Photometrische Proteinbestimmung

Bestimmung der Konzentration eines Proteins in Proben ist ein grundlegender Schritt in vielen biochemischen Tests. Photometrische Bestimmung kann mit kleinen Stichprobengrößen erfolgen. Je mehr eine Probe Licht-absorbierenden Substanzen enthält, desto weniger wird das Licht durch sie übertragen. Dies ermöglicht eine quantitative Messung der absorbierenden Substanzen. Diese Konzepte sind so grundlegend für die Wissenschaft, die die Artikel, die zwei Techniken eingeführt in den drei am häufigsten zitierten Zeitungen aller Zeiten sind. Dieses Video zeigt die Konzepte hinter einigen der häufigsten photometrischen Protein Entschlossenheit Techniken, wie sie ausgeführt werden und wie die gesammelten Daten analysiert werden.

Photometrische Proteinbestimmung basiert auf der Beziehung zwischen Konzentration und leichte Saugfähigkeit. Dieses bekannt als das Bier-Lambert Gesetz, die besagt, dass die Konzentration einer Licht-absorbierenden Spezies proportional zu seiner Absorption ist.

Dieses Prinzip zugrunde liegt, alle photometrischen Protein Bestimmungsmethoden.

Für die direkte Absorption Analyse sind die Extinktion unverändert Proteinproben gemessen. Wegen ihrer aromatischen Seitenketten, Tryptophan und Tyrosin Rückstände geben die höchste Absorption Lesungen bei einer Wellenlänge von 280 nm.

Sind jedoch diese Aminosäuren, die zwei der seltensten gefunden in Proteine sind in unterschiedlichen Mengen in jedes Protein vorhanden, so dass jede Bestimmung einzigartig ist. Zur Überwindung dieser Beschränkung, komplexere Assays-, die sind nicht abhängig von dieser Aminosäuren-wurden entwickelt.

Ein Beispiel ist der Bradford-Test, wo farbige Farbstoff der Probe hinzugefügt wird. Der Farbstoff, bekannt als Coomassie Blau reagiert proportional der mehr Eiweiß vorhanden ist, desto mehr Bindung Ereignisse mit dem Farbstoff.

Anschließend Proteinkonzentration wird bestimmt durch die Messung der Extinktion der gebundenen Coomassie Blau Färbung, die absorbiert Licht bei 594 nm. Allerdings ist der Bradford-Test linear über einer kurzen Strecke der Konzentrationen, so dass Verdünnungen oft, vor der Analyse erforderlich sind.

Die Lowry-Methode verbindet das Biuret-Reagenz, eine alkalische Lösung von Kupferionen, die mit Peptidbindungen reagieren und das Folin-Ciocâlteu-Reagenz, das aromatischen Proteinreste oxidiert. Die daraus resultierende farbliche Veränderung der Probe ist proportional zur Konzentration Proteins.

Die Extinktion des reduzierten Folin-Reagenz ermittelt werden, bei 750 nm. Wie direkte Absorption jedes Protein hat eine einzigartige Lösung, und muss für das Protein des Interesses kalibriert werden. Nun, da wir die grundlegenden Prinzipien hinter einigen der am häufigsten verwendeten Assays überprüft haben, schauen Sie wie direkte Absorption und der Bradford-Test durchgeführt werden.

Um eine direkte Absorption Analyse zu beginnen, ist das Spektralphotometer mit einer leeren Null Extinktion bestimmen kalibriert. Standardlösungen sind für den Einsatz bei der Erstellung der Eichkurve bereit. Dann ist ein Aliquot des ersten Standards hinzugefügt, um eine Küvette und gelegt in das Spektrophotometer.

Der Wert der Absorption bei 280 nm wird dann aufgezeichnet. Dieser Vorgang wird für jede Norm, mit einem sauberen Küvette für jeden Lauf wiederholt. Sobald der Vorgang abgeschlossen, entsteht eine Eichkurve durch Plotten die Extinktion gegen Konzentration. Die Neigung dieser Linie ist die molare Dämpfung-Koeffizienten, der Extinktion Konzentration bezieht.

Als nächstes der unbekannte Probe wird hinzugefügt, um eine Küvette und die Extinktion Wert wird gespeichert. Wie die Datenanalyse für die verschiedenen photometrischen Bestimmungsmethoden ähnlich ist, behandeln wir, dass, nachdem wir der Bradford-Test betrachten.

Hier erfolgt die Bradford Protein Assay mit BSA Standard auf einer 96-Well-Platte. Um zu beginnen, sind BSA Stammlösungen bereit.

Die unbekannten Lösungen werden verdünnt mit entionisiertem Wasser um sicherzustellen, dass die Konzentrationen innerhalb der Assay-Bereichs sind. Je nach dem Kit erfordern die Coomassie-Färbung auch Verdünnung. Dann ist die Eichkurve einrichten, indem Sie die BSA Standards zu 96-Well-Platte.

Deionisiertes Wasser wird hinzugefügt, um die notwendige Konzentration um eine Standardkurve generieren zu erreichen. Der unbekannte Probe sollte hinzugefügt werden, um die Platte in Triplicates um sicherzustellen, dass eine genaue Messung ist. Coomassie-Färbung wird als nächstes hinzugefügt in jede Vertiefung, mischen mit der Pipette.

Deionisiertes Wasser ergänzt einen leeren Brunnen als eine leere, um die Absorption zu messen. Nach einer Wartezeit von 5 min für den Farbstoff zu binden, wird die Extinktion gemessen in eine Platte-Reader auf 590 nm.

Nun, da wir ein paar Tests durchgeführt haben, schauen Sie wie Sie die Daten analysieren. Jede photometrische Protein Entschlossenheit Methode basiert auf dem Bier-Lambert Gesetz.

Die gemessene Extinktion des Standards wird verwendet, um eine Eichkurve erstellen, die dann verwendet wird, um die Konzentration der unbekannten Proben zu bestimmen. Diese Kurve kann manuell aufgetragen werden, obwohl neuere photometrische Instrumente die Kalibrierkurve entsteht, sobald alle Normen gemessen wurden. Diese Systeme werden auch Proteinkonzentration berechnen, da unbekannte Proben analysiert werden.

Nun, da wir wie Protein photometrischen Bestimmung Datenanalyse überprüft haben, betrachten wir einige der Möglichkeiten, die diese Verfahren genutzt werden.

Die Grundsätze der photometrischen Proteinbestimmung können auch verwendet werden, um direkt Nukleinsäure-Konzentration zu messen. Das Spektralphotometer Nanodrop nimmt Proben von sehr kleinen Volumen auf eine optisch aktive Sockel. Die Extinktion wird dann gemessen, und das System ermittelt automatisch die Nukleinsäure-Konzentration. Da Proteine und anderen Quellen Messungen stören können, Probe Reinheit wird bestimmt durch die Analyse von 260 bis 280 nm und 260 bis 230 nm Absorption Verhältnisse. Reiner Nukleinsäuren ergeben in der Regel Verhältnisse von etwa 1,8 bis ca. 2,0 für DNA und RNA, beziehungsweise.

Photometrische Proteinbestimmung kann auch bei der Herstellung von biomimetischer Materialien verwendet werden, die von der Natur inspiriert sind, um spezifische zelluläre Reaktionen hervorrufen. Rekombinante Adhesins sind an Polystyrol-Kügelchen gebunden, um bakterielle Bindung an Wirtszellen zu simulieren. Der Bradford-Test wird verwendet, um die Kupplung Leistungsfähigkeit der rekombinanten Adhäsion zu den Perlen in der Produktion von Biomimetic Materials festzustellen.

Alternative photometrischen Protein Assays können bei der Erkennung und Charakterisierung von Protein Antibiotika verwendet werden. Remazol brillianter blauer R Farbstoff ist kovalent an Hitze getötet Bakterien gebunden. Das antimikrobielle Protein wird in der gefärbten Lösung inkubiert. Dann die Probe zentrifugiert wird, und die Extinktion des Überstands bei 595 nm wird anhand einer Mikrotestplatte Spektralphotometer. Erhöhte Absorption durch den löslichen Farbstoff in der Überstand der beschrifteten Bakterien freigesetzt wird eine quantitative Messung der Enzymaktivität.

Sie haben nur Jupiters Video auf photometrische Proteinbestimmung angesehen. Dieses Video beschrieben die zugrunde liegenden Prinzipien der photometrischen Bestimmung, ging über allgemeine Verfahren für einige gemeinsame Assays und einige neue Fortschritte in der Technik abgedeckt. Danke fürs Zuschauen!