Administration composée III

Lab Animal Research

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Overview

< classe p = « jove_content » > Source : Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR ; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Université de Notre Dame, IN

il y a beaucoup d’itinéraires couramment utilisés pour l’administration composée chez des rats et des souris de laboratoire. Toutefois, certains protocoles peuvent nécessiter l’utilisation des itinéraires moins couramment utilisées, y compris les injections intradermiques, par voie nasale et intracrâniennes. Une formation spécialisée est indispensable pour ces procédures à accomplir avec succès. Justification pour ces routes doive être fournis pour obtenir l’approbation institutionnelle animalier et utilisation Comité (IACUC).

Cite this Video

JoVE Science Education Database. Essentiel de la recherche sur les animaux de laboratoire. Administration composée III. JoVE, Cambridge, MA, (2017).

Principles

Intraderma linjections sont livrées dans les couches supérieures du derme, sous la couche supérieure de la peau (l’épiderme). Cette voie d’injection est généralement réservée pour l’évaluation de l’inflammation, diagnostics de débit sanguin cutané ou des réactions allergiques à un antigène.

bien que souvent utilisé pour la remise locale des vaccinations ou spray décongestionnant, administration intranasale peut également être utilisée pour la livraison de la systémique et système nerveux central (CNS). La muqueuse qui tapisse la cavité nasale a un approvisionnement riche des vaisseaux sanguins et les nerfs qui permettent une absorption systémique rapide et directement de ciblage dans le SNC. Les substances composés de petites molécules lipophiles ont un taux d’absorption beaucoup plus grand que ceux qui contiennent des molécules plus grosses. 2

bien que l’anesthésie n’est pas nécessaire dans ce cas, elle peut faciliter l’emplacement approprié du composé dans les narines, assurer un dosage précis. Il a été démontré que les animaux anesthésiés ont cinq fois plus grande livraison d’un médicament au cerveau par rapport à un animal conscient. 2 rats non anesthésiés sont très résistants à l’administration par voie nasale. Cependant, il y a une étude qui a démontré des techniques efficaces pour l’administration intranasale de déplacer librement les rats. 3 en outre, alerte animaux peut essayer de mordre à la pointe de pipette, ou une aiguille, complique l’administration de la substance.

avantages à administration intranasale sont que cette technique exige un minimum de formation et des compétences, et il est non invasive à l’animal. Toutefois, en raison de la possibilité d’aérosolisation, l’utilisation d’une prévention des risques biotechnologiques de cabinet et lunettes de protection est conseillée, en particulier lorsque vous travaillez avec un animal conscient. En outre, pour éviter les animaux de la noyade, la plus petite dose possible devrait être utilisée. Si à tout moment au cours de cette cyanose de la procédure, la respiration par la bouche ou autres signes de détresse sont observés chez l’animal, la procédure doit être immédiatement abandonnée.

injection intracrânienne chez des rats et des souris adultes emploie l’utilisation d’équipements stéréotaxique pour assurer le bon positionnement et la profondeur de l’injection. Cependant, chez les souris 3 à 28 jours d’âge et les rats jusqu'à 14 jours d’âge, le crâne est suffisamment mince pour injecter directement à travers elle ; Il est trop fragile pour supporter l’appareil stéréotaxique. Les chiots de souris ou rat doivent être laissés avec sa mère jusqu'à ce que la procédure et ils devraient être renvoyées à elle dès que possible une fois la procédure terminée. Soins de post-injection comprennent une surveillance continue sur une source de chaleur jusqu'à ce que le mouvement normal et les comportements, y compris les soins infirmiers, sont observées. La principale raison d’utiliser cette technique est de fournir au système nerveux central des agents pharmacologiques qui nécessitent la barrière hémato - encéphalique à franchir, ou pour éviter les effets impliqués dans la voie systémique. 1

Procedure

1. administration intradermique

  1. plus intradermiques sont composés à base aqueuse. Les solutions doivent être physiologiquement tamponnées pour avoir un pH neutre, afin d’éviter la nécrose au site d’injection.
  2. Le calibre de l’aiguille est 25-30 jauge, la plus petite possible.
  3. La dose par site d’injection se situe entre 50-100 µL. injection volumes excessifs peuvent entraîner la nécrose au site d’injection ou à la fuite du composé sur le site à cause de la pression.
  4. Pour le placement précis de l’aiguille dans l’espace intradermique, il faut anesthésier les souris et les rats. L’anesthésie par inhalation permet une induction rapide et la récupération ; Cependant, anesthésie injectable a l’avantage de fournir suffisamment de temps pour la préparation de la zone et effectuer l’injection. 1
  5. enlever les poils au point d’injection par l’utilisation d’une crème dépilatoire ou de la zone à raser.
  6. Complètement éliminer les débris résiduels de cheveux ou de la crème dépilatoire.
  7. Appliquer un antiseptique topique, comme une solution d’iode, une solution de chlorhexidine ou alcool.
  8. Procédures d’administration
    1. , tendez la peau tendue entre le pouce et l’index. Cela procure une stabilité à la peau lors du positionnement de l’aiguille.
    2. Placer le biseau de l’aiguille vers le haut sur la peau.
    3. Insérez délicatement l’aiguille dans la peau entre l’épiderme et le derme. Avancer l’aiguille juste au-delà du biseau.
    4. Injecter la substance lentement. Injection du composé créera une cloque ou une petite boursouflure, dans la peau.
    5. Pause après l’injection pour permettre à la peau de s’étirer et ajuster avant de retirer l’aiguille.
  9. Précautions
    1. tirant sur le plongeur n’est pas nécessaire.
    2. Si l’aiguille est insérée dans l’espace sous-cutané, aucune cloque se forme. L’injection trop profonde entraîne une injection sous-cutanée.
    3. Éviter buvard ou essuyer la zone, car qui peut causer le composé à fuir au site d’injection.
    4. Lors de l’exécution de multiples injections, espacez-les de sorte que les bulles ne se chevauchent pas.

Figure 1
figure 1. Injection intradermique chez les souris.

2. administration intranasale

  1. matériel
    1. utiliser une pipette d’unité micropipetting qui peut être calibrée pour offrir un volume précis.
    2. Pointes de pipette jetable de
    3. doivent servir à éviter la contamination croisée. TB seringues et aiguilles émoussées et tuyau flexible peuvent également servir pour le dosage.
    4. Volumes d’injection total
    5. chez le rat ne doivent pas excéder 40-100 µL et il faudrait en 6-10 µL gouttes. Pour les souris, le volume total maximum est de 24 µL, donné en 3-4 gouttes µL.
  2. Administration chez des animaux conscients
    1. retenue manuelle chez des animaux conscients exige que la tête soit relativement immobile pour que la pointe de pipette ou l’aiguille émoussée peut être placé suffisamment proche pour les narines pour livrer le composé, mais pas si proche quant à pousser ou lacérer les tissus nasaux.
    2. Retenir l’animal et le maintenir en position verticale.
    3. Placer une petite goutte d’un liquide composé à la nasale d’ouverture. L’animal doit inhaler le droplet.
    4. Administrer un volume supplémentaire, alternant nares jusqu'à ce que la totalité du volume a été donné.
    5. Lorsqu’on administre des volumes plus importants, il est important de ne pas se contracter la poitrine au cours de la retenue. Compressions thoraciques entravent la capacité de l’animal à prendre suffisamment grandes respirations pour aspirer le liquide dans les bronches et les poumons.

Figure 2
figure 2. L’administration intranasale chez des souris conscientes.

  1. administration chez l’animal inconscient
    1. Using les anesthésiques par inhalation permet un animal immobilisé pendant l’approche et la livraison de ce composé. Ceci élimine la possibilité de l’animal mord les équipements de dosage, la perte de ce composé à cause de secousses de la tête et des blessures à l’animal ' tissu nasal s, yeux ou la peau du visage. L’animal est également moins susceptible de snort et pulvériser le composé de narines à administration.
    2. Placer l’animal dans la position en décubitus dorsal. La position de la tête influence la mise en place de la solution dans les narines. Il a été démontré que la position idéale pour la livraison de la CNS est avec l’animal en position couchée ; Cela permet pour une meilleure absorption. 2
    3. moitié du composé administrer directement dans un côté de l’ouverture nasale, ce calendrier avec inhalation. Ensuite, retournez l’animal.
    4. Comme indiqué ci-dessus, administrer l’autre moitié du volume dans l’autre ouverture nasale.

Figure 3
figure 3. L’administration intranasale chez les souris inconscients.

3. administration intracrânienne chez des rats et des souris néonatales

  1. souris ou rats doivent être anesthésiés pour injections intracrâniennes.
, de de
souris Rat
âge (jours) Aiguille de calibre (g) âge (jours) aiguille de calibre (g)
0-7 29-300-5 27-29
7 14 27 5-10 25-27
14-28 25 10-14 25
âge (jours) longueur (mm) des aiguilles âge (jours) longueur de l’aiguille (mm)
0-7 2 0-4 2-3
7-14 3 4 7 - 3
14-21 4 7 10- 4
21-28 5 10-14 5
Volume (µL)l’âge (jours)l’âge (jours) Volume (µL)
0-5 < 20 1-3 < 20
6-20 < 60 4-10 < 60
20-28 < 100 11-14 < 100

tableau 1. Aiguille de calibre, longueur des aiguilles et volume maximum d’administration intracrânienne selon l’âge de la souris et les rats. 4

  1. matériel
    1. déterminer le volume correct de l’aiguille de jauge et maximum d’administration conformément au tableau 1.
    2. Préparer un protège-aiguille avant anesthésier l’animal.
      NOTE : La profondeur de l’injection de l’aiguille est contrôlée grâce à l’utilisation d’un gardien qui est créé avec le capuchon de l’aiguille.
      1. Pour créer la garde, une aiguille est mesuré le capuchon de l’aiguille, et une marque est placée sur le bouchon pour indiquer où couper. La découpe doit être faite pour que 2 à 5 mm de l’aiguille sont exposés lorsque le bouchon est remplacé sur l’aiguille.
      2. La longueur de l’aiguille exposée doit être assez long à pénétrer la peau et le crâne et atteindre la profondeur désirée dans le cerveau.
      3. La longueur d’aiguille nécessaire pour souris et rats est énumérée au tableau 1.
    3. Une source de chaleur est nécessaire pour éviter l’hypothermie chez les chiots. Il existe plusieurs types : une plaquette de chauffage électrique set sur basse, une couverture d’eau circulante ou une poche de chaleur de réaction chimique réutilisable.
  2. Retenue
    1. souris et rat pups 10 jours ou moins ne nécessitent pas l’anesthésie pour cette procédure. Les restreindre manuellement en les tenant juste derrière la tête et en tirant la peau direction caudale pour mettre une légère pression sur les épaules.
    2. Chiots anesthésier pendant 10 jours d’âge avec inhalation isoflurane. Attacher une chambre à induction pour un vaporisateur de précision ou une cloche de verre avec une boule de coton imbibée d’isoflurane. Une fois que le chiot est immobilisé, l’anesthésie est efficace pendant environ 40 secondes, qui donne suffisamment de temps pour l’injection.
  3. Technique d’injection
    1. aspirer la substance dans la seringue et placez le guide cap/aiguille sur l’aiguille.
    2. Le volume d’injection recommandé car le volume maximal par souris néonatale ou rat est de 100 µL, et voilà pour le sevrage ou des souris âgées jusqu'à 300 µL.
    3. Pour injecter dans le cortex cérébral des nouveau-nés, insérer l’aiguille 5 mm en arrière de le œil, mesurent environ 3 mm de la ligne médiane du crâne.
    4. Le site d’injection de souris sevrés est environ à mi-chemin entre le œil et l’oreille et juste à côté de la ligne médiane.

Figure 4
figure 4. Administration intracrânienne chez un chiot souris.

parfois, différentes approches expérimentales nécessitent l’utilisation de moins couramment utilisés voies d’administration composée chez les rongeurs. Intracrânienne, intradermique et par voie nasale sont trois de ces routes alternatives que les chercheurs biomédicaux utilisent dans les laboratoires aujourd'hui.

Comme leur nom l’indique, intradermique est pénétrer des composés dans les couches supérieures du derme. Par voie nasale est placer la solution chez l’animal ' nares s. Et intracrânienne consiste à insérer l’aiguille directement dans les rongeurs ' cerveau s.

Une formation spécialisée est indispensable pour effectuer ces procédures avec succès. Ici, nous ' ll illustrer tout d’abord les considérations pour chacune de ces méthodes et ensuite, nous allons démontrer les techniques qui vous aideront à apprennent les procédures tout en assurant la sécurité de l’animal et la réussite de l’expérience.

let ' s commence par la discussion quand ces itinéraires sont généralement employés et choses il convient de garder à l’esprit avant de commencer à exécuter ces techniques de gestion spécialisées.

Les injections intradermiques sont utilisées pour fournir un article dans l’espace entre l’épiderme et le derme, cet itinéraire est habituellement réservé pour l’évaluation de l’inflammation, diagnostics de débit sanguin cutané ou des réactions allergiques à un antigène. Semblable à d’autres routes, la solution intradermique doit être prêt à l’aide de la technique de stérilisation. Et il doit être physiologiquement tamponné pour avoir un pH neutre afin d’éviter la nécrose au site d’injection. Un système de moyeu moins avec une aiguille de calibre 25-30 est souvent utilisé pour cette injection. Ce système aide à préserver le volume de l’administration, qui est de l’ordre de 50-100 microlitres par site d’injection. Injection d’excès peut entraîner des fuites composé nécrose ou indésirables en raison de la pression.

Voie intranasale est souvent choisie pour la livraison locale de vaccinations ou spray décongestionnant ainsi comme systémique et CNS. La muqueuse qui tapisse la cavité nasale a un approvisionnement riche des vaisseaux sanguins et les nerfs qui permettent une absorption systémique rapide et directement de ciblage dans le SNC. Il s’agit d’une méthode non invasive qui nécessite un minimum de formation et la compétence et des équipements simples - une micropipette calibrée et des embouts jetables. Les volumes d’administration chez le rat ne doivent pas dépasser 40-100 microlitres dans 6-10 microlitres-gouttes. Et pour la souris, le volume total maximum est 24 microlitres donnés en 3-4 gouttes microlitre.

Bien que l’anesthésie n’est pas nécessaire dans ce cas, il a quelques avantages sur l’administration intranasale chez des animaux conscients 1) facilite le placement correct du composé dans les narines, veiller à ce que dosage précis 2) élimine la possibilité de la animal mord les équipements de dosage 3) fait en sorte qu’il n’y a aucun préjudice à l’animal ' tissu nasal s, yeux ou la peau du visage en raison de secousses de la tête et 4) animal est moins susceptible de snort et pulvériser le composé de narines à administration.

Injection intracrânienne chez des rats et des souris adultes utilisent des équipements stéréotaxiques, qui est décrit dans une vidéo dans le " Essentials of Neuroscience " collection. L’équipement assure un positionnement correct et bonne profondeur de l’injection. Ici, nous nous concentrerons sur livraison intracrânienne néonatales souris et rats dont le crâne est suffisamment mince pour injecter directement à travers elle et peut être trop fragile pour supporter l’appareil stéréotaxique. Le but de cette technique est de livrer les agents pharmacologiques CNS directement dans le SNC et pour éviter les effets rencontrés par toute voie systémique. La mesure d’aiguille, la longueur et le volume de l’administration sont déterminés selon l’espèce et l’âge des petits. Notez que comme l’animal ' âge s augmente, la jauge numéro diminue, l’aiguille nécessaire longueur augmente, et le maximum volume d’administration recommandé aussi augmentations.

avec ces informations de contexte à l’esprit, laissez ' s se plonger dans les procédures de ces méthodes d’injection. Première place est la technique d’administration intradermique. Cette procédure doit être effectuée chez des animaux anesthésiés. Examiner une autre vidéo de cette collection pour comprendre les procédures pour l’induction de l’anesthésie et le maintien.

Une fois que l’animal est anesthésié, se raser le site d’injection à l’aide d’un rasoir électrique ou une crème dépilatoire. Avec de la gaze imbibé d’eau, complètement éliminer les cheveux persistante sur le site. Puis, avec un autre tampon de gaze, appliquer une solution antiseptique topique sur la zone rasée. Pour l’administration, tout d’abord stabiliser tIl a la peau au point d’injection en l’étirant entre votre pouce et votre index.

Maintenant placer le biseau de l’aiguille vers le haut sur la peau et l’insérer doucement juste au-delà du biseau afin que l’ouverture se situe entre l’épiderme et les couches du derme. Ensuite, injecter lentement et Notez qu’elle crée une cloque dans la peau. Si l’aiguille est insérée trop profondément puis aucune cloque ne se formera. Après l’injection, une pause pour permettre à la peau de s’étirer et ajuster et puis retirer l’aiguille lentement. Ne tirez pas revenir sur le piston à tout moment, comme vous dresser les tissus et causer un traumatisme au site d’injection. En outre, ne pas essuyer ou éponger le site d’injection, car cela pourrait causer la substance injectée à fuir. Lorsque vous effectuez des injections multiples, veillez à espacer dehors assez large pour que les bulles ne se chevauchent pas avec l’autre.

ensuite, laissez ' s apprendre la procédure d’administration par voie nasale chez les animaux conscients et anesthésiés.

Pour animaux éveillés, les retenir par scruffing la peau au niveau de la nuque et puis maintenez l’animal en position verticale, la tête immobilisée. Veillez à ne pas comprimer la poitrine comme qui pourrait empêcher l’animal ' capacité à prendre des respirations suffisamment profondes pour aspirer le liquide dans les poumons. À l’aide d’une micropipette, administrer une partie de la solution en plaçant une petite goutte de liquide lors de l’ouverture nasale. L’animal inhalera la goutte. Répétez ce processus, en alternant entre les deux narines jusqu'à ce que la totalité du volume qui sera administrée a été donné. Rappel - le volume total de l’administration ne devrait pas dépasser 24 μl et 100 μl chez les souris et les rats, respectivement.

Pour les rats et les souris anesthésiés, placer l’animal dans une position de décubitus dorsal. Cette position est idéale pour la livraison de la CNS, car elle permet pour une meilleure absorption du composé. Faire tourner l’animal ' s la tête et la moitié du composé administrer directement dans un côté de l’ouverture nasale, ce calendrier avec inhalation. Puis, faites tourner l’animal ' s la tête en position pour la prochaine administration. Après 2 insufflations, administrer le volume restant dans la deuxième ouverture nasale. Après l’administration complète, retourner le dos animaux à sa cage.

ensuite, laissez ' s revoir la procédure d’administration intracrânienne néonatales souris et les rats . Avant de commencer la procédure, placez la cage avec les chiots et le barrage sur une électrique chauffage pad réglé à basse température. S’assurer qu’une partie de la cage est sur le coussin chauffant. C’est pour prévenir l’hypothermie et, en même temps, permettre au barrage de s’éloigner de la chaleur, si elle le désire. Ensuite, sélectionnez une mesure d’aiguille adaptée à l’âge de l’animal. Rappel, la mesure d’aiguille ; longueur des aiguilles, qui est utilisé pour contrôler la profondeur de l’aiguille pendant l’injection intracrânienne ; et le volume de l’administration... tous varient avec animal ' espèces et l’âge de s.

La longueur est réglable à l’aide d’un gardien. Pour préparer cet garde, mesurer l’aiguille correcte par rapport à son plafond et faire une marque. Ensuite, placez une deuxième marque sur le capuchon pour indiquer où il sera coupé. La distance entre les deux marques est la longueur des aiguilles désirée. Ensuite, coupez le chapeau avec une lame de rasoir. Ne pas utiliser de ciseaux car il peut écraser le cap et ne produira pas une coupe propre niveau. C’est la " aiguille garde. " jeter l’aiguille utilisée pour la création de la garde, car il n’est plus stérile et plutôt insérer une aiguille Neuve dans la garde et s’assurer que la bonne longueur est exposée. Ensuite, en utilisant une aiguille différente attachée à la seringue appropriée, dessinez la substance de l’injection. Une aiguille différente est utilisée pour ce faire, parce que le placement dans le bouchon s’alourdira considérablement de ces aiguilles fine jauge, qui n’est pas idéal pour l’administration intracrânienne. Ensuite, placez la seringue remplie sur l’aiguille avec la garde. Maintenant le système est prêt pour une injection.

Pour les petits plus de 10 jours d’âge, administrer l’anesthésie par inhalation. Chiots âgés de moins de 10 jours n’a pas besoin d’être anesthésiés. Pour effectuer l’injection, commencez par Rechercher le site, qui est de 5 mm derrière le œil, à environ 3 mm de la ligne médiane du crâne. Ensuite, insérer l’aiguille dans la profondeur autorisée pour la garde de l’aiguille. Ensuite, injecter de manière constante lente afin d’éviter un traumatisme au cerveau. Retirez l’aiguille immédiatement et avec beaucoup de soin à ne pas blesser les tissus cérébraux. Enfin, placez le dos animaux avec le barrage pour permettre une récupération correcte.

maintenant laisser ' s revoir certaines expériences menées dans les laboratoires d’aujourd'hui qui utilisent ces rares voies d’administration.

Une injection intradermique est souvent utilisée pour étudier la réaction inflammatoire de la peau. Dans cette expérience, les chercheurs ont utilisé cette méthode pour injecter un allergène dans une oreille et une substance neutre dans l’oreille opposée d’une souris présensibilisée. Ensuite, ils ont livré un colorant bleu dans l’animal ' système circulatoire s d’examiner les changements dans la perméabilité vasculaire en raison de l’injection de l’allergène.

Tel que mentionné précédemment, l’une des applications d’administration intranasale consiste à administrer des vaccins. Ici, les scientifiques ont utilisé cette route pour offrir un vaccin atténué génétiquement modifiés, vivre dans le type sauvage et la souris transgéniques et l’immunité mucosale étudiée par l’intermédiaire de la production d’un type spécifique de cellules T.

Enfin, ces recherches biomédicales utilisées administration intracrânienne d’implanter des cellules cancéreuses chez les souris immunodéprimées, afin de créer un modèle de tumeur du cerveau humain. L’efficacité de l’injection a été ensuite analysée à l’aide d’un appareil d’imagerie in vivo.

vous avez jus regardé JoVE ' s-vidéo sur certaines des méthodes spéciales d’administration composée chez des rats et des souris de laboratoire. Vous devez maintenant comprendre lorsque ces procédures sont utiles, les considérations que vous devez garder à l’esprit avant et Pendant l’exécution de ces techniques et les étapes procédurales essentielles pour s’assurer que l’administration a un impact minime sur l’animal ' s santé et sur les données expérimentales à collecter. Comme toujours, Merci de regarder !

Summary

l’administration de composés dans des animaux peut avoir un effet significatif sur les deux le bien-être de l’animal et les résultats des données expérimentales et de valeur scientifique. La bonne méthode de livraison est essentielle à la réussite de l’expérience. Beaucoup de facteurs doit être considérés pour déterminer le meilleur itinéraire, y compris l’objectif scientifique de l’étude, le pH de la substance, le volume de la dose requise, la viscosité de la substance, ainsi que le bien-être des animaux. Expertise technique est aussi une exigence pour toutes les méthodes d’injection.

References

  1. Turner, P.V., Pekow, C., Vasbinder, M. A., and Brabb, T. 2011. Administration of substances to laboratory animals: equipment and considerations, vehicle selection, and solution preparation. JAALAS. 50: 614-627.
  2. Dhuria, S.V., Hanson, L.R., and Frey II, W.H. 2010. Intranasal delivery to the central nervous system: mechanisms and experimental considerations. Journal of Pharmaceutical Sciences. 99: 1654-1673.
  3. Stevens, J., Suidgeest, E, Van der Graaf, P.H., Danhof, M., and De Lange, E.C. 2008. Development and evaluation of a new, minimal-stress animal model for intranasal administration in freely moving rats. Poster presentation at American Association of Pharmaceutical Scientists Annual Meeting, Atlanta, Georgia.
  4. Morton, D.A., Jennings, M., Buckwell, A., Ewbank, R., Godfrey, C., Holgate, B., Inglis, I., James, R., Page, C., Sharman, I., Verschoyle, R., Westall, L., and Wilson, A.B. 2001. Refining procedures for the administration of substances Report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement. Members of the Joint Working Group on Refinement. Laboratory Animals. 35: 1-41.

1. administration intradermique

  1. plus intradermiques sont composés à base aqueuse. Les solutions doivent être physiologiquement tamponnées pour avoir un pH neutre, afin d’éviter la nécrose au site d’injection.
  2. Le calibre de l’aiguille est 25-30 jauge, la plus petite possible.
  3. La dose par site d’injection se situe entre 50-100 µL. injection volumes excessifs peuvent entraîner la nécrose au site d’injection ou à la fuite du composé sur le site à cause de la pression.
  4. Pour le placement précis de l’aiguille dans l’espace intradermique, il faut anesthésier les souris et les rats. L’anesthésie par inhalation permet une induction rapide et la récupération ; Cependant, anesthésie injectable a l’avantage de fournir suffisamment de temps pour la préparation de la zone et effectuer l’injection. 1
  5. enlever les poils au point d’injection par l’utilisation d’une crème dépilatoire ou de la zone à raser.
  6. Complètement éliminer les débris résiduels de cheveux ou de la crème dépilatoire.
  7. Appliquer un antiseptique topique, comme une solution d’iode, une solution de chlorhexidine ou alcool.
  8. Procédures d’administration
    1. , tendez la peau tendue entre le pouce et l’index. Cela procure une stabilité à la peau lors du positionnement de l’aiguille.
    2. Placer le biseau de l’aiguille vers le haut sur la peau.
    3. Insérez délicatement l’aiguille dans la peau entre l’épiderme et le derme. Avancer l’aiguille juste au-delà du biseau.
    4. Injecter la substance lentement. Injection du composé créera une cloque ou une petite boursouflure, dans la peau.
    5. Pause après l’injection pour permettre à la peau de s’étirer et ajuster avant de retirer l’aiguille.
  9. Précautions
    1. tirant sur le plongeur n’est pas nécessaire.
    2. Si l’aiguille est insérée dans l’espace sous-cutané, aucune cloque se forme. L’injection trop profonde entraîne une injection sous-cutanée.
    3. Éviter buvard ou essuyer la zone, car qui peut causer le composé à fuir au site d’injection.
    4. Lors de l’exécution de multiples injections, espacez-les de sorte que les bulles ne se chevauchent pas.

Figure 1
figure 1. Injection intradermique chez les souris.

2. administration intranasale

  1. matériel
    1. utiliser une pipette d’unité micropipetting qui peut être calibrée pour offrir un volume précis.
    2. Pointes de pipette jetable de
    3. doivent servir à éviter la contamination croisée. TB seringues et aiguilles émoussées et tuyau flexible peuvent également servir pour le dosage.
    4. Volumes d’injection total
    5. chez le rat ne doivent pas excéder 40-100 µL et il faudrait en 6-10 µL gouttes. Pour les souris, le volume total maximum est de 24 µL, donné en 3-4 gouttes µL.
  2. Administration chez des animaux conscients
    1. retenue manuelle chez des animaux conscients exige que la tête soit relativement immobile pour que la pointe de pipette ou l’aiguille émoussée peut être placé suffisamment proche pour les narines pour livrer le composé, mais pas si proche quant à pousser ou lacérer les tissus nasaux.
    2. Retenir l’animal et le maintenir en position verticale.
    3. Placer une petite goutte d’un liquide composé à la nasale d’ouverture. L’animal doit inhaler le droplet.
    4. Administrer un volume supplémentaire, alternant nares jusqu'à ce que la totalité du volume a été donné.
    5. Lorsqu’on administre des volumes plus importants, il est important de ne pas se contracter la poitrine au cours de la retenue. Compressions thoraciques entravent la capacité de l’animal à prendre suffisamment grandes respirations pour aspirer le liquide dans les bronches et les poumons.

Figure 2
figure 2. L’administration intranasale chez des souris conscientes.

  1. administration chez l’animal inconscient
    1. Using les anesthésiques par inhalation permet un animal immobilisé pendant l’approche et la livraison de ce composé. Ceci élimine la possibilité de l’animal mord les équipements de dosage, la perte de ce composé à cause de secousses de la tête et des blessures à l’animal ' tissu nasal s, yeux ou la peau du visage. L’animal est également moins susceptible de snort et pulvériser le composé de narines à administration.
    2. Placer l’animal dans la position en décubitus dorsal. La position de la tête influence la mise en place de la solution dans les narines. Il a été démontré que la position idéale pour la livraison de la CNS est avec l’animal en position couchée ; Cela permet pour une meilleure absorption. 2
    3. moitié du composé administrer directement dans un côté de l’ouverture nasale, ce calendrier avec inhalation. Ensuite, retournez l’animal.
    4. Comme indiqué ci-dessus, administrer l’autre moitié du volume dans l’autre ouverture nasale.

Figure 3
figure 3. L’administration intranasale chez les souris inconscients.

3. administration intracrânienne chez des rats et des souris néonatales

  1. souris ou rats doivent être anesthésiés pour injections intracrâniennes.
, de de
souris Rat
âge (jours) Aiguille de calibre (g) âge (jours) aiguille de calibre (g)
0-7 29-300-5 27-29
7 14 27 5-10 25-27
14-28 25 10-14 25
âge (jours) longueur (mm) des aiguilles âge (jours) longueur de l’aiguille (mm)
0-7 2 0-4 2-3
7-14 3 4 7 - 3
14-21 4 7 10- 4
21-28 5 10-14 5
Volume (µL)l’âge (jours)l’âge (jours) Volume (µL)
0-5 < 20 1-3 < 20
6-20 < 60 4-10 < 60
20-28 < 100 11-14 < 100

tableau 1. Aiguille de calibre, longueur des aiguilles et volume maximum d’administration intracrânienne selon l’âge de la souris et les rats. 4

  1. matériel
    1. déterminer le volume correct de l’aiguille de jauge et maximum d’administration conformément au tableau 1.
    2. Préparer un protège-aiguille avant anesthésier l’animal.
      NOTE : La profondeur de l’injection de l’aiguille est contrôlée grâce à l’utilisation d’un gardien qui est créé avec le capuchon de l’aiguille.
      1. Pour créer la garde, une aiguille est mesuré le capuchon de l’aiguille, et une marque est placée sur le bouchon pour indiquer où couper. La découpe doit être faite pour que 2 à 5 mm de l’aiguille sont exposés lorsque le bouchon est remplacé sur l’aiguille.
      2. La longueur de l’aiguille exposée doit être assez long à pénétrer la peau et le crâne et atteindre la profondeur désirée dans le cerveau.
      3. La longueur d’aiguille nécessaire pour souris et rats est énumérée au tableau 1.
    3. Une source de chaleur est nécessaire pour éviter l’hypothermie chez les chiots. Il existe plusieurs types : une plaquette de chauffage électrique set sur basse, une couverture d’eau circulante ou une poche de chaleur de réaction chimique réutilisable.
  2. Retenue
    1. souris et rat pups 10 jours ou moins ne nécessitent pas l’anesthésie pour cette procédure. Les restreindre manuellement en les tenant juste derrière la tête et en tirant la peau direction caudale pour mettre une légère pression sur les épaules.
    2. Chiots anesthésier pendant 10 jours d’âge avec inhalation isoflurane. Attacher une chambre à induction pour un vaporisateur de précision ou une cloche de verre avec une boule de coton imbibée d’isoflurane. Une fois que le chiot est immobilisé, l’anesthésie est efficace pendant environ 40 secondes, qui donne suffisamment de temps pour l’injection.
  3. Technique d’injection
    1. aspirer la substance dans la seringue et placez le guide cap/aiguille sur l’aiguille.
    2. Le volume d’injection recommandé car le volume maximal par souris néonatale ou rat est de 100 µL, et voilà pour le sevrage ou des souris âgées jusqu'à 300 µL.
    3. Pour injecter dans le cortex cérébral des nouveau-nés, insérer l’aiguille 5 mm en arrière de le œil, mesurent environ 3 mm de la ligne médiane du crâne.
    4. Le site d’injection de souris sevrés est environ à mi-chemin entre le œil et l’oreille et juste à côté de la ligne médiane.

Figure 4
figure 4. Administration intracrânienne chez un chiot souris.

parfois, différentes approches expérimentales nécessitent l’utilisation de moins couramment utilisés voies d’administration composée chez les rongeurs. Intracrânienne, intradermique et par voie nasale sont trois de ces routes alternatives que les chercheurs biomédicaux utilisent dans les laboratoires aujourd'hui.

Comme leur nom l’indique, intradermique est pénétrer des composés dans les couches supérieures du derme. Par voie nasale est placer la solution chez l’animal ' nares s. Et intracrânienne consiste à insérer l’aiguille directement dans les rongeurs ' cerveau s.

Une formation spécialisée est indispensable pour effectuer ces procédures avec succès. Ici, nous ' ll illustrer tout d’abord les considérations pour chacune de ces méthodes et ensuite, nous allons démontrer les techniques qui vous aideront à apprennent les procédures tout en assurant la sécurité de l’animal et la réussite de l’expérience.

let ' s commence par la discussion quand ces itinéraires sont généralement employés et choses il convient de garder à l’esprit avant de commencer à exécuter ces techniques de gestion spécialisées.

Les injections intradermiques sont utilisées pour fournir un article dans l’espace entre l’épiderme et le derme, cet itinéraire est habituellement réservé pour l’évaluation de l’inflammation, diagnostics de débit sanguin cutané ou des réactions allergiques à un antigène. Semblable à d’autres routes, la solution intradermique doit être prêt à l’aide de la technique de stérilisation. Et il doit être physiologiquement tamponné pour avoir un pH neutre afin d’éviter la nécrose au site d’injection. Un système de moyeu moins avec une aiguille de calibre 25-30 est souvent utilisé pour cette injection. Ce système aide à préserver le volume de l’administration, qui est de l’ordre de 50-100 microlitres par site d’injection. Injection d’excès peut entraîner des fuites composé nécrose ou indésirables en raison de la pression.

Voie intranasale est souvent choisie pour la livraison locale de vaccinations ou spray décongestionnant ainsi comme systémique et CNS. La muqueuse qui tapisse la cavité nasale a un approvisionnement riche des vaisseaux sanguins et les nerfs qui permettent une absorption systémique rapide et directement de ciblage dans le SNC. Il s’agit d’une méthode non invasive qui nécessite un minimum de formation et la compétence et des équipements simples - une micropipette calibrée et des embouts jetables. Les volumes d’administration chez le rat ne doivent pas dépasser 40-100 microlitres dans 6-10 microlitres-gouttes. Et pour la souris, le volume total maximum est 24 microlitres donnés en 3-4 gouttes microlitre.

Bien que l’anesthésie n’est pas nécessaire dans ce cas, il a quelques avantages sur l’administration intranasale chez des animaux conscients 1) facilite le placement correct du composé dans les narines, veiller à ce que dosage précis 2) élimine la possibilité de la animal mord les équipements de dosage 3) fait en sorte qu’il n’y a aucun préjudice à l’animal ' tissu nasal s, yeux ou la peau du visage en raison de secousses de la tête et 4) animal est moins susceptible de snort et pulvériser le composé de narines à administration.

Injection intracrânienne chez des rats et des souris adultes utilisent des équipements stéréotaxiques, qui est décrit dans une vidéo dans le " Essentials of Neuroscience " collection. L’équipement assure un positionnement correct et bonne profondeur de l’injection. Ici, nous nous concentrerons sur livraison intracrânienne néonatales souris et rats dont le crâne est suffisamment mince pour injecter directement à travers elle et peut être trop fragile pour supporter l’appareil stéréotaxique. Le but de cette technique est de livrer les agents pharmacologiques CNS directement dans le SNC et pour éviter les effets rencontrés par toute voie systémique. La mesure d’aiguille, la longueur et le volume de l’administration sont déterminés selon l’espèce et l’âge des petits. Notez que comme l’animal ' âge s augmente, la jauge numéro diminue, l’aiguille nécessaire longueur augmente, et le maximum volume d’administration recommandé aussi augmentations.

avec ces informations de contexte à l’esprit, laissez ' s se plonger dans les procédures de ces méthodes d’injection. Première place est la technique d’administration intradermique. Cette procédure doit être effectuée chez des animaux anesthésiés. Examiner une autre vidéo de cette collection pour comprendre les procédures pour l’induction de l’anesthésie et le maintien.

Une fois que l’animal est anesthésié, se raser le site d’injection à l’aide d’un rasoir électrique ou une crème dépilatoire. Avec de la gaze imbibé d’eau, complètement éliminer les cheveux persistante sur le site. Puis, avec un autre tampon de gaze, appliquer une solution antiseptique topique sur la zone rasée. Pour l’administration, tout d’abord stabiliser tIl a la peau au point d’injection en l’étirant entre votre pouce et votre index.

Maintenant placer le biseau de l’aiguille vers le haut sur la peau et l’insérer doucement juste au-delà du biseau afin que l’ouverture se situe entre l’épiderme et les couches du derme. Ensuite, injecter lentement et Notez qu’elle crée une cloque dans la peau. Si l’aiguille est insérée trop profondément puis aucune cloque ne se formera. Après l’injection, une pause pour permettre à la peau de s’étirer et ajuster et puis retirer l’aiguille lentement. Ne tirez pas revenir sur le piston à tout moment, comme vous dresser les tissus et causer un traumatisme au site d’injection. En outre, ne pas essuyer ou éponger le site d’injection, car cela pourrait causer la substance injectée à fuir. Lorsque vous effectuez des injections multiples, veillez à espacer dehors assez large pour que les bulles ne se chevauchent pas avec l’autre.

ensuite, laissez ' s apprendre la procédure d’administration par voie nasale chez les animaux conscients et anesthésiés.

Pour animaux éveillés, les retenir par scruffing la peau au niveau de la nuque et puis maintenez l’animal en position verticale, la tête immobilisée. Veillez à ne pas comprimer la poitrine comme qui pourrait empêcher l’animal ' capacité à prendre des respirations suffisamment profondes pour aspirer le liquide dans les poumons. À l’aide d’une micropipette, administrer une partie de la solution en plaçant une petite goutte de liquide lors de l’ouverture nasale. L’animal inhalera la goutte. Répétez ce processus, en alternant entre les deux narines jusqu'à ce que la totalité du volume qui sera administrée a été donné. Rappel - le volume total de l’administration ne devrait pas dépasser 24 μl et 100 μl chez les souris et les rats, respectivement.

Pour les rats et les souris anesthésiés, placer l’animal dans une position de décubitus dorsal. Cette position est idéale pour la livraison de la CNS, car elle permet pour une meilleure absorption du composé. Faire tourner l’animal ' s la tête et la moitié du composé administrer directement dans un côté de l’ouverture nasale, ce calendrier avec inhalation. Puis, faites tourner l’animal ' s la tête en position pour la prochaine administration. Après 2 insufflations, administrer le volume restant dans la deuxième ouverture nasale. Après l’administration complète, retourner le dos animaux à sa cage.

ensuite, laissez ' s revoir la procédure d’administration intracrânienne néonatales souris et les rats . Avant de commencer la procédure, placez la cage avec les chiots et le barrage sur une électrique chauffage pad réglé à basse température. S’assurer qu’une partie de la cage est sur le coussin chauffant. C’est pour prévenir l’hypothermie et, en même temps, permettre au barrage de s’éloigner de la chaleur, si elle le désire. Ensuite, sélectionnez une mesure d’aiguille adaptée à l’âge de l’animal. Rappel, la mesure d’aiguille ; longueur des aiguilles, qui est utilisé pour contrôler la profondeur de l’aiguille pendant l’injection intracrânienne ; et le volume de l’administration... tous varient avec animal ' espèces et l’âge de s.

La longueur est réglable à l’aide d’un gardien. Pour préparer cet garde, mesurer l’aiguille correcte par rapport à son plafond et faire une marque. Ensuite, placez une deuxième marque sur le capuchon pour indiquer où il sera coupé. La distance entre les deux marques est la longueur des aiguilles désirée. Ensuite, coupez le chapeau avec une lame de rasoir. Ne pas utiliser de ciseaux car il peut écraser le cap et ne produira pas une coupe propre niveau. C’est la " aiguille garde. " jeter l’aiguille utilisée pour la création de la garde, car il n’est plus stérile et plutôt insérer une aiguille Neuve dans la garde et s’assurer que la bonne longueur est exposée. Ensuite, en utilisant une aiguille différente attachée à la seringue appropriée, dessinez la substance de l’injection. Une aiguille différente est utilisée pour ce faire, parce que le placement dans le bouchon s’alourdira considérablement de ces aiguilles fine jauge, qui n’est pas idéal pour l’administration intracrânienne. Ensuite, placez la seringue remplie sur l’aiguille avec la garde. Maintenant le système est prêt pour une injection.

Pour les petits plus de 10 jours d’âge, administrer l’anesthésie par inhalation. Chiots âgés de moins de 10 jours n’a pas besoin d’être anesthésiés. Pour effectuer l’injection, commencez par Rechercher le site, qui est de 5 mm derrière le œil, à environ 3 mm de la ligne médiane du crâne. Ensuite, insérer l’aiguille dans la profondeur autorisée pour la garde de l’aiguille. Ensuite, injecter de manière constante lente afin d’éviter un traumatisme au cerveau. Retirez l’aiguille immédiatement et avec beaucoup de soin à ne pas blesser les tissus cérébraux. Enfin, placez le dos animaux avec le barrage pour permettre une récupération correcte.

maintenant laisser ' s revoir certaines expériences menées dans les laboratoires d’aujourd'hui qui utilisent ces rares voies d’administration.

Une injection intradermique est souvent utilisée pour étudier la réaction inflammatoire de la peau. Dans cette expérience, les chercheurs ont utilisé cette méthode pour injecter un allergène dans une oreille et une substance neutre dans l’oreille opposée d’une souris présensibilisée. Ensuite, ils ont livré un colorant bleu dans l’animal ' système circulatoire s d’examiner les changements dans la perméabilité vasculaire en raison de l’injection de l’allergène.

Tel que mentionné précédemment, l’une des applications d’administration intranasale consiste à administrer des vaccins. Ici, les scientifiques ont utilisé cette route pour offrir un vaccin atténué génétiquement modifiés, vivre dans le type sauvage et la souris transgéniques et l’immunité mucosale étudiée par l’intermédiaire de la production d’un type spécifique de cellules T.

Enfin, ces recherches biomédicales utilisées administration intracrânienne d’implanter des cellules cancéreuses chez les souris immunodéprimées, afin de créer un modèle de tumeur du cerveau humain. L’efficacité de l’injection a été ensuite analysée à l’aide d’un appareil d’imagerie in vivo.

vous avez jus regardé JoVE ' s-vidéo sur certaines des méthodes spéciales d’administration composée chez des rats et des souris de laboratoire. Vous devez maintenant comprendre lorsque ces procédures sont utiles, les considérations que vous devez garder à l’esprit avant et Pendant l’exécution de ces techniques et les étapes procédurales essentielles pour s’assurer que l’administration a un impact minime sur l’animal ' s santé et sur les données expérimentales à collecter. Comme toujours, Merci de regarder !

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