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Induction et maintien de l’anesthésie

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Considerations for Rodent Surgery

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Rodent Identification II

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Rodent Identification II

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Induction et maintien de l’anesthésie

Overview

source : Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR ; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Université de Notre Dame, IN

le Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire (" The Guide ") stipule que l’évaluation et l’atténuation de la douleur font partie intégrante de la vétérinaire aux soins des animaux de laboratoire. ¹ la définition de l’anesthésie est la perte de sensation ou de sentiment. C’est un événement dynamique impliquant des changements en profondeur anesthésique en ce qui concerne un animal ' métabolisme s, stimulation chirurgicale ou variations dans l’environnement extérieur.

Principles

contrôle précis et constant de l’anesthésie est nécessaire pour maintenir en toute sécurité la profondeur nécessaire pour une procédure. Les paramètres à surveiller comprennent la fréquence cardiaque, fréquence respiratoire, température corporelle et oxygène sanguin. Pour les rats et les souris, aucun de ces paramètres sont facilement surveillés en raison de ces animaux ' petites tailles. Parce que la fréquence cardiaque chez les rongeurs est si rapide, le stéthoscope normalement utilisé pour l’auscultation est insuffisant pour capturer une fréquence cardiaque précise. Le stéthoscope permet seulement de détecter la présence ou l’absence d’un battement de coeur. Le rythme cardiaque normal pour une souris est 328-780 battements par minute, alors que le taux normal pour un rat est de 250 à 600 battements par minute. Les taux respiratoires chez les rongeurs sont aussi élevées au-dessus de ce qui peut être compté avec précision à l’aide de méthodes visuelles ou lors de l’auscultation. La fréquence respiratoire normale pour une souris est 90-220 respirations par minute, et pour le rat, cette valeur est 66-144 respire par minute. Pour déterminer avec précision une fréquence cardiaque et la fréquence respiratoire, équipement de surveillance électronique spécialisé est nécessaire. Les capteurs sont soit chirurgicalement implanté dans l’animal, ou placé à l’extérieur et interagir avec la plateforme de surveillance sur lequel est placée l’animal. ^3,4

la cause la plus fréquente de décès liés à l’anesthésie chez les rongeurs est dû à l’hypothermie. Les rongeurs ont une surface importante au rapport de masse de corps. En outre, un animal anesthésié perd sa capacité à frissonner pour maintenir la température du corps. Ainsi, la surveillance de la température du corps et de la chaleur complétée, comme un coussin chauffant, sont essentiels lors d’interventions chirurgicales de survie. La température normale du corps pour une souris est de 96,6-99,7 ° F (35,8-37,4 ° C) ⁵ et pour un rat est de 96,6-99,5 ° F (35,9 à 37,5 ° C). ⁵ la plupart des thermomètres ont été conçus pour des animaux plus gros et inspire de ceux utilisés pour les humains. Thermomètres à mercure ont été largement remplacés par des versions numériques et électroniques. Bien que les thermomètres numériques et électroniques ont été décrits comme exactes lorsqu’il est utilisé par voie rectale, oralement et dans l’oreille, leur taille ne convient pas pour les petits rongeurs. Sondes rectales conçu spécialement pour les souris et les rats sont disponibles dans le commerce, et leur usage est encouragé.

niveaux d’oxygénation sanguine sont utilisées pour évaluer l’absorption d’oxygène adéquate dans les poumons, ce qui entraîne la concentration appropriée d’oxygène dans un rongeur ' sang artériel s. Suivi de la consommation d’oxygène aussi indirectement surveille la respiration et ventilation, comme il le révèle si il y a inspiration adéquate d’oxygène et l’expiration des gaz résiduaires. La fréquence cardiaque est également impliquée dans l’oxygénation du sang, car une diminution de la fréquence cardiaque se traduira par une réduction des teneurs en oxygène, qui pourraient causer une perfusion insuffisante du sang. ⁶

le but de l’anesthésiste est à immobiliser et atténuer toutes les sensations de douleur pour l’animal avec la plus faible dose ou concentration de l’anesthésie. Évaluer correctement la profondeur de l’anesthésie est nécessaire pour atteindre cet objectif. Il y a quatre stades de l’anesthésie et quatre avions dans la phase chirurgicale de l’anesthésie. Au cours de la première étape, l’animal devient désorienté. Dans la deuxième étape, il y a une phase excitatoire avec un taux de respiration irrégulière, y compris le souffle tenant dans certaines souches de souris et de rats. Le réflexe de redressement-c'est-à-dire la capacité de faire reculer lorsqu’il est placé dans une position dorsale-est également perdue.

troisième phase est la phase chirurgicale de l’anesthésie. Dans l’avion j’ai, les réflexes palpébrales et déglutition sont absents. Réflexes laryngés et cornéens sont perdus dans le plan II. Avec des avions I et II, il n’y a aucune amnésie ou effets analgésiques ; ainsi, l’animal doit atteindre avion III avant le début d’une intervention chirurgicale. Avion III crée la paralysie des muscles intercostaux qui se traduit par la respiration diaphragmatique. Bien qu’initialement à l’avion III il y a seulement partielle analgésie, il progresse pour compléter l’amnésie et l’analgésie, alors que le niveau de l’anesthésie s’intensifie. C’est à ce niveau que l’animal est totalement anesthésié pour une opération chirurgicale. Au IV de l’avion, l’animal a été fait une overdose et peut rapidement segue en stade IV.

alors que le niveau d’anesthésie plus s’intensifie, il y a des complications qui peuvent entraîner la mort de l’animal. Au stade IV, il y a une paralysie complète des fois les muscles intercostaux et le diaphragme, ce qui provoque une apnée sévère. Cela se traduit par l’arrêt respiratoire, paralysie médullaire, effondrement vasomoteur et finalement la mort. Les pupilles se dilatent, restant fixe dans une dilatation, alors que les muscles se relâchent.

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Procedure

du choix approprié des anesthésiques pour la chirurgie et autres procédures potentiellement douloureux doit être déterminé par un vétérinaire. Ceci est basé sur nombreux aspects, y compris l’étendue et la durée de la procédure, les espèces et variétés, l’âge et l’état physiologique de l’animal.

anesthésiques sont disponibles comme substances inhalées ou injectables. L’anesthésie chirurgicale peut être accompli en utilisant une combinaison d’anesthésiques injectables et inhalants. ²

1. Induction de l’anesthésie inhalant

Inhalant anesthésie comprend l’isoflurane, sevoflurane et desflurane, avec l’isoflurane utilisé plus couramment. Ces anesthésiques sont utilisés plus souvent parce que, avec eux, c’est plus facile de contrôler la profondeur de l’anesthésie. Induction de l’anesthésie à l’aide d’anesthésiques par inhalation peut être accomplie avec une cloche de verre ou une chambre à induction qui est munie d’un vaporisateur précision.

Cloche
1. matériel : une cloche de verre ou un bocal de dessiccation avec une plate-forme perforée en céramique ou en plastique, une boule de coton, un liquide anesthésique (isoflurane, sevoflurane ou desflurane) et une hotte vers l’extérieur.
2. Préparation
  1. utiliser la cloche sous un capot et pas sur le banc, pour éviter l’exposition du personnel aux gaz anesthésiques.
  2. Monter la cloche avec la plate-forme en bas, créant un espace entre le fond du bocal et la plate-forme. Cela est nécessaire pour empêcher l’animal d’entrer en contact avec liquide anesthésique.
  3. Gants nitrile Wearing ou autres gants imperméables, saturer le tampon d’ouate avec un anesthésique.
  4. Placer la boule de coton sous la plate-forme dans la cloche de verre.
  5. Fixer le couvercle de la cloche de verre pour éviter l’échappement de la vapeur anesthésique.
3. Induction
  1. Placer l’animal dans la cloche en poussant le couvercle sur le côté.
  2. Une fois que l’animal est dans le pot, il sera nécessaire d’observer son activité et la respiration pour déterminer la profondeur de l’anesthésie.
  3. L’animal est exposé à l’anesthésie, à effet.
  4. Une fois que l’animal est complètement anesthésié, glissez le couvercle d’un côté, laissant un espace suffisant pour permettre l’introduction d’une main. Saisir la queue, peau du cou ou corps de l’animal anesthésié et retirer doucement de la cloche de verre.
Vaporisateurs de précision
vaporisateurs de précision peuvent être utilisés avec une chambre à induction ou un masque facial. La machine d’anesthésie doit être inspectée avant chaque intervention. L’anesthésie correcte devrait être ajoutée si les niveaux sont faibles. Le système de nettoyage doit être vérifié pour s’assurer que les gaz résiduaires sont entièrement retirés. Pour les systèmes d’anesthésie passive effluents gazeux, la cartouche de nettoyage doit être pesée pour déterminer si elle est toujours en vigueur. En règle générale, une augmentation de poids de 50 grammes au-dessus du poids de départ est le point où la cuve est passée.
1. Matériel
  1. une chambre à induction, un vaporisateur de précision, un gaz résiduaires d’unité (passive ou active) et un liquid anesthésique (isoflurane, sevoflurane ou desflurane, tel que déterminé par le type de vaporisateur en cours d’utilisation).
2. Préparation
  1. assembler la chambre induction telle que l’entrée n’est le vaporisateur et la sortie est pour le gaz résiduel nettoyage système.
3. Induction
  1. Placer l’animal dans la chambre de l’induction. Certaines chambres ont un couvercle coulissant, et d’autres ont un couvercle à charnière qui s’enclenche.
  2. Une fois l’animal est dans la chambre, le débit d’oxygène est démarré et le vaporisateur de précision est mis en marche à un niveau d’induction de 3-4 pour l’isoflurane. Des niveaux inférieurs de livraison anesthésique seront traduira par un plus long temps d’induction.
  3. L’animal est exposé à l’anesthésie, à effet.
  4. Une fois que l’animal est complètement anesthésié, rincer la chambre avec de l’oxygène avant d’enlever l’animal pour éviter l’exposition du personnel aux gaz anesthésiques. Si la chambre d’induction est placée dans une hotte aspirante, un rinçage avec de l’oxygène n’est pas nécessaire de purger l’anesthésie de la chambre avant ouverture.
  5. Saisir la queue, peau du cou ou corps de l’animal anesthésié et retirer doucement de la chambre de.
Masque
1. l’équipement comprend un cône de nez rongeur ou masque, un vaporisateur de précision, un gaz résiduaires d’unité (passive ou active) et un liquide anesthésique (isoflurane, sevoflurane ou desflurane, tel que déterminé par le type vaporisateur en usage).
2. Préparation
  1. assembler la coiffe ou masquer telle que l’entrée n’est le vaporisateur, et la sortie est pour le gaz résiduel nettoyage système.
  2. Rongeur machines anesthésiques ont souvent un toggle pour basculer la livraison vapeur anesthésique de la chambre de l’induction au masque ou rongeur coiffe. Assurez-vous que c’est correctement définie pour coiffe anesthésique.
3. Induction
  1. comme les gaz anesthésiques ont une odeur désagréable, beaucoup d’animaux s’opposera à être masqué pour l’induction. La méthode recommandée consiste à utiliser la boîte de l’induction suivie d’entretien avec le cône de nez. Une fois l’animal ' nez s ou le visage est solidement dans le masque, le débit d’oxygène est démarré et le vaporisateur de précision est mis en marche à un niveau d’induction de 5 pour l’isoflurane. Des niveaux inférieurs de livraison anesthésique seront traduira par un plus long temps d’induction et une augmentation du mal par l’animal.
  2. Il est impératif que l’animal soit contrôlé pour la respiration, car trop ferme une connaissance durant l’induction peut entraîner une asphyxie.
  3. Dès que l’animal commence à se détendre, le nez ou le visage peut être ajustée dans le cône de nez ou le masque et la livraison anesthésique est réduite à un niveau de maintenance de 1,5 à 0,5 pour l’isoflurane lorsqu’on atteint une relaxation complète.

2. Induction de l’anesthésie à l’aide d’anesthésiques injectables

anesthésiques injectables sont principalement un mélange de kétamine et de sédatifs ou de muscle relaxers.

les combinaisons courantes sont : 1) rongeur Cocktail, qui se compose de kétamine (100 mg/ml), la xylazine (20 mg/ml), acépromazine (10 mg/ml) et du sérum physiologique stérile (0,9 % NaCl) ; 2) kétamine/xylazine 2:1, qui se compose de kétamine (100 mg/ml) et de xylazine (20 mg/ml) solution saline stérile (0,9 % NaCl) ; et 3) kétamine/xylazine souris Mix, qui se compose de kétamine (100 mg/ml) et de xylazine (20 mg/ml) solution saline stérile (0,9 % NaCl). Lorsque vous utilisez la liste déroulante kétamine/xylazine, stimuler ne doit se faire avec la kétamine uniquement, pas de xylazine, en raison de la demi-vie de ces drogues.

la combinaison de la kétamine avec des sédatifs et/ou des myorelaxants doit être préparé comme une solution-mère d'où on peuvent tirer des doses individuelles. Les agents doivent être précisément mesurés et diluées avec du sérum physiologique stérile pour s’assurer que des doses appropriées sont administrées aux animaux. Parce que la kétamine est une substance réglementée, le montant utilisé des bouteilles doit être remarqué sur un " journal de drogue contrôlée, " et les mélanges doivent avoir individuels " Substance contrôlée journaux. " lors de la préparation de mélanges, ajouter la kétamine lentement au bouteille, car il a tendance à mousser s’il est injecté avec force. Une bouteille stérile bouché 20 ml est utilisée pour le mélange. Les bouteilles doivent être correctement étiquetés avec le nom de ces composés, la date mixé, la date d’expiration, le numéro de lot de kétamine (comme c’est une substance contrôlée) et le dosage suggéré. La date d’expiration peut être déterminée par la date de l’ingrédient plus tôt à l’expiration (selon les règles et lignes directrices de l’installation/État). Pour la tenue de registres exact de la kétamine, la bouteille vide et la bouteille remplie doivent être pesés. Ensuite, les poids doivent figurer sur l’étiquette du mélange et sur la fiche individuelle de Substance contrôlée Log qui est établie pour chaque bouteille. Stocker des mélanges de kétamine dans une zone sombre, à température contrôlée pour maintenir la puissance.

Préparation de rongeur Cocktail
1. équipement pour la préparation de la solution anesthésique inclut 3 seringues de cc, 12 cc seringue, 22 g x 1 " aiguilles, 1.8 cc de kétamine injectable 100 mg/ml, 1.8 cc de xylazine injectable 20 mg/ml, 0,6 cc d’acépromazine injectable 10 mg/ml, 15,8 cc de sérum physiologique stérile pour injection et d’une étiquette anesthésique.
2. Tirage jusqu'à 15,8 cc de sérum physiologique stérile et l’injecte dans la bouteille. Utilisez la seringue cc 12 et une seringue cc 3 et éliminer les bulles d’air pour des mesures précises.
3. Ajoute la bouteille de la kétamine, xylazine et acepromazine.
Induction de rongeur Cocktail
1. en général, Cocktail rongeur est utilisé pour l’anesthésie de la souris. En raison de la variation en réponse aux rongeurs Cocktail chez des rats adultes, il est mieux utilisé chez les rats âgés de moins de 5 semaines. Cocktail de rongeur peut être utilisé en conjonction avec l’anesthésie par inhalation, surtout chez les rats.
2. Cocktail rongeur est généralement administré à des souris selon leur poids, selon le calcul suivant : (BW x 10) - 50 = microlitres Cocktail rongeur à donner. Cela variera selon le statut de souche, âge et santé.
3. Cette solution est donnée uniquement par voie intrapéritonéale. S’il est injecté par voie intramusculaire, il peut y avoir une réaction sévère dans les tissus.
Préparation de kétamine/xylazine 2:1
1. Equipements pour la preparation de la solution anesthésique inclut 3 seringues de cc, 22 g x 1 " aiguilles, 10 cc de kétamine injectable 100 mg/ml, 5 cc de xylazine injectable 20 mg/ml, un stérile 20 bouché bouteille ml et une étiquette anesthésique.
2. Ajoute la bouteille de la kétamine et xylazine.
Induction
1. kétamine/xylazine 2:1 est utilisé pour l’anesthésie pour les rats et peut être utilisé en conjonction avec l’anesthésie par inhalation.
2. 2:1 de kétamine/xylazine est généralement donné commençant par une dose de 0,3 cc et a augmenté de 0,02 cc avec les événements subséquents anesthésiques. Cela variera selon le statut de souche, âge et santé.
3. Kétamine/xylazine 2:1 est administré uniquement par voie intramusculaire.
Préparation de kétamine/xylazine souris Mix
1. équipement de kétamine/xylazine souris Mix requis pour la préparation de la solution anesthésique comprend 3 seringues de cc, 22 g x 1 " aiguilles, 3.6 cc de kétamine injectable 100 mg/ml, 0,4 cm xylazine injectable 20 mg/ml, 16 cc physiologique (0,9 % NaCl), une bouteille stérile bouché 20 ml et une étiquette anesthésique.
2. Ajouter la kétamine et xylazine dans le flacon, qui en fait une solution 9:1 de la kétamine à xylazine.
3. Ajouter la solution saline dans le flacon, résultant dans un mélange de 1:4 de kétamine/xylazine 9:1 à saline.
Induction de kétamine/xylazine souris Mix
1. mélange de kétamine/xylazine souris peut également être utilisé en conjonction avec l’anesthésie par inhalation.
2. Mélange de kétamine/xylazine souris est généralement administré à des souris selon leur poids, selon le calcul suivant : (BW x 10) - 50 = microlitres kétamine/xylazine Mix souris à donner. Cela variera selon le statut de souche, âge et santé.
3. Mélange de kétamine/xylazine souris peut être administré par voie intrapéritonéale.

3. Évaluation de l’anesthésie

profondeur anesthésique peut être évaluée par des essais de la réponse à divers stimuli. Mouvement volontaire entraînera des stimuli physiques du corps. Voir le tableau 1 pour une liste de méthodes physiques utilisés pour l’évaluation de la profondeur anesthésique.

Réflexe de positif A

méthode	procédure	réponse
Toe pincer	allonger la jambe et isoler la sangle entre le les orteils. Ce domaine est pincé fermement en utilisant soit les ongles ou une pince atraumatique.	est indiqué par la rétraction de la jambe ou le retrait du pied. L’animal n’est pas sur un plan chirurgical de l’anesthésie s’il y a mouvement de jambe ou de corps, vocalisation ou augmentation marquée des respirations.
Queue pincer	la pointe de la queue se coince en utilisant soit les doigts ou une pince atraumatique.	Une réaction positive est indiquée par les secousses ou mouvement de la queue. L’animal n’est pas sur un plan chirurgical de l’anesthésie s’il y a mouvement de la queue, vocalisation ou une augmentation marquée en respirations.
Oreille pincer	en utilisant les doigts ou une pince atraumatique, pincez l’extrémité de la Penne.	Une réaction positive secoue la tête ou le mouvement des moustaches vers l’avant. Si il y a mouvement de la tête, les moustaches, les vocalisation, ou marqué d’augmentation de la respiration, l’animal n’est pas sur un plan chirurgical de l’anesthésie.
Palpébrale réflexe	bout du doigt, toucher le canthus médial (coin interne) de le œil.	A réflexe positif est indiqué par un clignotement en réponse à toucher les paupières. Si il y a mouvement des paupières, moustaches, ou marqué d’augmentation de la respiration, l’animal n’est pas sur un plan chirurgical de l’anesthésie.
Réflexe cornéen	à l’aide d’un coton-tige, appuyer doucement sur la cornée (globe oculaire).	A réponse positive est indiquée par un clin d’oeil. Si il y a mouvement des paupières, moustaches, ou marqué d’augmentation de la respiration, l’animal n’est pas sur un plan suffisamment profond de l’anesthésie chirurgicale.

Table 1. Méthodes des stimuli physiques pour évaluer la profondeur de l’anesthésie. ²

indicateurs physiologiques tels que la fréquence cardiaque, fréquence respiratoire, la pression artérielle, couleur de la muqueuse et temps de remplissage capillaire devraient également être utilisés. Observations générales peuvent être utiles pour détecter des changements dans la fréquence respiratoire des animaux, afin d’utiliser la fréquence cardiaque ou la tension artérielle pour l’évaluation de la profondeur, un équipement spécialisé est nécessaire. Si un électrocardiographe est disponible, la vitesse et la force des battements de coeur peuvent être mesurées. Pour mesurer la tension artérielle, il existe une variété de dispositifs qui sont montés sur la queue ou même sur tout le corps. Des stimuli physiques tel que décrit dans le tableau 1 entraînera une hausse dans les trois de ces paramètres.

la couleur de la muqueuses, yeux, oreilles, bouche, nez, anus, et -dans une moindre mesure-les pattes et la queue sont observées pour des changements. Les domaines devraient être roses, indiquant la respiration adéquate et la fonction cardiaque. Lorsque l’animal se déplace à l’anesthésie de stade IV, la respiration cesse, résultant en une cyanose-indiquée par un bleu ou gris couleur-pour les muqueuses et la peau environnante.

temps de remplissage capillaire est défini comme la quantité de temps nécessaire pour la couleur revenir à l’utilisation d’une lit capillaire externe après elle a été blanchie par l’application d’une pression sur la zone. Un bâtonnet applicateur ou un doigt appuie sur les gencives, pinna ou lits d’ongle des animaux anesthésiés. Le nombre de secondes qu’il faut pour la zone blanchie revenir à une couleur rose ne soient pas plus thun 1-2 secondes. Un temps de recharge prolongée suggère une réduction de la fréquence cardiaque ou la force des contractions cardiaques, indiquant que l’animal peut être trop profondément anesthésié et proche de la mort.

il est important d’utiliser plusieurs paramètres différents pour évaluer la profondeur de l’anesthésie. En utilisant le même orteil ou oreille pour pincées répétées se désensibiliser la zone, et la réponse sera réprimée et ne donnent pas une évaluation précise de la profondeur de l’anesthésie. Utiliser des sites alternatifs pour orteil et oreille pincent les quotes-parts. Profondeur de l’anesthésie doit être réévaluée toutes les 10-30 minutes tout au long de la chirurgie. ²

ont démontré qu’il y a des changements cardiorespiratoires chez un animal anesthésié. Tandis qu’anesthésiés avec médicaments injectables, les animaux connaissent un taux respiratoire stable ; Cependant, ils démontrent la variabilité cardiaque. La réponse aux anesthésiques injectables a été signalée à varier considérablement entre les différentes souches, ainsi il est difficile de normaliser la posologie. ⁷ agents inhalants tendent à diminuer la fréquence respiratoire, mais ont un impact moindre sur le système cardiovasculaire. Comme le dosage de l’inhalant anesthésie est facilement réglable pendant toute la durée de la procédure, il est souvent préférable.

induction de l’anesthésie et l’entretien constitue une partie intégrante des vétérinaires aux soins des animaux de laboratoire soumis à toute forme d’intervention chirurgicale. Le but de l’anesthésie est à immobiliser l’animal et à soulager toutes les sensations de douleur. En plus de l’induction, contrôle précis et constant est nécessaire pour maintenir en toute sécurité la bonne profondeur anesthésique tout au long de la procédure.

Dans cette vidéo, nous allons discuter tout d’abord brièvement les niveaux d’anesthésie rongeur et quelle étape on devrait s’efforcer de réaliser. Ensuite, nous passerons en revue les différentes méthodes de l’induction et l’entretien, différentes manières de s’assurer que l’animal est toujours au stade anesthésique souhaité, et enfin quelques expériences concrètes impliquant une utilisation des différents anesthésiques à des fins variées.

let ' s début en discutant les niveaux. Il y a quatre étapes de l’anesthésie et les quatre avions au sein de la scène trois ou l’étape chirurgicale.

Au cours de la première étape, l’animal devient désorienté. Deuxième étape est marquée par un rythme respiratoire irrégulier et la perte du réflexe de redressement. En avion une de stade trois, les fentes palpébrales et avaler les réflexes sont absents. Au cours de l’avion deux, les réflexes laryngés et cornéens sont perdus. Jusqu'à ce point, l’anesthésie n’a pas induit amnésie ou analgésie.

C’est dans l’avion trois que l’amnésie et analgésie progresse de partielle à remplir et l’animal est complètement anesthésiés pour une intervention chirurgicale. Plan trois est aussi signifié par paralysie des muscles intercostaux, qui se traduit par la respiration diaphragmatique qui est respiration superficielle. Dans l’avion quatre, l’animal a été fait une overdose et procéder rapidement à l’étape 4, où il y a une paralysie complète des muscles intercostaux et le diaphragme, qui peut causer un arrêt respiratoire et finalement conduire à la mort.

anesthésiques sont disponibles tant qu’inhalant ou injectable, et un vétérinaire doit décider ce qu’il faut utiliser pour la procédure à effectuer. Ce choix est basé sur nombreux aspects dont : l’étendue et la durée de la procédure, les espèces et variétés, l’âge et l’état physiologique de l’animal.

La classe des anesthésiques inhalants couramment utilisés comprend des composés comme l’Isoflurane, Sevoflurane et Desflurane. Ces composés permettent un réglage facile de la profondeur de l’anesthésie. Il y a quelques options dans les équipements qu’on peut choisir d’administrer les anesthésiques inhalants.

Un des choix est une cloche de verre, qui doit être utilisé sous le capot--et pas sur le banc--pour éviter l’exposition du personnel aux gaz anesthésiques. Assembler le bocal avec une plateforme en céramique ou en plastique perforée, créant un espace entre le fond du bocal et la plate-forme. Ensuite, si vous portez des gants imperméables, saturer un tampon d’ouate avec un anesthésique et placez-la sous la plate-forme, afin qu’il repose au fond du bocal. Puis sécuriser immédiatement le couvercle afin d’éviter l’échappement de la vapeur anesthésique. Pour placer l’animal, en faisant glisser le couvercle d’un côté, introduire l’animal et le fixer immédiatement. Suite à cela, observer l’activité et les respirations pour déterminer la profondeur de l’anesthésie et exposer l’animal sur les substances inhalées à effet. Notez que la plate-forme sert de barrière et empêche l’animal de venir en contact direct avec le liquide anesthésique.

Une alternative à la cloche de verre est une chambre à induction utilisée en conjonction avec une précision vaporisateur machine reliée à un réservoir d’oxygène. La première étape consiste à faire en sorte que le vaporisateur est rempli d’une quantité adéquate de liquide anesthésique. Ensuite, vérifiez les gaz nettoyage système. Si c’est le système passif couramment utilisé, puis peser la cuve afin de déterminer si elle est toujours en vigueur. Généralement une augmentation de cinquante grammes au-dessus du poids de départ est le point où la cuve est passée. L’étape suivante consiste à assembler la chambre de l’induction. S’assurer que l’entrée n’est le vaporisateur et se font dans les gaz résiduaires nettoyage système.

Pour commencer, placer l’animal dans la chambre de l’induction et fixez le couvercle. Une fois que l’animal est dans la chambre, tout d’abord démarrer le débit d’oxygène à raison de 1 litre / min et ensuite ajuster le réglage de vaporisateur de précision à un niveau d’induction de 3-4 % pour l’isoflurane. Comme la cloche de verre, exposer l’animal à l’anesthésique effet. Une fois que l’animal est complètement anesthésié, rincer la chambre avec l’oxygène en désactivant l’isoflurane avant d’enlever délicatement l’animal. Ceci permet d’éviter l’exposition du personnel aux gaz anesthésiques.

Une autre méthode pour l’induction de l’anesthésie se fait par la coiffe ou masque facial est également reliée à l’évaporateur de précision. Cependant, parce que les gaz anesthésiques ont une odeur désagréable, animaux peut s’opposer à être masqué pour l’induction. En outre, il y a aussi un risque de causer l’asphyxie à cause de saisir trop fermement. Par conséquent, la méthode recommandée est d’utiliser la boîte de l’induction ou la cloche à vide pour induire l’anesthésie suivie d’entretien avec le cône de nez. Plus souvent qu’autrement, l’Assemblée est telle que le cône et la chambre de l’induction tous les deux sont connectés à la même vaporisateur avec une bascule entre les deux pour passer la livraison vapeur anesthésique de la chambre de l’induction de la coiffe et vice versa. Après anesthésier l’animal dans la chambre, garantir son visage dans le cône et basculer la bascule sur le tube pour rediriger le flux de gaz vers le cône de nez. Surveiller la respiration et après avoir confirmé que l’animal est détendue, réduire l’anesthésique à un niveau de maintenance de 0,5 - 1,5 %. S’appliquent également, pommade ophtalmique pour les yeux pour éviter le dessèchement cornéen.

Pour les anesthésiques injectables, un mélange de kétamine et autres sédatifs ou des relaxants musculaires, y compris la Xylazine et/ou acépromazine. Combinaisons différentes peuvent être préparés à l’aide de ces composés. Voir le texte ci-dessous pour les ratios couramment utilisés. Notez que la kétamine est une substance contrôlée et donc la quantité utilisée doit noter sur le journal des drogues contrôlées et les mélanges doivent avoir leurs registres Substance contrôlée. Selon les espèces, âge et état de santé de l’animal, le mélange et la dose de l’anesthésie sont sélectionnés et la solution peut être injectée par voie intrapéritonéale ou par voie intramusculaire. Habituellement, les anesthésiques par inhalation et de l’injection sont utilisés en combinaison pour réaliser l’anesthésie chirurgicale.

maintenant que vous savez comment induire anestheSIA, laissez ' s en savoir plus sur l’évaluation de profondeur anesthésique, ce qui est importante de surveiller toutes les 10-30 minutes pour s’assurer que l’animal n’est pas mal au cours de la procédure. Il existe plusieurs méthodes pour le faire chez les rongeurs.

Méthode couramment utilisée pour

est le pincement de l’orteil. Étendre l’animal ' jambe et isoler la sangle entre les orteils. Alors fermement pincer la zone en utilisant soit les ongles ou une pince atraumatique. Un réflexe positif est indiqué par la rétraction de la jambe ou le retrait du pied. Une autre méthode est le pincement de la queue joué l’extrémité de la queue. Une réaction positive se manifeste par des contractions ou queue de mouvement. Vous pouvez aussi pincer l’extrémité de la Penne, et s’il y a hochement de la tête ou le mouvement des moustaches vers l’avant, puis l’animal n’est pas dans le plan chirurgical de l’anesthésie.

Pour vérifier la profondeur de l’anesthésie, on peut aussi touche le canthus médial ou le coin interne de le œil pour déclencher le réflexe palpébral--indiquée par un clignotement en réponse à un attouchement de paupières. Même s’il y a mouvement des paupières, moustaches ou une augmentation marquée de la respiration l’animal n’est pas dans le plan chirurgical de l’anesthésie.

Enfin, on peut contrôler le réflexe cornéen par toucher la cornée avec un doigt ganté ou un coton-tige. Une réponse positive est indiquée par un clignotement.

Il est important d’alterner entre les sites afin d’évaluer la profondeur de l’anesthésie. En utilisant le même orteil ou oreille pour pincées répétées seront désensibiliser la zone ainsi que la réponse va être réprimée et ne donnent pas une évaluation précise de la profondeur anesthésique.

En plus de ces méthodes de stimuli physiques d’évaluation, on devrait également suivre les indicateurs physiologiques, y compris la fréquence cardiaque, fréquence respiratoire, la pression artérielle, couleur de la muqueuse et capillaire remplir à temps. Alors que les observations générales peuvent être utiles pour détecter des changements dans la fréquence respiratoire, afin d’utiliser la fréquence cardiaque pour l’évaluation de la profondeur, de matériel spécialisé like électrocardiographe peut-être être utilisé. Pour mesurer la tension artérielle, il existe une variété de dispositifs qui peuvent être montés sur la queue ou même sur tout le corps. La couleur des muqueuses, yeux, oreilles, bouche, nez, anus, pattes et queue peut également indiquer la profondeur de l’anesthésie. Ces zones devraient être roses, ce qui suggère la respiration adéquate et la fréquence cardiaque.

Vérifier le capillaire temps de remplissage, appuyez sur le pavillon des animaux anesthésiés et compte le nombre de secondes qu’il faut pour la zone blanchie revenir à une couleur rose. Cela ne devrait pas être plus de 1 à 2 secondes. Un temps de recharge prolongée suggère une réduction de la fréquence cardiaque ou la force de contraction cardiaque, indiquant que l’animal peut être trop profondément anesthésié et proche de la mort. Après avoir retiré l’animal de l’anesthésie, ils ne doivent pas être retournés à la facilité de logement jusqu'à guérison de l’anesthésie, à moins qu’ils sont surveillés en permanence dans le secteur du logement.

maintenant que nous ' ve appris les principes et procédures de l’induction de l’anesthésie rongeurs et entretien, permet de regarder certaines des applications fréquentes des anesthésiques en recherche biomédicale aujourd'hui.

Est sans doute le plus couramment utilisé pour l’anesthésie rongeur avant et Pendant la chirurgie. Par exemple, ici chercheurs ont voulu développer un modèle d’accident vasculaire cérébral causé par la formation de caillots dans le cerveau. Pour y parvenir, ils induite par l’anesthésie chez la souris et ensuite percé le crâne afin de créer une fenêtre mince. Et tandis que l’animal était encore sous sédation, ces scientifiques injecté un colorant photosensible dans la circulation. Ensuite, ils induisent photoactivation avec l’aide d’un laser à travers le crâne percé pour provoquer la formation d’un caillot dans les vaisseaux crânien.

Une autre instance dans laquelle anesthésie rongeur est nécessaire pour effectuer des analyses physiologiques. Par exemple, les scientifiques utilisent souvent électrodes ECG sur animaux anesthésiés pour surveiller l’activité du cœur. Ou ils utilisent des sondes d’échographie pour déterminer le taux de mouvement de diaphragme de quantifier plus précisément le taux respiratoire.

Enfin, utilisation de l’anesthésie est obligatoire lorsque le préformage des expériences de survie dans l’utérus. Par exemple, dans l’utérus électroporation--une méthode dans laquelle une femme enceinte est anesthésiée, une incision est faite pour exposer les embryons en développement, et électrodes sont utilisés pour induire la capture cellulaire embryonnaire du matériel génétique injecté.

vous avez regardé juste JoVE ' s-vidéo sur l’administration de l’anesthésie et l’entretien. Puisque l’anesthésie rongeur facilite l’exécution d’un éventail d’expériences biologiques, il est impératif que chaque scientifique possède l’habileté d’induire et de maintenir la bonne profondeur anesthésique pendant toute une expérience. Comme toujours, Merci de regarder !

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Applications and Summary

la bonne utilisation des anesthésiques pour chirurgie, ou autres procédures potentiellement douloureuses, est cruciale non seulement pour l’animal ' bien-être s, mais aussi pour l’intégrité des données scientifiques recueillies au cours de la procédure. Il y a de nombreuses variables que le facteur en choisissant le régiment anesthésique approprié. La profondeur de l’anesthésie doit être étroitement surveillée, car chaque animal peut réagir différemment à la drogue. Avec l’utilisation de la bonne surveillance anesthésique et prudent, procédures douloureuses peuvent être accomplis sans douleur et minimes changements physiologiques chez l’animal.

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References

Institute for the Laboratory Animal Research. 2011. Guide for the care and use of laboratory animals, 8^th ed. Washington (DC): National Academies Press.
Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., and Inomata, T. 2015. Vital signs during injectable and inhalant anesthesia in mice. Experimental Animals. 64(1). 57-64.
Kent Scientific Corporation. Retrieved from https://www.kentscientific.com/products/productView.asp?productID=6468&Mouse_Rat=CODA+High+Throughput&products=MouseSTAT%AE+Pulse+Oximeter+%26+Heart+Rate+Monitor+Module (accessed 10/15/15)
Szczepan B et al. Intraoperative Physiological Monitoring in Rodent Surgical Research. Retrievd from https://www.alnmag.com/article/2012/10/intraoperative-physiological-monitoring-rodent-surgical-research (accessed 10/15/15)
Preanesthesia, Anesthesia, Analgesia, and Euthanasia. Laboratory Animal Medicine, 2^nd ed. Ed Fox, J. G., Anderson, L. C., Loew, F. M., and Quimby, F. W. 2002. Academic Press. San Diego, CA.
Ho, David et al. 2011. Heart Rate and Electrocardiography Monitoring in Mice. Current protocols in mouse biology. 1: 123-139. PMC. Web. 15 Sept. 2016.
Smith, W. 1993. Responses of laboratory animals to some injectable anaethetics. Laboratory Animals. 27. 30-39.

Transcript

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induction de l’anesthésie et l’entretien constitue une partie intégrante des vétérinaires aux soins des animaux de laboratoire soumis à toute forme d’intervention chirurgicale. Le but de l’anesthésie est à immobiliser l’animal et à soulager toutes les sensations de douleur. En plus de l’induction, contrôle précis et constant est nécessaire pour maintenir en toute sécurité la bonne profondeur anesthésique tout au long de la procédure.

Dans cette vidéo, nous allons discuter tout d’abord brièvement les niveaux d’anesthésie rongeur et quelle étape on devrait s’efforcer de réaliser. Ensuite, nous passerons en revue les différentes méthodes de l’induction et l’entretien, différentes manières de s’assurer que l’animal est toujours au stade anesthésique souhaité, et enfin quelques expériences concrètes impliquant une utilisation des différents anesthésiques à des fins variées.

let ' s début en discutant les niveaux. Il y a quatre étapes de l’anesthésie et les quatre avions au sein de la scène trois ou l’étape chirurgicale.

Au cours de la première étape, l’animal devient désorienté. Deuxième étape est marquée par un rythme respiratoire irrégulier et la perte du réflexe de redressement. En avion une de stade trois, les fentes palpébrales et avaler les réflexes sont absents. Au cours de l’avion deux, les réflexes laryngés et cornéens sont perdus. Jusqu'à ce point, l’anesthésie n’a pas induit amnésie ou analgésie.

C’est dans l’avion trois que l’amnésie et analgésie progresse de partielle à remplir et l’animal est complètement anesthésiés pour une intervention chirurgicale. Plan trois est aussi signifié par paralysie des muscles intercostaux, qui se traduit par la respiration diaphragmatique qui est respiration superficielle. Dans l’avion quatre, l’animal a été fait une overdose et procéder rapidement à l’étape 4, où il y a une paralysie complète des muscles intercostaux et le diaphragme, qui peut causer un arrêt respiratoire et finalement conduire à la mort.

anesthésiques sont disponibles tant qu’inhalant ou injectable, et un vétérinaire doit décider ce qu’il faut utiliser pour la procédure à effectuer. Ce choix est basé sur nombreux aspects dont : l’étendue et la durée de la procédure, les espèces et variétés, l’âge et l’état physiologique de l’animal.

La classe des anesthésiques inhalants couramment utilisés comprend des composés comme l’Isoflurane, Sevoflurane et Desflurane. Ces composés permettent un réglage facile de la profondeur de l’anesthésie. Il y a quelques options dans les équipements qu’on peut choisir d’administrer les anesthésiques inhalants.

Un des choix est une cloche de verre, qui doit être utilisé sous le capot--et pas sur le banc--pour éviter l’exposition du personnel aux gaz anesthésiques. Assembler le bocal avec une plateforme en céramique ou en plastique perforée, créant un espace entre le fond du bocal et la plate-forme. Ensuite, si vous portez des gants imperméables, saturer un tampon d’ouate avec un anesthésique et placez-la sous la plate-forme, afin qu’il repose au fond du bocal. Puis sécuriser immédiatement le couvercle afin d’éviter l’échappement de la vapeur anesthésique. Pour placer l’animal, en faisant glisser le couvercle d’un côté, introduire l’animal et le fixer immédiatement. Suite à cela, observer l’activité et les respirations pour déterminer la profondeur de l’anesthésie et exposer l’animal sur les substances inhalées à effet. Notez que la plate-forme sert de barrière et empêche l’animal de venir en contact direct avec le liquide anesthésique.

Une alternative à la cloche de verre est une chambre à induction utilisée en conjonction avec une précision vaporisateur machine reliée à un réservoir d’oxygène. La première étape consiste à faire en sorte que le vaporisateur est rempli d’une quantité adéquate de liquide anesthésique. Ensuite, vérifiez les gaz nettoyage système. Si c’est le système passif couramment utilisé, puis peser la cuve afin de déterminer si elle est toujours en vigueur. Généralement une augmentation de cinquante grammes au-dessus du poids de départ est le point où la cuve est passée. L’étape suivante consiste à assembler la chambre de l’induction. S’assurer que l’entrée n’est le vaporisateur et se font dans les gaz résiduaires nettoyage système.

Pour commencer, placer l’animal dans la chambre de l’induction et fixez le couvercle. Une fois que l’animal est dans la chambre, tout d’abord démarrer le débit d’oxygène à raison de 1 litre / min et ensuite ajuster le réglage de vaporisateur de précision à un niveau d’induction de 3-4 % pour l’isoflurane. Comme la cloche de verre, exposer l’animal à l’anesthésique effet. Une fois que l’animal est complètement anesthésié, rincer la chambre avec l’oxygène en désactivant l’isoflurane avant d’enlever délicatement l’animal. Ceci permet d’éviter l’exposition du personnel aux gaz anesthésiques.

Une autre méthode pour l’induction de l’anesthésie se fait par la coiffe ou masque facial est également reliée à l’évaporateur de précision. Cependant, parce que les gaz anesthésiques ont une odeur désagréable, animaux peut s’opposer à être masqué pour l’induction. En outre, il y a aussi un risque de causer l’asphyxie à cause de saisir trop fermement. Par conséquent, la méthode recommandée est d’utiliser la boîte de l’induction ou la cloche à vide pour induire l’anesthésie suivie d’entretien avec le cône de nez. Plus souvent qu’autrement, l’Assemblée est telle que le cône et la chambre de l’induction tous les deux sont connectés à la même vaporisateur avec une bascule entre les deux pour passer la livraison vapeur anesthésique de la chambre de l’induction de la coiffe et vice versa. Après anesthésier l’animal dans la chambre, garantir son visage dans le cône et basculer la bascule sur le tube pour rediriger le flux de gaz vers le cône de nez. Surveiller la respiration et après avoir confirmé que l’animal est détendue, réduire l’anesthésique à un niveau de maintenance de 0,5 - 1,5 %. S’appliquent également, pommade ophtalmique pour les yeux pour éviter le dessèchement cornéen.

Pour les anesthésiques injectables, un mélange de kétamine et autres sédatifs ou des relaxants musculaires, y compris la Xylazine et/ou acépromazine. Combinaisons différentes peuvent être préparés à l’aide de ces composés. Voir le texte ci-dessous pour les ratios couramment utilisés. Notez que la kétamine est une substance contrôlée et donc la quantité utilisée doit noter sur le journal des drogues contrôlées et les mélanges doivent avoir leurs registres Substance contrôlée. Selon les espèces, âge et état de santé de l’animal, le mélange et la dose de l’anesthésie sont sélectionnés et la solution peut être injectée par voie intrapéritonéale ou par voie intramusculaire. Habituellement, les anesthésiques par inhalation et de l’injection sont utilisés en combinaison pour réaliser l’anesthésie chirurgicale.

maintenant que vous savez comment induire anestheSIA, laissez ' s en savoir plus sur l’évaluation de profondeur anesthésique, ce qui est importante de surveiller toutes les 10-30 minutes pour s’assurer que l’animal n’est pas mal au cours de la procédure. Il existe plusieurs méthodes pour le faire chez les rongeurs.

est le pincement de l’orteil. Étendre l’animal ' jambe et isoler la sangle entre les orteils. Alors fermement pincer la zone en utilisant soit les ongles ou une pince atraumatique. Un réflexe positif est indiqué par la rétraction de la jambe ou le retrait du pied. Une autre méthode est le pincement de la queue joué l’extrémité de la queue. Une réaction positive se manifeste par des contractions ou queue de mouvement. Vous pouvez aussi pincer l’extrémité de la Penne, et s’il y a hochement de la tête ou le mouvement des moustaches vers l’avant, puis l’animal n’est pas dans le plan chirurgical de l’anesthésie.

Pour vérifier la profondeur de l’anesthésie, on peut aussi touche le canthus médial ou le coin interne de le œil pour déclencher le réflexe palpébral--indiquée par un clignotement en réponse à un attouchement de paupières. Même s’il y a mouvement des paupières, moustaches ou une augmentation marquée de la respiration l’animal n’est pas dans le plan chirurgical de l’anesthésie.

Enfin, on peut contrôler le réflexe cornéen par toucher la cornée avec un doigt ganté ou un coton-tige. Une réponse positive est indiquée par un clignotement.

Il est important d’alterner entre les sites afin d’évaluer la profondeur de l’anesthésie. En utilisant le même orteil ou oreille pour pincées répétées seront désensibiliser la zone ainsi que la réponse va être réprimée et ne donnent pas une évaluation précise de la profondeur anesthésique.

En plus de ces méthodes de stimuli physiques d’évaluation, on devrait également suivre les indicateurs physiologiques, y compris la fréquence cardiaque, fréquence respiratoire, la pression artérielle, couleur de la muqueuse et capillaire remplir à temps. Alors que les observations générales peuvent être utiles pour détecter des changements dans la fréquence respiratoire, afin d’utiliser la fréquence cardiaque pour l’évaluation de la profondeur, de matériel spécialisé like électrocardiographe peut-être être utilisé. Pour mesurer la tension artérielle, il existe une variété de dispositifs qui peuvent être montés sur la queue ou même sur tout le corps. La couleur des muqueuses, yeux, oreilles, bouche, nez, anus, pattes et queue peut également indiquer la profondeur de l’anesthésie. Ces zones devraient être roses, ce qui suggère la respiration adéquate et la fréquence cardiaque.

Vérifier le capillaire temps de remplissage, appuyez sur le pavillon des animaux anesthésiés et compte le nombre de secondes qu’il faut pour la zone blanchie revenir à une couleur rose. Cela ne devrait pas être plus de 1 à 2 secondes. Un temps de recharge prolongée suggère une réduction de la fréquence cardiaque ou la force de contraction cardiaque, indiquant que l’animal peut être trop profondément anesthésié et proche de la mort. Après avoir retiré l’animal de l’anesthésie, ils ne doivent pas être retournés à la facilité de logement jusqu'à guérison de l’anesthésie, à moins qu’ils sont surveillés en permanence dans le secteur du logement.

maintenant que nous ' ve appris les principes et procédures de l’induction de l’anesthésie rongeurs et entretien, permet de regarder certaines des applications fréquentes des anesthésiques en recherche biomédicale aujourd'hui.

Est sans doute le plus couramment utilisé pour l’anesthésie rongeur avant et Pendant la chirurgie. Par exemple, ici chercheurs ont voulu développer un modèle d’accident vasculaire cérébral causé par la formation de caillots dans le cerveau. Pour y parvenir, ils induite par l’anesthésie chez la souris et ensuite percé le crâne afin de créer une fenêtre mince. Et tandis que l’animal était encore sous sédation, ces scientifiques injecté un colorant photosensible dans la circulation. Ensuite, ils induisent photoactivation avec l’aide d’un laser à travers le crâne percé pour provoquer la formation d’un caillot dans les vaisseaux crânien.

Une autre instance dans laquelle anesthésie rongeur est nécessaire pour effectuer des analyses physiologiques. Par exemple, les scientifiques utilisent souvent électrodes ECG sur animaux anesthésiés pour surveiller l’activité du cœur. Ou ils utilisent des sondes d’échographie pour déterminer le taux de mouvement de diaphragme de quantifier plus précisément le taux respiratoire.

Enfin, utilisation de l’anesthésie est obligatoire lorsque le préformage des expériences de survie dans l’utérus. Par exemple, dans l’utérus électroporation--une méthode dans laquelle une femme enceinte est anesthésiée, une incision est faite pour exposer les embryons en développement, et électrodes sont utilisés pour induire la capture cellulaire embryonnaire du matériel génétique injecté.

vous avez regardé juste JoVE ' s-vidéo sur l’administration de l’anesthésie et l’entretien. Puisque l’anesthésie rongeur facilite l’exécution d’un éventail d’expériences biologiques, il est impératif que chaque scientifique possède l’habileté d’induire et de maintenir la bonne profondeur anesthésique pendant toute une expérience. Comme toujours, Merci de regarder !

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