Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Biology

Oogsten en voorbereiden Drosophila Embryo's voor elektrofysiologische opname en andere procedures

doi: 10.3791/1347 Published: May 20, 2009

Summary

Deze techniek onthult de Drosophila embryonale neuromusculature voor immunohistochemie of elektrofysiologische opname. Het is handig voor het bestuderen van vroege gebeurtenissen in neuromusculaire ontwikkeling of het uitvoeren van elektrofysiologie in mutanten die niet kan uitkomen.

Abstract

Drosophila is een vooraanstaande genetisch model voor de studie van zowel de embryonale ontwikkeling en functionele neurowetenschappen. Traditioneel worden deze velden geïsoleerd nogal van elkaar, met grotendeels onafhankelijke geschiedenis en wetenschappelijke gemeenschappen. Echter, de interface tussen deze vaak uiteenlopende terreinen is de ontwikkelingsprogramma's ten grondslag liggen aan de verwerving van functionele elektrische signaal-eigenschappen en de differentiatie van de functionele chemische synapsen tijdens de laatste fasen van neurale circuit formatie. Deze interface is een uitermate belangrijk gebied voor onderzoek. In Drosophila, deze fasen van de functionele ontwikkeling optreden tijdens een periode van <8 uur (bij 25 ° C) tijdens het laatste derde deel van de embryogenese. Deze late ontwikkelingsfase werd lang beschouwd als hardnekkige het onderzoek als gevolg van de afzetting van een zware, ondoordringbare epidermale cuticula. Een doorbraak van tevoren was de toepassing van de water-polymeriseren chirurgische lijm die lokaal kan worden toegepast op de cuticula om gecontroleerde dissectie van de laat-stadium embryo's mogelijk te maken. Met een dorsale longitudinale incisie, kan het embryo te plat, waardoor de ventrale zenuw snoer en de lichaamswand spieren aan experimenteel onderzoek. Dit systeem is zwaar gebruikt voor het isoleren en karakteriseren van genetische mutanten dat embryonale synapsvorming aantasten, en dus onthullen de moleculaire mechanismen voor de specificatie en differentiatie van synaps verbindingen en functionele synaptische signalering eigenschappen.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Deel 1: Uitrusting en Proviand

  1. Een goede dissectie microscoop nodig is voor embryo dissecties, 40x vergroting wordt voorgesteld, met 25x eye-stukken te verhogen tot maximaal vergroting.
  2. Fijn pincet (nummer 5) zijn vereist voor handmatige selectie van embryo's en devitellinization van embryo's.
  3. Apparatuur te maken en aan te passen goed glas naalden is noodzakelijk. Getrokken glas naalden nodig zijn voor de dissectie. Wij geven de voorkeur stevig glas voor dissectie (langer), maar standaard dikwandige glazen buis (buitendiameter 1-1,5 mm) werkt ook. Sommige mensen gebruiken fijne naalden wolfraam, geëlektrolyseerd om de gewenste scherpte in een bad van 1 M NaOH met behulp van een 10 + Amp autotransformer batterij. Geslepen wolfraam dissectie naalden hebben het voordeel dat ze relatief veerkrachtig en duurzaam. Hol glas naalden (gevormd vergelijkbaar met klem elektroden patch) zijn gekoppeld aan plastic buizen en gebruikt tijdens de dissectie voor zuig-en uitzetting van zout, evenals de gecontroleerde afgifte van lijm. Een verscheidenheid van glas trekkers zijn beschikbaar voor de productie van glas naalden. Computer-geprogrammeerde trekkers kan worden ingesteld op een verscheidenheid van vormen en maten trekken. De Brown-Flaming modellen (Sutter Instrument Co) worden op grote schaal de voorkeur. Een samengestelde microscoop (20-40X objectief) moeten beschikbaar zijn voor inspectie en de elektroden te passen voor gebruik.
  4. Er zijn twee soorten oplossingen worden vaak gebruikt om baden van de embryonale weefsels tijdens de dissectie: 1) "standaard" (Jan en Jan, 1976a) of "gewijzigde standaard" (Broadie, 2000) Salines, gebaseerd op oplossingen vaak gebruikt voor het opnemen in andere ongewervelde systemen , en 2) "hemolymfe-achtig" (HL) Salines (Stewart et al., 1994), een compromis tussen de standaard zoutoplossing en de ionische concentraties gemeten in de Drosophila hemolymfe. Opgemerkt moet worden dat geen van deze Salines nauwkeurig de chemische samenstelling van hemolymfe in vivo (Broadie, 2000) na te bootsen. Standaard zoutoplossing bevat (in mm): 135 NaCl, KCl 5, 4 MgCl 2, 1,8 CaCl2, 72 sucrose, 5 TES, pH 7,2. Onderzoekers kunt ook commercieel bereid insect zoutoplossing (Insect Media bv Schneider), die ongeschikt is voor elektrofysiologische opname, maar het meest waarschijnlijk voor de gezondheid van de blootgestelde weefsels te beschermen overwegen.

Deel 2: Embryo Staging en Dissection

  1. Voor een optimale eieren ophalen, onderhouden jonge (<7 dagen), gezonde mannelijke en vrouwelijke vliegen (20-40) van verse leggen potten voor 2-3 dagen. Leggen potten vaak bestaan ​​uit 100 ml plastic bekertjes (Tri-Pour) geperforeerd voldoende luchtcirculatie, waarbij een 60 mm agarplaat te bieden. Agar-platen bevatten appel-of druivensap verhard met agar. Verschillende recepten bestaan, maar een voorbeeld is als volgt: 700 ml water, 25-30 gram agar, 300 ml sap concentraat (druif of appel), 0,5 g methyl paraben (p-hydroxymethylbenzoate), en 30g suiker. Autoclaaf het water en de agar, en afzonderlijk de p-hydroxymethylbenzoate kook met de suiker en het sap. Meng de agar en sap oplossingen en snel giet het geheel in 60 mm platen, het verwijderen van luchtbellen.
  2. Voorafgaand aan de eieren ophalen, zijn vliegen gevoed met gist pasta (7 gram bakkersgist in 9 ml water opgeslagen bij 4 ° C) op verse platen, ten minste tweemaal per dag veranderd voor ten minste twee dagen. Per dag 3, zou een goede pot te produceren 100-200 eieren per uur. Beter de eileg is waargenomen op een pot blijven op zijn kant met de agar in de plaat gekrast. Veel embryo's zullen worden opgenomen in of naast de krassen.
  3. Voor het verzamelen van grote aantallen embryo's, voorzichtig overdracht van de embryo's uit de agarplaat in een mand met behulp van een penseel. Een mand kan worden gemaakt met een 15 of 50 ml centrifugebuis. Snijd de onderkant verlaten van voldoende oppervlakte om een ​​scherm (70 um mesh) tussen het deksel en de bovenkant van de buis val. Spoel de embryo's met dH 2 0 en in een petrischaal van verse 50% tot 100% bleekmiddel naar de buitenste chorion te verwijderen. Als alternatief kunnen de eieren afzonderlijk worden verzameld met behulp van fijn pincet en dechorionated door ze handmatig in een druppel bleekmiddel. De-chorionation kunnen nemen van 30 seconden tot 2 minuten (verse bleekmiddel is veel sneller), en dienen gecontroleerd te worden onder de microscoop dissectie. Verwijdering van de chorion bloot de glanzende, transparante vitelline membraan. Dechorionated eieren moeten kort worden gespoeld, of geplaatst in een zoutoplossing, zoals bleekmiddel snel vernietigt devitellinized weefsels.
  4. Het is van cruciaal belang om zorgvuldig stadium embryo's om de gewenste ontwikkeling leeftijd. De gedefinieerde Drosophila embryonale fase (1-17, Campos-Ortega en Hartenstein, 1985) zijn niet zinvol, omdat alle functionele neuromusculaire ontwikkeling gebeurt in een vergevorderd stadium of fase 16 17. Zo, de embryo's zijn geënsceneerd door ontwikkelingspsychologen uur bij 25 ° C in een bevochtigde incubator, in het uur na de bevruchting, of, meer in het algemeen, na de eileg (AEL). Onder deze omstandigheden, embryogenese duurt 21 + / - 1 uur bij 25 ° C.
  5. Eieren van een timed ei-lay (1-2 uurs) die op passende wijze worden leeftijd naast bekeken voor morfologische criteria. Na uitgebreid wassen in dH 2 O, zijn de dechorionated gebrachte eieren in een plastic schaaltje cultuur (onder dH 2 O) voor het bekijken. De juiste enscenering kan worden bevestigd met behulp van morfologische criteria gereflecteerd licht met een dissectie microscoop (Campos-Ortega en Hartenstein, 1985). Ouder laat stadium embryo's (22-24u AEL) op de rand van het uitbroeden zijn over het algemeen erkend door het segmenteren van de cuticula en opgeblazen luchtpijp. Embryo's kunnen ook worden gegenotypeerd met behulp van GFP balancers en een fluorescentie microscoop dissectie met passende filters.
  6. Voor de dissectie, dechorionated en ontwikkelingsgebied geënsceneerd embryo's zijn verbonden (dorsale zijde naar boven) op een dekglaasje onder een druppel zoutoplossing (zie stap 1.5). Embryo's worden verwijderd van de vitelline membraan door aanprikken van de membraan de buurt van de voorste of achterste eindigen met een glas micropipet of wolfraam naald, en dan zachtjes het bevrijden van de embryo van het membraan. Ter voorbereiding van dissectie, moet het embryo worden geplaatst op het dekglaasje met de dorsale oppervlak tot (Dorsale zijde naar boven dissectie zal het ventrale zenuwstelsel en neuromusculature voor experimenten bloot te leggen. Echter, het embryo kan natuurlijk worden geplaatst op andere manieren om de toegang tot andere weefsels.)
  7. Vroeg stadium embryo's (<16 uur AEL) rechtstreeks op glas of glas, gecoat met polylysine (poly-L-lysine hydrobromide, Broadie en Bate, 1993a, b) schoon te maken. Oudere embryo's (> 16 uur AEL), na cuticula vorming, moet worden gelijmd, ideaal om te Sylgard-coated (Dow Corning) dekglaasjes. Een water-polymerisatie van cyanoacrylaat chirurgisch of veeartsenijkundig lijm wordt gebruikt (Broadie en Bate, 1993c, d). De lijm wordt geleverd door middel van een klein glas electrode pipet (10-20 micrometer binnendiameter tip) bevestigd aan een rubberen buis met de lijm stroom gecontroleerd door de mond druk. Zorg moet worden genomen tijdens lijm levering, als de lijm polymeriseert snel na contact met de zoutoplossing. Merk ook op dat lijmen kan niet worden uitgevoerd in een zoutoplossing met geen of een lage tweewaardige ion concentraties, omdat de lijm vereist tweewaardige ionen polymeriseren tot. Kleine hoeveelheden lijm worden eerst gebruikt om stevig bevestigen van de kop en de staart.
  8. Zodra de uiteinden van het embryo worden vastgelijmd aan het dekglaasje, wordt een incisie gemaakt langs de dorsale middellijn met een glazen elektrode of aangescherpt wolfraam naald. Dit wordt gemakkelijker gemaakt door zacht perforeren de lijn van de incisie voorafgaand aan het maken van de uiteindelijke versie. De zijkanten van de incisie wordt vervolgens gekoppeld aan het dekglaasje met meer lijm, om zachtjes verspreiding van de embryo plat. De interne organen zoals de darm, dikke lichamen en, optioneel, de luchtpijp worden vervolgens verwijderd door afzuigen met behulp van een glazen pipet aan rubber slang (Broadie en Bate 1993a-c). Het embryo moet nu worden bevestigd plat op het dekglaasje, opperhuid weg met de ventrale centrale zenuwstelsel, perifere zenuwen, en somatische spieren worden blootgesteld voor experimenten.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Nauwkeurige stadiëring van embryo's is van cruciaal belang te wijten aan de snelle rijping van de functionele eigenschappen over het tijdsverloop van slechts enkele uren. Aantal problemen compliceren deze enscenering. De eerste, de meeste onderzoekers gebruiken getimed ei legt op het podium embryo's, maar het ei leggen de tijd kan enorm variëren van dier tot dier in verschillende omstandigheden (Broadie et al.. 1992). In het bijzonder vrouwen op een beperkt dieet de neiging om bevruchte eieren gedurende langere tijd voor het leggen te behouden. Het is daarom van groot belang om "duidelijk" vrouwen door zich te voeden op een rijke gist dieet gedurende minstens 2 dagen voor het verzamelen van eieren (Broadie et al.. 1992). Bovendien, oudere vrouwen behouden ook eieren voor een langere periode voorafgaand aan de plaatsing. Een oudere vrouwtje kan routinematig eieren leggen maar een paar uur voorafgaand aan hun uitkomen. Het is daarom belangrijk om jonge vrouwen (<7 dagen) gebruiken voor de meest consistente leggen keer (Broadie et al.. 1992). Ten tweede, in de late embryo stadia, is het moeilijk om embryo stadium alleen door morfologische criteria. De meeste heldere enscenering functies zijn volledig door de <16 uur AEL (Campos-Ortega en Hartenstein, 1985), maar de meeste functionele ontwikkeling optreedt> 16 uur AEL. Late ontwikkelings kenmerken (bijv. tracheale lucht vullen, het looien van cuticula), zijn maar weinig en meestal minder tijdelijk beperkt. Om deze redenen, raden wij aan een combinatoriële benadering: verzamel eieren 1-2 uur getimed legt, podium om goed gedefinieerde vroege morfologische gebeurtenissen van <30 minuten in duur (bijv. gastrulatie-, rug-sluiting, 3-delige darm, Campos-Ortega en Hartenstein, 1985) en vervolgens incubeer om de gewenste leeftijd in een goed gecontroleerde 25 ° C incubator.

De handleiding dissectie en lijm toepassing vereisen fijne motoriek onder een microscoop die paar mensen in eerste instantie bezitten. Deze vaardigheden worden ontwikkeld in de tijd. Onderzoekers zouden bereid moeten zijn tot een minimum van enkele weken van dagelijkse toegewijde praktijk plegen voordat verwacht een hoge frequentie van succes. De voorbereidingen voor microscopisch onderzoek van het centrale zenuwstelsel en een aantal ventrale neuromusculaire verbindingen haalbaar moet zijn relatief snel, terwijl de gezonde bereidingen die geschikt zijn voor de elektrofysiologie is algemeen vereist meer inspanning.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Acknowledgments

KB wordt ondersteund door NIH subsidie ​​GM54544.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Embryo Collection Cages Genesee Scientific 59-100 (for 60 mm dish; other sizes available) Cages can also be home made using punctured tri-pour beakers, as shown in video
Sylgard 184 Dow Corning Available from various companies Surgical glue adheres better to sylgard-coated coverslips
Fine glass tubing, outer diameter 1.0-1.5 mm Various For pulling into fine glass needles for dissection and tubes for glue delivery
Plastic tubing, to attach to glass pipette for mouth suction and glue application Tygon Tubing inner diameter needs to match glass outer diameter.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Aravamudan, B., Fergestad, T., Davis, W. S., Rodesch, C. K., Broadie, K. Drosophila UNC-13 is essential for synaptic transmission. Nat. Neurosci. 2, 965-971 (1999).
  2. Auld, V. J., Fetter, R. D., Broadie, K., Goodman, C. S. Gliotactin a novel transmembrane protein on peripheral glia, is required to form the blood-nerve barrier in Drosophila. Cell. 81, 757-767 (1995).
  3. Baines, R. A., Bate, M. Electrophysiological development of central neurons in the Drosophila embryo. J. Neurosci. 18, 4673-4683 (1998).
  4. Baines, R. A., Robinson, S. G., Fujioka, M., Jaynes, J. B., Bate, M. Postsynaptic expression of tetanus toxin light chain blocks synaptogenesis in Drosophila. Curr. Biol. 9, 1267-1270 (1999).
  5. Baines, R. A., Uhler, J. P., Thompson, A., Sweeney, S. T., Bate, M. Altered electrical properties in Drosophila neurons developing without synaptic transmission. J. Neurosci. 21, 1523-1531 (2001).
  6. Bate, M. The embryonic development of the larval muscles in Drosophila. Development. 110, 791-804 (1990).
  7. Bate, M., Martinez Arias, A. The Development of Drosophila melanogaster. Bate, M., Martinez Arias, A. Cold Spring Harbor Laboratory Press. New York. Vol. I, II (1993).
  8. Baumgartner, S., JT, L. ittleton, Broadie, K., MA, B. hat, Harbecke, R., JA, L. engyel, Chiquet-Ehrismann, R., Prokop, A., Bellen, H. J. A Drosophila neurexin is required for septate junction and blood-nerve barrier formation and function. Cell. 87, 1059-1068 (1996).
  9. AH, B. rand Perrimon N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118, 401-415 (1993).
  10. Brand, A. GFP as a cell and developmental marker in the Drosophila nervous system. Methods Cell Biol. 58, 165-181 (1999).
  11. Broadie, K. Electrophysiological Approaches to the Neuromusculature. Drosophila Protocols. Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. Cold Spring Harbor Laboratory Press. New York. 273-296 (2000).
  12. Broadie, K., Bate, M. Development of the embryonic neuromuscular synapse of Drosophila melanogaster. J. Neurosci. 13, 144-166 (1993a).
  13. Broadie, K., Bate, M. Development of larval muscle properties in the embryonic myotubes of Drosophila melanogaster. J. Neurosci. 13, 167-180 (1993b).
  14. Broadie, K., Bate, M. Activity-dependent development of the neuromuscular synapse during Drosophila embryogenesis. Neuron. 11, 607-619 (1993c).
  15. Broadie, K., Bate, M. Synaptogenesis in the Drosophila embryo: innervation directs receptor synthesis and localization. Nature. 361, 350-353 (1993d).
  16. Broadie, K., Bellen, H. J., DiAntonio, A., Littleton, J. T., Schwarz, T. L. The absence of Synaptotagmin disrupts excitation-secretion coupling during synaptic transmission. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 91, 10727-10731 (1994).
  17. Broadie, K., Prokop, A., Bellen, H. J., O'Kane, C. J., Schulze, K. L., Sweeney, S. T. Syntaxin and Synaptobrevin function downstream of vesicle docking in Drosophila. Neuron. 15, 663-673 (1995).
  18. Broadie, K., Rushton, E., Skoulakis, E. C. M., Davis, R. L. eonardo a 14-3-3 protein involved in learning, regulates presynaptic function. Neuron. 19, 391-402 (1997).
  19. Broadie, K., Skaer, H., Bate, M. Whole-embryo culture of Drosophila: development of embryonic tissues in vitro. Roux's Arch. Develop. Biol. 201, 364-375 (1992).
  20. Campos-Ortega, J., Hartenstein, V. The embryonic development of Drosophila melanogaster. Springer. Berlin. (1985).
  21. Deitcher, D. L., Ueda, A., Stewart, B. A., Burgess, R. W., Kidokoro, Y., Schwartz, T. L. Distinct requirements for evoked and spontaneous release of neurotransmitter are revealed by mutations in the Drosophila gene neuronal-synaptobrevin. J. Neurosci. 18, 2028-2039 (1998).
  22. Featherstone, D. E., Broadie, K. Surprises from Drosophila: genetic mechanisms of synaptic development and plasticity. Brain Res. Bull. 53, 501-511 (2000).
  23. Featherstone, D. E., Rushton, E. M., Hilderbrand-Chae, M., Phillips, A. M., Jackson, F. R., Broadie, K. Presynaptic glutamic acid decarboxylase is required for induction of the postsynaptic receptor field at a glutamatergic synapse. Neuron. 27, 71-84 (2000).
  24. Featherstone, D. E., Davis, W. S., Dubreuil, R. R., Broadie, K. Drosophila alpha- and beta-spectrin mutations disrupt presynaptic neurotransmitter release. J Neurosci. 21, 4215-4224 (2001).
  25. Featherstone, D. E., Rushton, E., Broadie, K. Developmental regulation of glutamate receptor field size by nonvesicular glutamate release. Nat Neurosci. 5, 141-146 (2002).
  26. Featherstone, D. E., Rushton, E., Rohrbough, J., Liebl, F., Karr, J., Sheng, Q., Rodesch, C. K., Broadie, K. An essential Drosophila glutamate receptor subunit that functions in both central neuropil and neuromuscular junction. J. Neurosci. 25, 3199-3208 (2005).
  27. Fergestad, T., Davis, W. S., Broadie, K. The stoned proteins regulate synaptic vesicle recycling in the presynaptic terminal. J Neurosci. 19, 5847-5860 (1999).
  28. Fergestad, T., Wu, M. N., Schulze, K. L., Lloyd, T. E., Bellen, H. J., Broadie, K. Targeted mutations in the syntaxin H3 domain specifically disrupt SNARE complex function in synaptic transmission. J Neurosci. 21, 9142-9150 (2001).
  29. Fergestad, T., Broadie, K. Interaction of stoned and synaptotagmin in synaptic vesicle endocytosis. J Neurosci. 21, 1218-1227 (2001).
  30. Goodman, C. S., Doe, C. Q. Embryonic Development of the Drosophila Central Nervous System. In The Development of Drosophila melanogaster. Bate, M., Martinez Arias, A. Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, New York. 1131-1206 (1993).
  31. Harrison, S. D., Broadie, K., Goor, J. vande, Rubin, G. M. Mutations in the Drosophila Rop gene suggest a function in general secretion and synaptic transmission. Neuron. 13, 555-566 (1994).
  32. Huang, F. D., Woodruff, E., Mohrmann, R., Broadie, K. Rolling blackout is required for synaptic vesicle exocytosis. J. Neurosci. 26, 2369-2379 (2006).
  33. Jan, L. Y., Jan, Y. N. Properties of the larval neuromuscular junction in Drosophila melanogaster. J. Physiol. 262, 189-214 (1976).
  34. Jan, L. Y., Jan, Y. N. L-glutamate as an excitatory transmitter at the Drosophila larval neuromuscular junction. J. Physiol. 262, 215-236 (1976b).
  35. Kidokoro, Y., Nishikawa, K. I. Miniature endplate currents at the newly formed neuromuscular junction in Drosophila embryos and larvae. Neuroscience Research. 19, 143-154 (1994).
  36. Landgraf, M., Bossing, T., Technau, G. M., Bate, M. The origin, location, and projections of the embryonic abdominal motorneurons of Drosophila. J. Neurosci. 17, 9642-9655 (1997).
  37. Mohrmann, R., Matthies, H. J., Woodruff III, E., Broadie, K. Stoned B mediates sorting of integral synaptic vesicle proteins. Neuroscience. 153, 1048-1063 (2008).
  38. Nishikawa, K. I., Kidokoro, Y. Junctional and extrajunctional glutamate receptor channels in Drosophila embryos and larvae. J. Neurosci. 15, 7905-7915 (1995).
  39. Renden, R., Berwin, B., Davis, W., Ann, K., Chin, C. T., Kreber, R., Ganetzky, B., Martin, T. F., Broadie, K. Drosophila CAPS is an essential gene that regulates dense-core vesicle release and synaptic vesicle fusion. Neuron. 31, 421-437 (2001).
  40. Rohrbough, J., Broadie, K. Electrophysiological Analysis of Synaptic Transmission in Central Neurons of Drosophila Larvae. J. Neurophysiol. 88, 847-860 (2002).
  41. Rohrbough, J., Rushton, E., Palanker, L., Woodruff, E., Matthies, H. J., Acharya, U., Acharya, J. K., Broadie, K. Ceramidase regulates synaptic vesicle exocytosis and trafficking. J. Neurosci. 24, 7789-7803 (2004).
  42. Rohrbough, J., Rushton, E., Woodruff, E. 3rd, Fergestad, T., Vigneswaran, K., Broadie, K. Presynaptic establishment of the synaptic cleft extracellular matrix is required for postsynaptic differentiation. Genes Dev. 21, 2607-2628 (2007).
  43. Stewart, B. A., Atwood, H. L., Renger, J. J., Wang, J., Wu, C. F. Improved stability of Drosophila larval neuromuscular preparations in haemolymph-like physiological solutions. J. Comp. Physiol.. A175, 179-191 (1994).
  44. Sweeney, S. T., Broadie, K., Keane, J., Niemann, H., O'Kane, C. J. Targeted expression of tetanus toxin light chain in Drosophila specifically eliminates synaptic transmission and causes behavioral defects. Neuron. 14, 341-351 (1995).
  45. Tsunoda, S., Salkoff, L. Genetic analysis of Drosophila neurons: Shal, Shaw, and Shab encode most embryonic potassium currents. J. Neurosci. 15, 1741-1754 (1995).
  46. Ueda, A., Kidokoro, Y. Longitudinal body wall muscles are electrically coupled across the segmental boundary in the third instar larva of Drosophila melanogaster. Invertebrate Neuroscience. 1, 315-322 (1996).
  47. Wu, C. F., Haugland, F. N. Voltage clamp analysis of membrane currents in larval muscle fibers of Drosophila. J. Neurosci. 5, 2626-2640 (1985).
  48. Yan, Y., Broadie, K. In vivo assay of presynaptic microtubule cytoskeleton dynamics in Drosophila. J Neurosci Methods. 162, 198-205 (2007).
  49. Yoshikami, D., Okun, L. Staining of living presynaptic nerve terminals with selective fluorescent dyes. Nature. 310, 53-56 (1984).
  50. Zagotta, W. N., Brainard, M. S., Aldrich, R. W. Single-channel analysis of four distinct classes of potassium channels in Drosophila muscle. J. Neurosci. 8, 4765-4779 (1988).
  51. Zhang, Y. Q., Rodesch, C. K., Broadie, K. A living synaptic vesicle marker: synaptotagmin-GFP. Genesis. 34, 142-145 (2002).
Oogsten en voorbereiden<em> Drosophila</em> Embryo&#39;s voor elektrofysiologische opname en andere procedures
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Featherstone, D. E., Chen, K., Broadie, K. Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures. J. Vis. Exp. (27), e1347, doi:10.3791/1347 (2009).More

Featherstone, D. E., Chen, K., Broadie, K. Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures. J. Vis. Exp. (27), e1347, doi:10.3791/1347 (2009).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter