麻醉诱导与维护

Lab Animal Research

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Overview

来源: 凯斯图尔特, RVT, RLATG, CMAR;瓦莱丽. 施罗德, RVT, RLATG。圣母大学, 在

实验室动物的护理和使用指南 (和 #34; 指南和 #34;) 指出疼痛评估和减轻是实验动物兽医护理的组成部分. 1 麻醉的定义是感觉或感受的损失。这是一个动态的事件, 涉及麻醉深度的变化与动物和 #39 的新陈代谢, 外科刺激, 或在外部环境的变化.

Cite this Video

JoVE Science Education Database. 实验动物研究精要. 麻醉诱导与维护. JoVE, Cambridge, MA, (2017).

Principles

需要精确和持续的麻醉监测, 以安全地保持程序所需的深度。需要监测的参数包括心率、呼吸速率、体温和血氧水平。对于小鼠和大鼠, 这些参数都不容易监测, 因为这些动物和 #39; 小体型。由于啮齿类动物的心率如此之快, 通常用于听诊的听诊器不足以获取准确的心率。听诊器只能用于检测心跳的存在或缺失。一只老鼠的正常心率是每分钟328-780 拍, 而老鼠的常规心率是每分钟250-600 次。啮齿类动物的呼吸率也高于可以用视觉方法或听诊时准确计算的。一只老鼠的正常呼吸率是每分钟90-220 次呼吸, 对于老鼠来说, 这个值是每分钟66-144 呼吸。为了准确地确定心率和呼吸率, 需要专门的电子监测设备。传感器要么在手术中植入动物体内, 要么置于外部, 并与动物所放置的监控平台进行交互。 34

在啮齿类动物中, 与麻醉有关的死亡最常见的原因是体温过低。啮齿目动物有高表面面积到身体质量比率。此外, 麻醉动物失去了颤抖的能力, 以保持体温。因此, 体温监测和补充热量, 如加热垫, 是必不可少的在生存手术过程中。鼠标的正常体温为 96.6-99.7 和 #176; f (35.8-37.4 和 #176; c) 5 , 对于老鼠是 96.6-99.5 和 #176; f (35.9-37.5 和 #176; c)。 5 大多数温度计是为较大的动物设计的, 并且是为人类使用的。水银温度计已在很大程度上取代了数字和电子版本。虽然数字和电子温度计已被证明是准确的, 当使用直肠, 口服, 并在耳朵, 它们的大小是不合适的小啮齿动物。专门为小鼠和大鼠设计的直肠探针在商业上可用, 并鼓励使用它们.

血液氧合水平用于评估肺部是否有足够的吸氧量, 从而在啮齿动物和 #39 的动脉血中适当集中氧气。监测吸氧量也间接监测呼吸和通气, 因为它揭示了是否有足够的氧气的启发和废气的失效。心率也与血液的氧合有关, 因为心率的降低会导致氧水平的降低, 这可能导致血液灌注不足。 6

麻醉的目标是充分地固定和缓解所有的疼痛感觉为一个动物的最低剂量或浓度的麻醉。正确评估麻醉深度需要达到这一目标。麻醉的手术阶段有四阶段的麻醉和四架飞机。在第一阶段, 动物变得迷失方向。在第二阶段, 有一个不规则的呼吸速率兴奋阶段, 包括呼吸在一些小鼠和大鼠品系。矫正反射-这是能力回滚时, 放置在背部位置-也失去了.

阶段三是麻醉的外科阶段。在平面 I, 眼睑和吞咽反应是缺席。喉和角膜反射在平面 II. 中丢失与飞机 I 和 II, 没有健忘症或镇痛作用;因此, 在外科手术开始之前, 动物必须到达第三面。平面 III 造成的肋间肌肉麻痹, 导致膈呼吸。虽然最初在平面 III 只有部分镇痛, 但随着麻醉水平的加深, 它的进展完全失忆和镇痛。在这个层次上, 动物被完全麻醉的外科手术。在飞机 IV, 该动物已过量, 并可以继续迅速进入阶段 IV.

随着麻醉水平的进一步加深, 有可能导致动物死亡的并发症。在第四阶段, 肋间肌肉和膈肌都完全瘫痪, 导致严重的窒息。这导致呼吸停止, 髓质麻痹, 血管崩溃, 和最后死亡。瞳孔扩张, 在肌肉松弛时保持固定的膨胀.

Procedure

正确选择手术麻醉药和其他可能的疼痛程序必须由兽医确定。这是基于许多方面, 包括程序的范围和持续时间, 物种和应变, 年龄, 和生理状况的动物.

麻醉剂可作为剂或注射。手术麻醉可以使用注射和吸入麻醉剂的组合来完成。 2

1。吸入麻醉诱导

吸入麻醉包括异氟醚、七氟醚和地氟醚, 其中最常用的是异氟醚。这些麻醉药使用更频繁, 因为, 与他们, 它是更容易控制麻醉深度。使用吸入麻醉剂进行麻醉的诱导可以用装有精密汽化器的钟罩或感应室来完成.

  1. 响铃 jar
    1. 设备: 带有陶瓷或塑料穿孔平台、棉球、液体麻醉剂 (异氟醚、七氟醚或地氟醚) 的钟罐或干燥罐, 以及通风到室外的油烟罩。
    2. 准备
      1. 在引擎盖下使用响铃 jar, 而不是在工作台上, 以避免人员暴露在麻醉气体中.
      2. 用底部的平台组装钟罩, 在 jar 的底部和平台之间创建一个空间。这是必要的, 以防止动物接触到液体麻醉剂.
      3. 戴腈手套或其他防渗手套, 用麻醉剂浸透棉球.
      4. 将棉球放在铃铛罐子的平台下.
      5. 将盖子固定在钟罩上以防止麻醉蒸气的逸出.
    3. 感应
      1. 将该动物的盖子滑向一侧, 将其置于响铃罐中.
      2. 一旦动物在罐子里, 就必须观察它的活动和呼吸以确定麻醉的深度.
      3. 该动物暴露于麻醉剂中, 使其生效.
      4. 一旦动物被完全麻醉, 将盖子滑向一侧, 留出足够的空间以允许引入一只手。抓住麻醉动物的尾巴、颈背或身体, 轻轻地将其从钟罐中取出.
  2. 精度气化
    精度气化可用于感应腔或口罩。麻醉机应在每个手术前检查。适当的麻醉应增加, 如果水平低。清理系统应检查, 以确保废气完全清除。对于被动式废气麻醉系统, 应权衡清理罐, 以确定其是否仍然有效。一般来说, 在起始重量超过50克的重量是一个点, 在这个时候, 罐是用。
    1. 设备
      1. 感应室、精密汽化器、废气清除装置 (被动或主动) 和液体麻醉剂 (由使用的汽化器类型确定的异氟醚、七氟醚或地氟醚).
    2. 准备
      1. 装配感应腔, 使输入来自汽化器, 输出到废气清除系统。
    3. 感应
      1. 将动物放入感应室。一些商会有一个滑动盖, 和其他有一个铰链盖闩锁.
      2. 一旦动物在室内, 氧气流就开始, 精确的汽化器在3-4 的感应水平上被打开, 用于异氟醚。较低的麻醉分娩水平将导致更长的诱导时间.
      3. 该动物暴露于麻醉剂中, 使其生效.
      4. 一旦动物完全麻醉, 在取出动物之前用氧气冲洗房间, 以防止人员接触麻醉气体。如果感应室被放在通风柜里, 在开口前用氧气冲洗是不必要的.
      5. 抓住麻醉动物的尾巴、颈背或身体, 然后轻轻地将其从枪膛中取出.
  3. 面罩
    1. 设备包括啮齿动物鼻锥或面罩、精密汽化器、废气清除装置 (被动或主动) 和液体麻醉剂 (异氟醚、七氟醚或地氟醚, 由类型使用的汽化器).
    2. 准备
      1. 组装鼻锥或面罩, 这样输入是从蒸发器, 输出是对废气清除系统.
      2. 啮齿类麻醉机通常有一个开关, 将麻醉蒸气从感应室输送到啮齿动物的鼻锥或面罩。确保这是正确设置鼻锥麻醉分娩.
    3. 感应
      1. 由于麻醉气体有难闻的气味, 许多动物会反对被蒙面诱导。首选的方法是使用的感应框, 其次是维修与鼻锥。一旦动物和 #39 的鼻子或脸是安全的面具, 氧气流开始和精密汽化器打开在感应水平5的异氟醚。较低的麻醉分娩水平将导致更长的诱导时间和增加挣扎的动物.
      2. 这是当务之急, 动物的呼吸监测, 因为太坚定的掌握在诱导可能导致窒息.
      3. 一旦动物开始放松, 鼻子或脸部就可以在鼻锥或面罩上进行调整, 一旦完全放松, 麻醉药品的交付就会降到 1.5-0.5 的水平.

2。注射用麻醉药诱导麻醉

注射麻醉剂主要是氯胺酮和镇静剂或肌肉剂的混合物.

常见的组合为: 1) 啮齿动物鸡尾酒, 由氯胺酮 (100 毫克/毫升)、嗪 (20 毫克/毫升)、乙酰 (10 毫克/毫升) 和无菌盐水 (0.9% 氯化钠) 组成;2) 氯胺酮/嗪 2:1, 由氯胺酮 (100 毫克/毫升)、嗪 (20 毫克/毫升) 和无菌盐水 (0.9% 氯化钠) 组成;和 3) 氯胺酮/嗪鼠混合, 其中包括氯胺酮 (100 毫克/毫升), 嗪 (20 毫克/毫升), 和无菌生理盐水 (0.9% 氯化钠). 和 #160; 当使用氯胺酮/嗪组合, 促进只应该做与氯胺酮, 而不是嗪, 由于半衰期这些药. 和 #160; #160;

将氯胺酮与镇静剂和/或肌肉松弛的结合, 需要准备作为一个股票的解决方案, 从中可以抽取个人剂量。试剂必须精确测量, 用无菌生理盐水稀释, 以确保适当的剂量被管理的动物。由于氯胺酮是一种受控物质, 因此, 从瓶子中所使用的数量必须在 a 和 #34 上注明; 受控的药物记录和 #34; 和混合物必须有个人和 #34; 受控物质日志. #34; 当准备混合物时, 慢慢地加入氯胺酮瓶子, 因为它倾向于泡沫, 如果注入的力量。一种无菌塞20毫升瓶用于混合物。瓶子必须正确标明化合物的名称, 日期混合, 到期日期, 氯胺酮批号 (因为它是一个受控物质), 和建议的剂量。到期日可由配料的日期确定, 以最快的时间届满 (取决于设施/状态的规则/准则)。为了准确记录氯胺酮, 必须权衡空瓶和填充瓶。然后, 重量必须记录在标签上的混合物和单独的控制物质的记录表, 为每个瓶子准备。将氯胺酮混合物储存在黑暗、温度控制的区域以保持效力.

  1. 制备啮齿动物鸡尾酒
    1. 麻醉液制备设备包括3毫升注射器、12毫升注射器、22克 x 1 和 #34; 针头、1.8 毫升氯胺酮注射剂100毫克/毫升, 1.8 cc 的嗪注射20毫克/毫升, 0.6 cc 的乙酰注射10毫克/毫升, 15.8 毫升无菌生理盐水注射, 和麻醉标签.
    2. 抽取15.8 毫升无菌盐水, 并将其注入瓶中。使用12毫升注射器和3毫升注射器, 并消除气泡的准确测量.
    3. 将氯胺酮、嗪和乙酰添加到瓶子中.
  2. 啮齿动物鸡尾酒的感应
    1. 一般来说, 鼠类鸡尾酒用于小鼠麻醉。由于成年大鼠对鼠类鸡尾酒的反应不同, 它最好在5周龄大鼠中使用。啮齿类鸡尾酒可以与吸入麻醉一起使用, 特别是在大鼠体内.
    2. 啮齿类动物鸡尾酒通常根据重量给老鼠, 使用以下演算: (BW x 10)-50 = 升啮齿目动物鸡尾酒被给。这将根据应变、年龄和健康状况而有所不同.
    3. 此解决方案仅提供腹腔。如果注射注, 在组织中会有严重的反应.
  3. 准备氯胺酮/嗪 2:1
    1. 准备麻醉液的设备包括3毫升注射器, 22 克 x 1 和 #34; 针头, 10 毫升氯胺酮注射100毫克/毫升, 5 cc 的嗪注射20毫克/毫升, 无菌塞20毫升瓶和麻醉标签.
    2. 将氯胺酮和嗪添加到瓶子中.
  4. 感应
    1. 氯胺酮/嗪2:1 用于大鼠的麻醉, 并可与吸入麻醉结合使用。
    2. 氯胺酮/嗪2:1 通常是从0.3 毫升的剂量开始, 并增加了0.02 毫升与随后的麻醉事件。这将根据应变、年龄和健康状况而有所不同.
    3. 氯胺酮/嗪2:1 只给予注.
  5. 准备氯胺酮/嗪鼠标混合
    1. 氯胺酮/嗪小鼠混合麻醉液的配制设备包括3毫升注射器、22克 x 1 和 #34; 针头、3.6 毫升氯胺酮注射液100毫克/毫升, 0.4 cc嗪注射20毫克/毫升, 16 毫升无菌生理盐水 (0.9% NaCl), 无菌塞 20 ml 瓶, 和麻醉标签.
    2. 将氯胺酮和嗪添加到瓶子中, 使9:1 的氯胺酮溶液嗪.
    3. 将盐水添加到瓶子中, 导致1:4 的氯胺酮/嗪9:1 的混合物变成盐水.
  6. 氯胺酮/嗪鼠标混合的感应
    1. 氯胺酮/嗪小鼠混合也可与吸入麻醉结合使用。
    2. 氯胺酮/嗪小鼠混合一般给予小鼠根据重量, 使用以下计算: (BW x 10)-50 = 升氯胺酮/嗪鼠标混合给出。这将根据应变、年龄和健康状况而有所不同.
    3. 氯胺酮/嗪鼠混合可以给腹腔.

3。麻醉评估

麻醉深度可以通过测试对各种刺激的反应来评估。自愿运动将由身体的身体刺激产生。有关用于麻醉深度评估的物理方法的列表, 请参见表 1.

方法 过程 响应
脚趾夹 扩展腿并隔离脚趾.这一地区被牢牢地捏使用指甲或创伤钳. 正面反射通过腿的缩回或撤退表明脚。如果有腿部或身体运动, 发声, 或明显增加的呼吸, 动物不是在外科手术的麻醉平面上.
尾部捏 尾尖用手指或创伤钳夹住. 阳性反应通过尾巴的抽动或移动来表示。如果有尾巴的运动, 发声, 或有明显增加的呼吸, 动物就不是在手术的麻醉平面上.
耳掐 使用手指或创伤钳, 捏耳廓的尖端. 正面的反应是摇动头部或向前的胡须运动。如果有头部的运动, 胡须, 发声, 或明显增加的呼吸, 该动物不是在一个外科手术平面的麻醉.
眼睑反射 使用指尖, 触摸眼睛的内侧眼角 (内部角)。 一个积极的反射是由眨眼表示的反应, 以触摸眼睑。如果有眼睑的运动, 胡须, 或明显增加的呼吸, 该动物不是在一个外科手术平面的麻醉.
角膜反射 使用棉签, 轻轻触摸角膜 (眼球)。 闪烁表示正响应。如果有眼睑的运动, 胡须, 或明显增加的呼吸, 该动物不是在一个足够深的手术麻醉的平面.

表 1. 用于评估麻醉深度的物理刺激方法。 2

生理指标, 如心率、呼吸率、血压、粘膜颜色、毛细血管充盈时间也应使用。虽然一般的观察可以用来检测动物的呼吸率的变化, 利用心率, 或血压进行深度评估, 需要专门的设备。如果有心电图, 心率和心跳的强度可以测量。为了测量血压, 有各种各样的装置安装在尾部甚至整个身体。如表1所述的物理刺激将导致所有这些参数中的三增加.

粘膜, 眼睛, 耳朵, 嘴巴, 鼻子, 肛门的颜色, 和-在较小程度上-观察爪子和尾巴的变化。区域应该是粉红色的, 表示充分的呼吸作用和心脏功能。当动物移动到阶段 IV 麻醉, 呼吸停止, 导致青紫-由蓝色或灰色表明-对黏膜和周围的皮肤.

毛细管重填时间定义为颜色返回到外部毛细管床的时间量, 因为在该区域施加压力后, 它已经被漂白。在麻醉动物的牙龈、耳廓或指甲床上按压涂抹棒或手指。脱皮区域返回粉红色的秒数不应该更多。1-2 秒延长的再填充时间表明心脏收缩的心率或强度降低, 表明动物可能是太深麻醉和接近死亡.

重要的是要利用几个不同的参数来评估麻醉深度。使用相同的脚趾或耳朵反复捏将敏的区域, 和反应将被压抑, 而不是给一个准确的评估麻醉深度。使用备用站点进行脚趾和耳箍评估。麻醉深度应每10-30 分钟在整个手术中重新评估。 2

研究表明, 在麻醉动物中有心肺的变化。当麻醉与注射药物, 动物体验稳定的呼吸率;然而, 它们显示出心脏输出的变异性。对注射麻醉剂的反应在不同菌株之间有很大的差异, 因此很难对其剂量进行标准化。 7 吸入剂倾向于降低呼吸速率, 但对心血管系统的影响较小。由于吸入麻醉的剂量很容易在整个过程中进行调整, 因此通常是首选方法.

麻醉诱导和维护是接受任何形式的外科手术的实验动物的兽医护理的一个组成部分。麻醉的目的是充分地固定动物和减轻所有的疼痛感觉。除了感应外, 还需要精确和恒定的监测, 以便在整个过程中安全地保持正确的麻醉深度.

在本视频中, 我们将首先简要讨论啮齿类动物麻醉的水平, 以及一个应该达到的阶段。接下来, 我们将审查不同的归纳和维护方法, 各种方法, 以确保动物总是在理想的麻醉阶段, 最后一些现实世界的实验, 涉及使用不同的麻醉剂, 为各种目的.

让与 #39; s 从讨论级别开始。有四阶段的麻醉和四架飞机在三阶段或手术阶段.

在第一阶段, 动物就会迷失方向。第二阶段是以不规则的呼吸速率和失扶正反射为标志。在三阶段的第一个平面上, 眼睑和吞咽反应是缺席的。在第二个平面中, 喉和角膜反射失去了。直到这一点, 麻醉剂并没有导致健忘或镇痛.

在平面三中, 健忘症和镇痛的进展从部分到完整, 动物完全麻醉为外科手术。平面三也是由肋间肌肉麻痹的标志, 这导致膈呼吸是浅呼吸。在飞机四, 该动物已经过量, 并可以迅速进入四阶段, 那里有完全瘫痪的肋间肌肉和隔膜, 这可能导致呼吸骤停, 并最终导致死亡.

麻醉剂可作为吸入或注射剂, 兽医必须决定使用什么程序才能执行。这个选择是基于许多方面, 包括: 程序的范围和持续时间, 物种和应变, 年龄和动物的生理状况.

通常使用的吸入麻醉剂类包括异氟醚、七氟醚和地氟醚等化合物。这些化合物可以方便地控制麻醉深度。在设备上有几个选项可以选择来管理吸入麻醉剂.

其中一个选择是响铃罐子, 应该使用在敞篷之下-和不在长凳-避免人员接触到麻醉剂气体。用陶瓷或塑料穿孔平台组装罐子, 在罐子的底部和平台之间创造一个空间。接着, 戴上防渗手套, 用麻醉剂浸透棉球, 放在平台下, 使其停留在罐子的底部。然后立即保护盖子, 以防止麻醉蒸气逃逸。将动物放在一边, 将盖子滑向一侧, 介绍动物并立即将其固定。随后, 观察活动和呼吸, 以确定麻醉深度, 并将动物暴露于吸入 效果 。请注意, 该平台作为屏障, 防止动物与液体麻醉剂直接接触.

响铃罐的另一种替代方法是与与氧气罐连接的精密汽化器机一起使用的感应室。第一步是确保汽化器充满适量的液体麻醉剂。下一步, 检查废气净化系统。如果它是通常使用的被动系统, 然后称量罐, 以确定它是否仍然有效。一般来说, 增加五十克以上的起始重量是一个点, 在这个容器的花费。下一步是组装感应室。确保输入是从蒸发器和输出的废气清除系统.

启动时, 将动物放入感应室并固定盖子。一旦动物是在会议厅, 首先开始的氧气流量以每分钟1公升的速度, 然后调整精确度汽化器设置到感应水平 3-4% 的异氟醚。象响铃罐子, 暴露动物到麻醉剂 起作用. 一旦动物完全麻醉, 将异氟醚关闭, 在轻轻地移除动物之前, 用氧气冲洗房间。这是为了防止人员接触麻醉剂气体.

麻醉诱导的另一种方法是通过鼻锥或口罩也连接到精密汽化器。然而, 因为麻醉气体有难闻的气味, 动物可能反对被掩没为归纳。此外, 由于抓得太紧, 还有导致窒息的危险。因此, 首选的方法是使用感应箱或钟罩来诱导麻醉, 然后用鼻锥进行维护。通常情况下, 装配是这样的, 锥和感应室都是连接到同一个蒸发器与一个开关之间的麻醉蒸汽传递从感应室到鼻锥, 反之亦然。麻醉后, 在房间里的动物, 安全它的脸在锥, 并切换到油管的开关, 以重定向气体流到鼻子锥。监测呼吸和确认动物放松后, 将麻醉剂降低到维持 0.5-1.5% 的水平。同时, 将眼部软膏应用于眼部, 防止角膜干燥.

用于注射麻醉剂, 混合氯胺酮和其他镇静剂或肌肉剂包括嗪和/或乙酰。使用这些化合物可以制备不同的组合。请参阅下面的文本以了解常用比率。请注意, 氯胺酮是一种受控物质, 因此所使用的量必须在受控的药物记录上注明, 而混合物必须有各自的受控物质记录。根据动物的种类、年龄和健康状况, 选择麻醉药的混合物和剂量, 并腹腔或注。通常, 注射和吸入麻醉剂用于联合手术麻醉.

现在您知道如何诱导 anesthe让 & #39 了解麻醉深度评估, 这是很重要的, 每10-30 分钟监测, 以确保在程序中的动物不会受到伤害。在啮齿目动物中有几种方法.

通常使用的方法是脚趾捏。伸展动物和 #39 的腿, 把脚趾间的带子隔离开来。然后用指甲或创伤钳牢牢地捏住区域。正面反射由腿的缩回或撤退表示。另一种方法是在尾部的尖端进行的尾部捏。阳性反应表现为抽搐或尾部运动。你也可以捏耳廓的尖端, 如果有晃动的头部或向前的胡须运动, 那么动物不是在外科手术平面的麻醉.

检查麻醉深度, 也可以触摸内侧眼角或眼内眼角, 以引起眼睑反射--由眨眼表示, 以响应眼睑的接触。即使有眼睑、胡须或明显增加的呼吸, 动物也不在麻醉的手术平面上.

最后, 你可以通过用戴手套的手指或棉花尖的涂抹器触摸角膜来检查角膜反射。闪烁表示正响应.

在评估麻醉深度时, 必须在站点间交替进行。使用相同的脚趾或耳朵反复捏将敏的区域和反应将被压抑, 而不是给出一个准确的麻醉深度评估.

除了这些物理刺激的评估方法外, 还应监测生理指标, 包括心率、呼吸速率、血压、粘膜颜色和毛细血管充盈时间。虽然一般的观察可以用来检测呼吸频率的变化, 利用心率进行深度评估, 但可以使用像心电图这样的专业设备。为了测量血压, 有各种各样的设备可以安装在尾部甚至整个身体。粘膜、眼睛、耳朵、嘴巴、鼻子、肛门、爪子和尾巴的颜色也可以显示麻醉深度。这些区域应该是粉红色的, 建议足够的呼吸和心率.

检查毛细管重填时间, 按下麻醉动物的耳廓, 并计算脱皮区域返回到粉红色颜色所需的秒数。这不应该超过1到2秒。延长的再填充时间表明心脏收缩的心率或强度降低, 表明动物可能是太深麻醉和接近死亡。将动物从麻醉中取出后, 除非在住房区持续监测, 否则不应将其送回住房设施, 直到从麻醉中恢复.

现在我们和 #39; 我了解了啮齿类麻醉诱导和维护的原理和程序, 让我们看看当今生物医学研究中常用的麻醉剂的一些应用.

可能最常用的啮齿动物麻醉是在手术之前和。例如, 在这里, 研究人员希望开发一种由脑内血栓形成引起的中风模型。为了达到这一目的, 他们在小鼠体内进行麻醉, 然后钻到头盖骨上, 形成一个薄薄的窗户。当这只动物还在服用镇静剂时, 这些科学家在循环中注入了光敏染料。接着, 他们借助激光通过钻孔的颅骨诱导活化, 导致颅内血管形成血块.

需要进行啮齿动物麻醉的另一个实例是进行生理分析。例如, 科学家经常在麻醉动物身上使用心电图电极来监测心脏活动。或者他们使用超声波探头来确定膈肌运动的速度, 以更准确地量化呼吸速率.

最后, 使用麻醉是强制性的, 当预生存 宫内 实验。例如, 在子宫内 电穿孔--一种方法, 其中怀孕的女性被麻醉, 一个切口, 以揭露发育中的胚胎, 和电极被用来诱导胚胎细胞摄取注射的遗传物质.

您刚刚观看了朱庇特和 #39; 关于麻醉管理和维护的视频。由于啮齿类麻醉促进了如此广泛的生物实验的执行, 因此, 每一位科学家都必须具备在整个实验中诱导和维持正确的麻醉深度的技巧。一如既往, 感谢收看!

Summary

正确使用麻醉药进行手术或其他潜在的痛苦的程序, 不仅对动物和 #39 的福祉至关重要, 而且对在过程中收集的科学数据的完整性也很重要。选择合适的麻醉团有很多变数。麻醉深度必须密切监测, 因为每个个体动物对药物的反应都不同。使用适当的麻醉和仔细的监测, 痛苦的程序可以完成, 没有疼痛和最小的生理变化的动物.

References

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正确选择手术麻醉药和其他可能的疼痛程序必须由兽医确定。这是基于许多方面, 包括程序的范围和持续时间, 物种和应变, 年龄, 和生理状况的动物.

麻醉剂可作为剂或注射。手术麻醉可以使用注射和吸入麻醉剂的组合来完成。 2

1。吸入麻醉诱导

吸入麻醉包括异氟醚、七氟醚和地氟醚, 其中最常用的是异氟醚。这些麻醉药使用更频繁, 因为, 与他们, 它是更容易控制麻醉深度。使用吸入麻醉剂进行麻醉的诱导可以用装有精密汽化器的钟罩或感应室来完成.

  1. 响铃 jar
    1. 设备: 带有陶瓷或塑料穿孔平台、棉球、液体麻醉剂 (异氟醚、七氟醚或地氟醚) 的钟罐或干燥罐, 以及通风到室外的油烟罩。
    2. 准备
      1. 在引擎盖下使用响铃 jar, 而不是在工作台上, 以避免人员暴露在麻醉气体中.
      2. 用底部的平台组装钟罩, 在 jar 的底部和平台之间创建一个空间。这是必要的, 以防止动物接触到液体麻醉剂.
      3. 戴腈手套或其他防渗手套, 用麻醉剂浸透棉球.
      4. 将棉球放在铃铛罐子的平台下.
      5. 将盖子固定在钟罩上以防止麻醉蒸气的逸出.
    3. 感应
      1. 将该动物的盖子滑向一侧, 将其置于响铃罐中.
      2. 一旦动物在罐子里, 就必须观察它的活动和呼吸以确定麻醉的深度.
      3. 该动物暴露于麻醉剂中, 使其生效.
      4. 一旦动物被完全麻醉, 将盖子滑向一侧, 留出足够的空间以允许引入一只手。抓住麻醉动物的尾巴、颈背或身体, 轻轻地将其从钟罐中取出.
  2. 精度气化
    精度气化可用于感应腔或口罩。麻醉机应在每个手术前检查。适当的麻醉应增加, 如果水平低。清理系统应检查, 以确保废气完全清除。对于被动式废气麻醉系统, 应权衡清理罐, 以确定其是否仍然有效。一般来说, 在起始重量超过50克的重量是一个点, 在这个时候, 罐是用。
    1. 设备
      1. 感应室、精密汽化器、废气清除装置 (被动或主动) 和液体麻醉剂 (由使用的汽化器类型确定的异氟醚、七氟醚或地氟醚).
    2. 准备
      1. 装配感应腔, 使输入来自汽化器, 输出到废气清除系统。
    3. 感应
      1. 将动物放入感应室。一些商会有一个滑动盖, 和其他有一个铰链盖闩锁.
      2. 一旦动物在室内, 氧气流就开始, 精确的汽化器在3-4 的感应水平上被打开, 用于异氟醚。较低的麻醉分娩水平将导致更长的诱导时间.
      3. 该动物暴露于麻醉剂中, 使其生效.
      4. 一旦动物完全麻醉, 在取出动物之前用氧气冲洗房间, 以防止人员接触麻醉气体。如果感应室被放在通风柜里, 在开口前用氧气冲洗是不必要的.
      5. 抓住麻醉动物的尾巴、颈背或身体, 然后轻轻地将其从枪膛中取出.
  3. 面罩
    1. 设备包括啮齿动物鼻锥或面罩、精密汽化器、废气清除装置 (被动或主动) 和液体麻醉剂 (异氟醚、七氟醚或地氟醚, 由类型使用的汽化器).
    2. 准备
      1. 组装鼻锥或面罩, 这样输入是从蒸发器, 输出是对废气清除系统.
      2. 啮齿类麻醉机通常有一个开关, 将麻醉蒸气从感应室输送到啮齿动物的鼻锥或面罩。确保这是正确设置鼻锥麻醉分娩.
    3. 感应
      1. 由于麻醉气体有难闻的气味, 许多动物会反对被蒙面诱导。首选的方法是使用的感应框, 其次是维修与鼻锥。一旦动物和 #39 的鼻子或脸是安全的面具, 氧气流开始和精密汽化器打开在感应水平5的异氟醚。较低的麻醉分娩水平将导致更长的诱导时间和增加挣扎的动物.
      2. 这是当务之急, 动物的呼吸监测, 因为太坚定的掌握在诱导可能导致窒息.
      3. 一旦动物开始放松, 鼻子或脸部就可以在鼻锥或面罩上进行调整, 一旦完全放松, 麻醉药品的交付就会降到 1.5-0.5 的水平.

2。注射用麻醉药诱导麻醉

注射麻醉剂主要是氯胺酮和镇静剂或肌肉剂的混合物.

常见的组合为: 1) 啮齿动物鸡尾酒, 由氯胺酮 (100 毫克/毫升)、嗪 (20 毫克/毫升)、乙酰 (10 毫克/毫升) 和无菌盐水 (0.9% 氯化钠) 组成;2) 氯胺酮/嗪 2:1, 由氯胺酮 (100 毫克/毫升)、嗪 (20 毫克/毫升) 和无菌盐水 (0.9% 氯化钠) 组成;和 3) 氯胺酮/嗪鼠混合, 其中包括氯胺酮 (100 毫克/毫升), 嗪 (20 毫克/毫升), 和无菌生理盐水 (0.9% 氯化钠). 和 #160; 当使用氯胺酮/嗪组合, 促进只应该做与氯胺酮, 而不是嗪, 由于半衰期这些药. 和 #160; #160;

将氯胺酮与镇静剂和/或肌肉松弛的结合, 需要准备作为一个股票的解决方案, 从中可以抽取个人剂量。试剂必须精确测量, 用无菌生理盐水稀释, 以确保适当的剂量被管理的动物。由于氯胺酮是一种受控物质, 因此, 从瓶子中所使用的数量必须在 a 和 #34 上注明; 受控的药物记录和 #34; 和混合物必须有个人和 #34; 受控物质日志. #34; 当准备混合物时, 慢慢地加入氯胺酮瓶子, 因为它倾向于泡沫, 如果注入的力量。一种无菌塞20毫升瓶用于混合物。瓶子必须正确标明化合物的名称, 日期混合, 到期日期, 氯胺酮批号 (因为它是一个受控物质), 和建议的剂量。到期日可由配料的日期确定, 以最快的时间届满 (取决于设施/状态的规则/准则)。为了准确记录氯胺酮, 必须权衡空瓶和填充瓶。然后, 重量必须记录在标签上的混合物和单独的控制物质的记录表, 为每个瓶子准备。将氯胺酮混合物储存在黑暗、温度控制的区域以保持效力.

  1. 制备啮齿动物鸡尾酒
    1. 麻醉液制备设备包括3毫升注射器、12毫升注射器、22克 x 1 和 #34; 针头、1.8 毫升氯胺酮注射剂100毫克/毫升, 1.8 cc 的嗪注射20毫克/毫升, 0.6 cc 的乙酰注射10毫克/毫升, 15.8 毫升无菌生理盐水注射, 和麻醉标签.
    2. 抽取15.8 毫升无菌盐水, 并将其注入瓶中。使用12毫升注射器和3毫升注射器, 并消除气泡的准确测量.
    3. 将氯胺酮、嗪和乙酰添加到瓶子中.
  2. 啮齿动物鸡尾酒的感应
    1. 一般来说, 鼠类鸡尾酒用于小鼠麻醉。由于成年大鼠对鼠类鸡尾酒的反应不同, 它最好在5周龄大鼠中使用。啮齿类鸡尾酒可以与吸入麻醉一起使用, 特别是在大鼠体内.
    2. 啮齿类动物鸡尾酒通常根据重量给老鼠, 使用以下演算: (BW x 10)-50 = 升啮齿目动物鸡尾酒被给。这将根据应变、年龄和健康状况而有所不同.
    3. 此解决方案仅提供腹腔。如果注射注, 在组织中会有严重的反应.
  3. 准备氯胺酮/嗪 2:1
    1. 准备麻醉液的设备包括3毫升注射器, 22 克 x 1 和 #34; 针头, 10 毫升氯胺酮注射100毫克/毫升, 5 cc 的嗪注射20毫克/毫升, 无菌塞20毫升瓶和麻醉标签.
    2. 将氯胺酮和嗪添加到瓶子中.
  4. 感应
    1. 氯胺酮/嗪2:1 用于大鼠的麻醉, 并可与吸入麻醉结合使用。
    2. 氯胺酮/嗪2:1 通常是从0.3 毫升的剂量开始, 并增加了0.02 毫升与随后的麻醉事件。这将根据应变、年龄和健康状况而有所不同.
    3. 氯胺酮/嗪2:1 只给予注.
  5. 准备氯胺酮/嗪鼠标混合
    1. 氯胺酮/嗪小鼠混合麻醉液的配制设备包括3毫升注射器、22克 x 1 和 #34; 针头、3.6 毫升氯胺酮注射液100毫克/毫升, 0.4 cc嗪注射20毫克/毫升, 16 毫升无菌生理盐水 (0.9% NaCl), 无菌塞 20 ml 瓶, 和麻醉标签.
    2. 将氯胺酮和嗪添加到瓶子中, 使9:1 的氯胺酮溶液嗪.
    3. 将盐水添加到瓶子中, 导致1:4 的氯胺酮/嗪9:1 的混合物变成盐水.
  6. 氯胺酮/嗪鼠标混合的感应
    1. 氯胺酮/嗪小鼠混合也可与吸入麻醉结合使用。
    2. 氯胺酮/嗪小鼠混合一般给予小鼠根据重量, 使用以下计算: (BW x 10)-50 = 升氯胺酮/嗪鼠标混合给出。这将根据应变、年龄和健康状况而有所不同.
    3. 氯胺酮/嗪鼠混合可以给腹腔.

3。麻醉评估

麻醉深度可以通过测试对各种刺激的反应来评估。自愿运动将由身体的身体刺激产生。有关用于麻醉深度评估的物理方法的列表, 请参见表 1.

方法 过程 响应
脚趾夹 扩展腿并隔离脚趾.这一地区被牢牢地捏使用指甲或创伤钳. 正面反射通过腿的缩回或撤退表明脚。如果有腿部或身体运动, 发声, 或明显增加的呼吸, 动物不是在外科手术的麻醉平面上.
尾部捏 尾尖用手指或创伤钳夹住. 阳性反应通过尾巴的抽动或移动来表示。如果有尾巴的运动, 发声, 或有明显增加的呼吸, 动物就不是在手术的麻醉平面上.
耳掐 使用手指或创伤钳, 捏耳廓的尖端. 正面的反应是摇动头部或向前的胡须运动。如果有头部的运动, 胡须, 发声, 或明显增加的呼吸, 该动物不是在一个外科手术平面的麻醉.
眼睑反射 使用指尖, 触摸眼睛的内侧眼角 (内部角)。 一个积极的反射是由眨眼表示的反应, 以触摸眼睑。如果有眼睑的运动, 胡须, 或明显增加的呼吸, 该动物不是在一个外科手术平面的麻醉.
角膜反射 使用棉签, 轻轻触摸角膜 (眼球)。 闪烁表示正响应。如果有眼睑的运动, 胡须, 或明显增加的呼吸, 该动物不是在一个足够深的手术麻醉的平面.

表 1. 用于评估麻醉深度的物理刺激方法。 2

生理指标, 如心率、呼吸率、血压、粘膜颜色、毛细血管充盈时间也应使用。虽然一般的观察可以用来检测动物的呼吸率的变化, 利用心率, 或血压进行深度评估, 需要专门的设备。如果有心电图, 心率和心跳的强度可以测量。为了测量血压, 有各种各样的装置安装在尾部甚至整个身体。如表1所述的物理刺激将导致所有这些参数中的三增加.

粘膜, 眼睛, 耳朵, 嘴巴, 鼻子, 肛门的颜色, 和-在较小程度上-观察爪子和尾巴的变化。区域应该是粉红色的, 表示充分的呼吸作用和心脏功能。当动物移动到阶段 IV 麻醉, 呼吸停止, 导致青紫-由蓝色或灰色表明-对黏膜和周围的皮肤.

毛细管重填时间定义为颜色返回到外部毛细管床的时间量, 因为在该区域施加压力后, 它已经被漂白。在麻醉动物的牙龈、耳廓或指甲床上按压涂抹棒或手指。脱皮区域返回粉红色的秒数不应该更多。1-2 秒延长的再填充时间表明心脏收缩的心率或强度降低, 表明动物可能是太深麻醉和接近死亡.

重要的是要利用几个不同的参数来评估麻醉深度。使用相同的脚趾或耳朵反复捏将敏的区域, 和反应将被压抑, 而不是给一个准确的评估麻醉深度。使用备用站点进行脚趾和耳箍评估。麻醉深度应每10-30 分钟在整个手术中重新评估。 2

研究表明, 在麻醉动物中有心肺的变化。当麻醉与注射药物, 动物体验稳定的呼吸率;然而, 它们显示出心脏输出的变异性。对注射麻醉剂的反应在不同菌株之间有很大的差异, 因此很难对其剂量进行标准化。 7 吸入剂倾向于降低呼吸速率, 但对心血管系统的影响较小。由于吸入麻醉的剂量很容易在整个过程中进行调整, 因此通常是首选方法.

麻醉诱导和维护是接受任何形式的外科手术的实验动物的兽医护理的一个组成部分。麻醉的目的是充分地固定动物和减轻所有的疼痛感觉。除了感应外, 还需要精确和恒定的监测, 以便在整个过程中安全地保持正确的麻醉深度.

在本视频中, 我们将首先简要讨论啮齿类动物麻醉的水平, 以及一个应该达到的阶段。接下来, 我们将审查不同的归纳和维护方法, 各种方法, 以确保动物总是在理想的麻醉阶段, 最后一些现实世界的实验, 涉及使用不同的麻醉剂, 为各种目的.

让与 #39; s 从讨论级别开始。有四阶段的麻醉和四架飞机在三阶段或手术阶段.

在第一阶段, 动物就会迷失方向。第二阶段是以不规则的呼吸速率和失扶正反射为标志。在三阶段的第一个平面上, 眼睑和吞咽反应是缺席的。在第二个平面中, 喉和角膜反射失去了。直到这一点, 麻醉剂并没有导致健忘或镇痛.

在平面三中, 健忘症和镇痛的进展从部分到完整, 动物完全麻醉为外科手术。平面三也是由肋间肌肉麻痹的标志, 这导致膈呼吸是浅呼吸。在飞机四, 该动物已经过量, 并可以迅速进入四阶段, 那里有完全瘫痪的肋间肌肉和隔膜, 这可能导致呼吸骤停, 并最终导致死亡.

麻醉剂可作为吸入或注射剂, 兽医必须决定使用什么程序才能执行。这个选择是基于许多方面, 包括: 程序的范围和持续时间, 物种和应变, 年龄和动物的生理状况.

通常使用的吸入麻醉剂类包括异氟醚、七氟醚和地氟醚等化合物。这些化合物可以方便地控制麻醉深度。在设备上有几个选项可以选择来管理吸入麻醉剂.

其中一个选择是响铃罐子, 应该使用在敞篷之下-和不在长凳-避免人员接触到麻醉剂气体。用陶瓷或塑料穿孔平台组装罐子, 在罐子的底部和平台之间创造一个空间。接着, 戴上防渗手套, 用麻醉剂浸透棉球, 放在平台下, 使其停留在罐子的底部。然后立即保护盖子, 以防止麻醉蒸气逃逸。将动物放在一边, 将盖子滑向一侧, 介绍动物并立即将其固定。随后, 观察活动和呼吸, 以确定麻醉深度, 并将动物暴露于吸入 效果 。请注意, 该平台作为屏障, 防止动物与液体麻醉剂直接接触.

响铃罐的另一种替代方法是与与氧气罐连接的精密汽化器机一起使用的感应室。第一步是确保汽化器充满适量的液体麻醉剂。下一步, 检查废气净化系统。如果它是通常使用的被动系统, 然后称量罐, 以确定它是否仍然有效。一般来说, 增加五十克以上的起始重量是一个点, 在这个容器的花费。下一步是组装感应室。确保输入是从蒸发器和输出的废气清除系统.

启动时, 将动物放入感应室并固定盖子。一旦动物是在会议厅, 首先开始的氧气流量以每分钟1公升的速度, 然后调整精确度汽化器设置到感应水平 3-4% 的异氟醚。象响铃罐子, 暴露动物到麻醉剂 起作用. 一旦动物完全麻醉, 将异氟醚关闭, 在轻轻地移除动物之前, 用氧气冲洗房间。这是为了防止人员接触麻醉剂气体.

麻醉诱导的另一种方法是通过鼻锥或口罩也连接到精密汽化器。然而, 因为麻醉气体有难闻的气味, 动物可能反对被掩没为归纳。此外, 由于抓得太紧, 还有导致窒息的危险。因此, 首选的方法是使用感应箱或钟罩来诱导麻醉, 然后用鼻锥进行维护。通常情况下, 装配是这样的, 锥和感应室都是连接到同一个蒸发器与一个开关之间的麻醉蒸汽传递从感应室到鼻锥, 反之亦然。麻醉后, 在房间里的动物, 安全它的脸在锥, 并切换到油管的开关, 以重定向气体流到鼻子锥。监测呼吸和确认动物放松后, 将麻醉剂降低到维持 0.5-1.5% 的水平。同时, 将眼部软膏应用于眼部, 防止角膜干燥.

用于注射麻醉剂, 混合氯胺酮和其他镇静剂或肌肉剂包括嗪和/或乙酰。使用这些化合物可以制备不同的组合。请参阅下面的文本以了解常用比率。请注意, 氯胺酮是一种受控物质, 因此所使用的量必须在受控的药物记录上注明, 而混合物必须有各自的受控物质记录。根据动物的种类、年龄和健康状况, 选择麻醉药的混合物和剂量, 并腹腔或注。通常, 注射和吸入麻醉剂用于联合手术麻醉.

现在您知道如何诱导 anesthe让 & #39 了解麻醉深度评估, 这是很重要的, 每10-30 分钟监测, 以确保在程序中的动物不会受到伤害。在啮齿目动物中有几种方法.

通常使用的方法是脚趾捏。伸展动物和 #39 的腿, 把脚趾间的带子隔离开来。然后用指甲或创伤钳牢牢地捏住区域。正面反射由腿的缩回或撤退表示。另一种方法是在尾部的尖端进行的尾部捏。阳性反应表现为抽搐或尾部运动。你也可以捏耳廓的尖端, 如果有晃动的头部或向前的胡须运动, 那么动物不是在外科手术平面的麻醉.

检查麻醉深度, 也可以触摸内侧眼角或眼内眼角, 以引起眼睑反射--由眨眼表示, 以响应眼睑的接触。即使有眼睑、胡须或明显增加的呼吸, 动物也不在麻醉的手术平面上.

最后, 你可以通过用戴手套的手指或棉花尖的涂抹器触摸角膜来检查角膜反射。闪烁表示正响应.

在评估麻醉深度时, 必须在站点间交替进行。使用相同的脚趾或耳朵反复捏将敏的区域和反应将被压抑, 而不是给出一个准确的麻醉深度评估.

除了这些物理刺激的评估方法外, 还应监测生理指标, 包括心率、呼吸速率、血压、粘膜颜色和毛细血管充盈时间。虽然一般的观察可以用来检测呼吸频率的变化, 利用心率进行深度评估, 但可以使用像心电图这样的专业设备。为了测量血压, 有各种各样的设备可以安装在尾部甚至整个身体。粘膜、眼睛、耳朵、嘴巴、鼻子、肛门、爪子和尾巴的颜色也可以显示麻醉深度。这些区域应该是粉红色的, 建议足够的呼吸和心率.

检查毛细管重填时间, 按下麻醉动物的耳廓, 并计算脱皮区域返回到粉红色颜色所需的秒数。这不应该超过1到2秒。延长的再填充时间表明心脏收缩的心率或强度降低, 表明动物可能是太深麻醉和接近死亡。将动物从麻醉中取出后, 除非在住房区持续监测, 否则不应将其送回住房设施, 直到从麻醉中恢复.

现在我们和 #39; 我了解了啮齿类麻醉诱导和维护的原理和程序, 让我们看看当今生物医学研究中常用的麻醉剂的一些应用.

可能最常用的啮齿动物麻醉是在手术之前和。例如, 在这里, 研究人员希望开发一种由脑内血栓形成引起的中风模型。为了达到这一目的, 他们在小鼠体内进行麻醉, 然后钻到头盖骨上, 形成一个薄薄的窗户。当这只动物还在服用镇静剂时, 这些科学家在循环中注入了光敏染料。接着, 他们借助激光通过钻孔的颅骨诱导活化, 导致颅内血管形成血块.

需要进行啮齿动物麻醉的另一个实例是进行生理分析。例如, 科学家经常在麻醉动物身上使用心电图电极来监测心脏活动。或者他们使用超声波探头来确定膈肌运动的速度, 以更准确地量化呼吸速率.

最后, 使用麻醉是强制性的, 当预生存 宫内 实验。例如, 在子宫内 电穿孔--一种方法, 其中怀孕的女性被麻醉, 一个切口, 以揭露发育中的胚胎, 和电极被用来诱导胚胎细胞摄取注射的遗传物质.

您刚刚观看了朱庇特和 #39; 关于麻醉管理和维护的视频。由于啮齿类麻醉促进了如此广泛的生物实验的执行, 因此, 每一位科学家都必须具备在整个实验中诱导和维持正确的麻醉深度的技巧。一如既往, 感谢收看!

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