en millimètres et contribue à la quantification du gonflement.

maintenant laisser ' discuter quelques expériences d’exemple utilisant des injections de l’orbitale et coussinet plantaire intracardiaques, rétro de s.

L’administration

l’une des nombreuses applications d’intracardiaque est développement d’un modèle animal de métastases cancéreuses. Ici, les chercheurs ont utilisé cette voie pour injecter des cellules tumorales qui possèdent la propension à la colonisation de l’OS. Dans les jours suivants, ils ont étudié la croissance tumorale dans les os à l’aide de rayons x et les techniques d’imagerie de fluorescence. Dans une autre étude, la route orbitale rétro a été utilisée pour injecter des anticorps spécifiques qui étiquette les neutrophiles. Puis, avec l’aide de l’imagerie intravitale, les scientifiques ont été en mesure de suivre le comportement migratoire des cellules marquées.

Enfin, les enquêteurs souvent utilisent l’injection de coussinet plantaire pour analyser la réponse inflammatoire. Dans cette expérience, les chercheurs isolés des cellules mononucléaires du sang périphérique provenant d’échantillons de sang humain, mélangeaient avec des antigènes différents test et injecté les solutions dans l’animal ' coussinet plantaire s. Enfin, ils ont effectué des mesures du pied afin de quantifier la réponse gonflement dû à des antigènes différents.

vous ' ve juste regardé JoVE ' acompte final s sur les techniques habituelles et spécialisé administration composé.

Juste pour rappel, dans la première partie, nous avons examiné la voie parentérale plus courante. Dans le deuxième chapitre, nous avons discuté des procédures par voie entérale et d’actualité. Le troisième volet traité de la première série de procédures atypiques comme intradermique, par voie nasale et intracranial chez les nouveau-nés. Enfin, ici nous avons discuté des trois routes supplémentaires qui utilisent des chercheurs biomédicaux dans les laboratoires à des fins spécifiques.

Après je regarde cette série, vous devriez avoir beaucoup mieux comprendre les techniques d’administration différents et vous devez également savoir les considérations générales et particulières liées à ces protocoles d’administration composée comme toujours, Merci pour Je regarde !

Summary

l’administration de composés dans des animaux peut avoir un effet significatif sur les deux le bien-être de l’animal et les résultats des données expérimentales et de valeur scientifique. La bonne méthode de livraison est essentielle à la réussite de l’expérience. Beaucoup de facteurs doit être considérés pour déterminer le meilleur itinéraire, y compris l’objectif scientifique de l’étude, le pH de la substance, le volume de la dose requise, la viscosité de la substance, ainsi que le bien-être des animaux. Expertise technique est aussi une exigence pour toutes les méthodes d’injection.

References

  1. Morton, D.A., Jennings, M., Buckwell, A., Ewbank, R., Godfrey, C., Holgate, B., Inglis, I., James, R., Page, C., Sharman, I., Verschoyle, R., Westall, L., and Wilson, A.B. 2001. Refining procedures for the administration of substances Report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement. Members of the Joint Working Group on Refinement. Laboratory Animals. 35. 1-41
  2. Prendiville , T.W., Qing, M., Lin, Z., Zhou, P., He, A., and Pu, W.T. 2014. Ultrasound-guided Transthoracic Intramyocardial Injection in Mice. Journal of Visualized Experiments. 90 | e51566.
  3. Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H.D., Huizing, M., and Hoogstraten-Miller, S. 2001. Retro-orbital injection in mice. Lab Animal. 40:5. 155-171.
  4. Steel, C., Stephens, A., Hahto, S., Singletary, S., Ciavarra, R. 2008. Comparison of the lateral tail vein and the retro-orbital sinus as routes of intravenous drug delivery in a transgenic mouse model. Lab Anim. 37. 26-31.
  5. Timm, K.I. 1989. Orbital venous anatomy of the Mongolian gerbil, with comparison to the mouse, hamster, and rat. Laboratory Animal Science. 39:3. 262-265.
  6. Kamala, T. 2007. Hock immunization: a humane alternative to mouse footpad injections. Journal of Immunological Methods. 328. 204-214.

1. injection intracardiaque

  1. sites et positionnement : Position de la souris ou le rat en décubitus dorsal ou en décubitus latéral droit (avec le côté gauche vers le haut) et identifier les points de repère.
    1. Coeur du poste environ niveau avec la pointe du coude et juste à gauche du sternum.
    2. Insérer l’aiguille entre les nervures au point de la coude.
    3. Chez un animal en décubitus dorsal, introduire l’aiguille dans la poitrine, parallèle à la table.
    4. Chez un animal en décubitus latéral, introduire l’aiguille dans la poitrine, perpendiculaire à la table de.
  2. Injection de l’article
    1. assurer il y a un mouvement minimal de l’aiguille lorsqu’elle est introduite dans le cœur afin d’empêcher le muscle étant déchiré et causant une hémorragie dans le péricarde, comme ce qui compromet la fonction cardiaque.
    2. Aspirer la seringue pour déterminer l’emplacement approprié. Il n’y a souvent un éclair de sang dans le moyeu de la seringue.
    3. Tenez la seringue afin que la main n’est pas repositionnée sur la seringue pour injection une fois que l’aiguille a été positionné au cœur.
    4. Injecter l’article d’une manière lente et régulière.
    5. Retirer l’aiguille lentement afin de minimiser les saignements.
    6. Souris qui connaissent la détresse respiratoire, saisie, cyanose, ataxie prolongée ou autres séquelles liées au traumatisme de l’injection doivent être évaluées par le personnel vétérinaire et euthanasiées selon leur recommandation.

Figure 1
figure 1. Une injection intracardiaque chez les souris.

2. injection intraveineuse utilisant le plexus rétro-orbitaire

    1. de positionnement et des monuments d’Injection
    2. Placer l’animal sur une surface plane en décubitus latéral.
    3. Introduire l’aiguille dans le canthus médial de le œil à un angle de 45° vers le nez.
    4. La profondeur de l’aiguille doit être suffisante pour pénétrer les tissus conjonctives et avancer derrière l’orbite oculaire et dans le plexus oculaire. Lorsque vous placez l’aiguille, elle ne devrait pas rencontrer l’os à l’arrière de l’orbite.
    5. Placer l’index sur le dessus de la tête avec le pouce sur la mâchoire.
    6. Tirer doucement le dos et le bas pour tonifier la peau et font saillie du globe oculaire.
    7. Prenez soin de ne pas appliquer une pression sur la trachée et de restreindre le flux d’air.
  1. Injection
    1. Placer l’aiguille derrière le œil et pas intra oculaire.
    2. Veiller à ce que l’aiguille a un minimum de mouvement une fois inséré dans le plexus rétro-orbitaire, ou les vaisseaux seront rompent causant des saignements et perte de l’agent dans les tissus derrière le œil. Tenez la seringue afin que la main n’est pas repositionnée sur la seringue pour injection une fois que l’aiguille a été positionné dans le plexus rétro-orbitaire.
    3. Ne pas aspirer avec la seringue, comme vous va s’effondrer les vaisseaux.
    4. Injecter l’article d’une manière lente et régulière.
    5. Retirer l’aiguille et l’appliquez une légère pression à le œil de contrôler le saignement et d’hémostase.
    6. Souris qui de gonflement expérience, conjonctivite, ou autres séquelles liées au traumatisme de l’injection doivent être évaluée par le personnel vétérinaire et traités ou euthanasié selon leur recommandation

Figure 2
figure 2. Retro injection orbitale chez les souris.

3. coussinet plantaire Injection

  1. à la retenue, placer l’animal dans un tube de retenue avec une des pattes isolé et s’étendent en agrippant la peau au-dessus de l’articulation fémoro.
  2. Essuyer le pied à l’eau ou l’alcool pour enlever les débris avant l’injection.
  3. Injecter par voie sous-cutanée dans le centre de l’arrière pied, formant une petite cloque au site d’injection. Pour éviter le vaisseau sanguin qui court le long du pied, injecter juste à côté de la ligne médiane parallèle au bateau.

Figure 3
figure 3. Injection de coussinet plantaire chez les souris et les rats.

Intracardiac, rétro orbitaire et coussinet plantaire sont quelques-unes des méthodes spécialisées d’injection qui utilisent des chercheurs biomédicaux pour expériences nécessitant l’administration de COMPOSES par ces voies atypiques.

Une injection intracardiaque fournit le composé dans le ventricule gauche, ce qui permet de la substance entrer directement dans la circulation artérielle. La route orbitale rétro est une alternative à l’injection dans la veine de queue et est utilisée pour livrer le composé dans la circulation veineuse. Et une injection de coussinet plantaire implique l’administration sous-cutanée de l’article dans l’animal ' s des pattes. Cette vidéo illustre les considérations, les procédures et les applications de ces techniques d’injection spécial.

let ' s commencer avec quelques informations de base et les choses on devrait considérer avant de commencer les procédures de l’administration.

Administration intracardiaque se faite souvent par l’utilisation de l’échographie pour guider l’aiguille dans l’emplacement correct dans le cœur. Toutefois, si réalisée utilisant correctement les repères appropriés, l’administration peut être effectuée sans l’utilisation de la visualisation échographique. Notez que la procédure nécessite l’utilisation d’une anesthésie générale, et qu’une seule injection par animal est autorisée pour les procédures de survie. Généralement une aiguille de calibre 27-30 est utilisé pour cette injection et le volume maximal de l’administration est microlitres de 100 et 300 pour souris et rats, respectivement.

Pour injection intraveineuse orbitale par voie rétro, on devrait avoir une juste compréhension de la structure veineuse orbitale. Une souris a un sinus où plusieurs nervures, à savoir le nasal supraorbital, dorsal, infère palpébrale et superficielle temporelle-convergent. Alors que chez les rats, il y a un réseau ou plexus de plusieurs veines. L’injection est effectuée directement dans le sinus ou le plexus. Comme avec un total de deux injections par oeil pour les procédures de survie intracardiaque, que cette procédure requiert également l’utilisation de l’anesthésie générale et qu’une seule injection par œil par jour est recommandé. Comme avec toutes les injections, l’aiguille de taille plus petite doit être sélectionné-généralement calibre 27-30- et le volume maximal recommandé est de 150 μL / oeil.

Malgré la controverse, l’utilisation de l’injection du coussinet plantaire est toujours nécessaire pour certaines études, généralement liées à la croissance de l’inflammation et la tumeur. Notez que les injections ne peuvent être effectuées sur un pied, jamais bilatéralement. Et les mesures du coussinet plantaire doivent être effectuées tous les jours dès le gonflement évident s’est produite. Une aiguille de calibre 29-30 est recommandé pour l’injection et le volume maximal recommandé est de 50 μL. Après toute injection, tous les animaux doivent être surveillées étroitement des signes de douleur, le niveau de consommation d’aliments et pour la marche normale. Généralement, l’animal doit être euthanasié lorsque la lésion ou tumeur interfère avec l’animal ' de marcher ou de rejoindre la nourriture et l’eau.

maintenant laisser ' s apprendre les procédures d’injection, commençant par l’injection intracardiaque. Nous allons démontrer la procédure en une souris, mais les points de repère et le protocole pour un rat ressemblent.

La première étape consiste à préparer la seringue. Rappeler un 29 aiguille de calibre et 1 seringue cc est approprié pour les souris. Et le volume maximal pour injection intracardiaque est de 100 microlitres. Lors de l’élaboration de la solution, laisser un peu d’air entre le piston et le matériel d’injection. Il s’agit de permettre au sang d’entrer dans la seringue car il est placé dans le cœur.

Pour commencer, anesthésier l’animal à l’aide d’anesthésiques inhalants ou injectables. Examiner les considérations pour le maintien de l’anesthésie générale dans une autre vidéo de cette collection. Ensuite, placez l’animal en position de décubitus dorsal sur une plate-forme isolée. Ensuite, les membres antérieurs à la plate-forme de bande et placez un morceau de ruban adhésif horizontalement à travers l’abdomen, au-dessus des hanches. Il s’agit de stabiliser l’animal et éviter tout mouvement une fois que l’aiguille a été introduite. Ensuite, à l’aide d’un écouvillon, mouiller l’animal ' poitrine s avec l’alcool à 70 %.

Pour localiser le point d’injection, d’abord localiser la xiphoïde et le sternum manubrium. Puis, trouver le point milieu entre les deux repères. 1-2 mm gauche de ce point, est l’emblème d’insertion de l’aiguille. À l’aide d’un coton-tige, appliquez la polyvidone iodée pour marquer le site d’insertion de l’aiguille.

à injecter, diriger l’aiguille perpendiculairement à la table et l’insérer dans la profondeur d’environ 2 mm. Ensuite, appliquez une très légère contre-pression pour le plongeur. Un sang oxygéné rouge vif devrait entrer dans le moyeu de la seringue, qui confirme le positionnement correct. Tenez la seringue au même endroit et injecter le matériau lentement et régulièrement au cours des 30 à 60 secondes. Injection rapide peut se traduire par l’agglutination des cellules et l’encrassement des artères, un choc pour le système en raison de la température de la substance étant significativement plus faible que la température du corps, ou une dilatation du ventricule et la perturbation du rythme cardiaque.

Une fois que le matériel a dégagé la seringue, lentement et avec précaution Retirez l’aiguille sans aucun mouvement latéral qui peut endommager les muscles du cœur. Puis relâchez le ruban de la pattes et l’abdomen et placez l’animal en position couchée dans une cage propre avec une literie suffisamment profond pour agir comme une couche isolante. Note qu’une moitié de cette cage de récupération est une source de chauffage et de l’animal anesthésié est situé sur le côté chauffé de la cage. Cela empêche l’hypothermie, et que l’animal se remet de l’anesthésie, il pourra s’éloigner de la côté chauffé comme vous le souhaitez.

ensuite, laissez ' s apprendre la méthode pour injection intraveineuse utilisant le plexus rétro-orbitaire chez les rats. Encore une fois, nous allons démontrer la procédure sur une souris, mais les points de repère et le protocole pour les rats ressemblent.

Fixer l’aiguille appropriée à la seringue sélectionnée et complétez-le avec le matériel d’injection. N’oubliez pas, en général on utilise une aiguille de calibre 27-30 avec la plus petite possible de seringue et un volume maximal de 150 microlitres.

Pour commencer la procédure, tout d’abord anesthésier l’animal. Ensuite, placez-le sur une surface plane en position de décubitus latéral. Maintenant Placez votre index sur le dessus de la tête et le pouce sur la mâchoire et doucement tirer vers l’arrière et vers le bas. Il s’agit de tendre la peau et font saillie du globe oculaire. Prendre soin de ne pas appliquer une pression sur la trachée et de restreindre le flux d’air. Si l’intention des injections multiples, appliquer anesthésique ophtalmique topique, comme tétracaïne ou proparacaïne.

Insérer l’aiguille dans le canthus médial de le œil à un angle de 45° vers le nez. La profondeur doit être suffisante pour pénétrer les tissus conjonctives et avancer dans l’orbite oculaire et dans le sinus. Il ne doit pas rencontrer l’os à l’arrière de l’orbite. Pour éviter une rupture des vaisseaux sanguins, veiller à ce que l’aiguille a mouvement minimal une fois inséré. Aspirer pas, car qui va s’effondrer les vaisseaux. Injecter l’article d’une manière lente et régulière. Ensuite, retirer l’aiguille doucement et appliquez une légère pression à le œil de contrôler le saignement et d’hémostase.

Enfin, laissez ' méthode d’injection de coussinet plantaire s examen chez des rats et des souris. Pour commencer, poser l’aiguille appropriée et remplissez la seringue avec le volume correct. Cette procédure peut être faite chez des animaux conscients.

Placer l’animal dans un tube de retenue avec une des pattes isolé et étendu en agrippant la peau au-dessus de l’articulation fémoro. Essuyer le pied à l’eau ou l’alcool pour enlever les débris avant l’injection. Pour éviter le vaisseau sanguin qui court le long du pied, l’emblème de l’injection est au centre, mais juste à côté de la ligne médiane, plus proche jusqu’aux orteils.

Placer le biseau de l’aiguille vers le haut au point d’injection il dirige vers le talon. Injecter l’article lentement et régulièrement afin d’éviter la distension des tissus pied rapide. Cela entraînera le coussinet plantaire à gonfler comme le matériel d’injection remplit cet espace sous-cutané. Sur un petit animal ' pied s le gonflement de l’injection peut s’étendre jusqu’au talon, tandis que chez un animal plus grand il sera plus localisé.

Après l’injection, observer les animaux par jour et si gonflement persistant est présent ou s’il y a des lésions ou des tumeurs à la suite du protocole expérimental, puis, à l’aide d’un étrier, effectuer la mesure du coussinet plantaire. Cet instrument mesure l’épaisseur du pied en millimètres et contribue à la quantification du gonflement.

maintenant laisser ' discuter quelques expériences d’exemple utilisant des injections de l’orbitale et coussinet plantaire intracardiaques, rétro de s.

L’administration

l’une des nombreuses applications d’intracardiaque est développement d’un modèle animal de métastases cancéreuses. Ici, les chercheurs ont utilisé cette voie pour injecter des cellules tumorales qui possèdent la propension à la colonisation de l’OS. Dans les jours suivants, ils ont étudié la croissance tumorale dans les os à l’aide de rayons x et les techniques d’imagerie de fluorescence. Dans une autre étude, la route orbitale rétro a été utilisée pour injecter des anticorps spécifiques qui étiquette les neutrophiles. Puis, avec l’aide de l’imagerie intravitale, les scientifiques ont été en mesure de suivre le comportement migratoire des cellules marquées.

Enfin, les enquêteurs souvent utilisent l’injection de coussinet plantaire pour analyser la réponse inflammatoire. Dans cette expérience, les chercheurs isolés des cellules mononucléaires du sang périphérique provenant d’échantillons de sang humain, mélangeaient avec des antigènes différents test et injecté les solutions dans l’animal ' coussinet plantaire s. Enfin, ils ont effectué des mesures du pied afin de quantifier la réponse gonflement dû à des antigènes différents.

vous ' ve juste regardé JoVE ' acompte final s sur les techniques habituelles et spécialisé administration composé.

Juste pour rappel, dans la première partie, nous avons examiné la voie parentérale plus courante. Dans le deuxième chapitre, nous avons discuté des procédures par voie entérale et d’actualité. Le troisième volet traité de la première série de procédures atypiques comme intradermique, par voie nasale et intracranial chez les nouveau-nés. Enfin, ici nous avons discuté des trois routes supplémentaires qui utilisent des chercheurs biomédicaux dans les laboratoires à des fins spécifiques.

Après je regarde cette série, vous devriez avoir beaucoup mieux comprendre les techniques d’administration différents et vous devez également savoir les considérations générales et particulières liées à ces protocoles d’administration composée comme toujours, Merci pour Je regarde !

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