Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Biology

La recolección y preparación de Drosophila Los embriones de registro electrofisiológico y otros procedimientos

doi: 10.3791/1347 Published: May 20, 2009

Summary

Esta técnica expone al neuromusculatura Drosophila embrionarias para inmunohistoquímica o de registro electrofisiológico. Es útil para el estudio de los primeros eventos en el desarrollo neuromuscular o la realización de electrofisiología en los mutantes que no pueden eclosionar.

Abstract

Drosophila es un modelo genético de primera para el estudio de ambos el desarrollo embrionario y funcional neurociencia. Tradicionalmente, estos campos son muy aislados unos de otros, con historias en gran medida independiente y la comunidad científica. Sin embargo, la relación entre estos campos por lo general diferentes programas de desarrollo es la base de adquisición de las propiedades funcionales de señalización eléctrica y la diferenciación de las sinapsis químicas funcional durante las fases finales de la formación de circuitos neuronales. Esta interfaz es una zona muy importante para la investigación. En Drosophila, estas fases de desarrollo funcional se producen durante un período de <8 horas (a 25 ° C) durante el último tercio de la embriogénesis. Este período de desarrollo tardío fue considerado durante mucho tiempo difíciles de investigación debido a la deposición de una cutícula dura, epidérmico impermeable. Un avance avance fue la aplicación de agua de polimerización pegamento quirúrgico que puede aplicarse localmente a la cutícula para permitir la disección controlada de la última etapa de embriones. Con una incisión longitudinal dorsal, el embrión puede ser en plano, dejando al descubierto el cordón nervioso ventral y la musculatura de la pared del cuerpo para la investigación experimental. Este sistema ha sido muy utilizada para aislar y caracterizar mutantes genéticos que impiden la formación de sinapsis embrionario, por lo que revelan los mecanismos moleculares que regulan la especificación y diferenciación de las sinapsis y conexiones sinápticas propiedades funcionales de señalización.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Parte 1: Equipos y Suministros

  1. Un microscopio de disección se requiere una buena disección de embriones, se sugiere la ampliación de 40X, 25X, con los ojos las piezas para aumentar al máximo aumento.
  2. Pinzas finas (número 5) se requieren para la selección manual de los embriones y devitellinization de embriones.
  3. Equipo para realizar y modificar las finas agujas de vidrio es necesario. Tira de vidrio se requieren agujas para la disección. Preferimos vidrio sólido para la disección (duran más), pero la norma de paredes gruesas tubo de vidrio (diámetro externo 1-1,5 mm) funciona tan bien. Algunas personas utilizan agujas muy finas de tungsteno, electrólisis de la nitidez deseada en un baño de NaOH 1 M con una batería de 10 + autotransformador Amp. Afiladas agujas de disección de tungsteno tienen la ventaja de que son relativamente resistentes y de larga duración. Agujas de vidrio hueco (similar a la forma de parches electrodos pinza) están conectados a un tubo de plástico y se utiliza durante la disección de succión y expulsión de solución salina, así como la entrega controlada de la cola. Una variedad de extractores de vidrio están disponibles para la fabricación de agujas de cristal. Programada por ordenador extractores puede ser programado para tirar de una variedad de formas y tamaños. El Brown-Flaming modelos (Sutter Instrument Co.) son ampliamente favorecidos. Un microscopio compuesto (20-40X objetivo) debe estar disponible para inspeccionar y modificar los electrodos antes de su uso.
  4. Dos tipos de soluciones se utilizan comúnmente para baño de los tejidos embrionarios durante la disección: 1) "estándar" (Jan y Jan, 1976a) o "norma modificada" (Broadie, 2000) salinas, en base a soluciones de uso común para la grabación en otros sistemas de invertebrados , y 2) "hemolinfa-like" (HL) Salines (Stewart et al 1994), un compromiso entre la solución salina normal y las concentraciones iónicas medidas en la hemolinfa de Drosophila. Cabe señalar que ninguna de estas salinas de reproducir fielmente la composición química de la hemolinfa en vivo (Broadie, 2000). Salino estándar contiene (en mM): 135 NaCl, 5 KCl, 4 MgCl 2, 1,8 CaCl 2, 72 sacarosa, 5 TES, pH 7,2. Los experimentadores también puede considerar salina preparada comercialmente de insectos (por ejemplo, los medios de comunicación de insectos de Schneider), que no es apta para registro electrofisiológico pero lo más probable para proteger la salud de los tejidos expuestos.

Parte 2: La estadificación de embriones y la disección

  1. Para la recolección de huevos óptima, mantener jóvenes (<7 días), varones sanos y las moscas hembras (20-40) en fresco por la que se ollas durante 2-3 días. Por la que se ollas comunes constan de 100 vasos de plástico ml (Tri-Pour) perforada para proporcionar la circulación de aire adecuada, cubriendo una placa de agar de 60 mm. Placas de agar contienen jugo de manzana o de uva endurecido con agar. Existen varias recetas, pero un ejemplo es el siguiente: 700 ml de agua, 25 a 30 gramos de agar, 300 ml de jugo concentrado (uva o manzana), 0,5 g de metilparabeno (p-hydroxymethylbenzoate), y el azúcar 30 g. Autoclave el agua y el agar, y por separado hervir el p-hydroxymethylbenzoate con el azúcar y el jugo. Mezcle el jugo de agar y soluciones de forma rápida y verter en placas de 60 mm, la eliminación de las burbujas.
  2. Antes de la recolección de huevos, las moscas se alimentan de pasta de levadura (7 gramos de levadura de panadería en 9 ml de agua se almacenan a 4 ° C) en las placas nuevas, cambiar por lo menos dos veces al día durante al menos dos días. El día 3, una buena olla debe producir 100-200 huevos por hora. Mejor puesta de huevos se observa en una olla mantenido a su lado con el agar en la placa de rayado. Muchos embriones se establecerán en o junto a los arañazos.
  3. Para recoger un gran número de embriones, la transferencia de los embriones con cuidado de la placa de agar en una cesta con un pincel. Una cesta se puede hacer con un tubo de centrífuga de 15 ó 50 ml. Cortar la parte inferior dejando la superficie lo suficiente para atrapar a una pantalla (70 micras de malla) entre la tapa y la parte superior del tubo. Enjuague los embriones con dH 2 0 y poner en una placa de Petri de agua dulce 50% al 100% de lejía para eliminar el corion externo. Por otra parte, los huevos pueden ser recogidos por separado utilizando unas pinzas finas, y dechorionated mediante la colocación de forma manual en una gota de lejía. De-chorionation puede tardar desde 30 segundos a 2 minutos (lejía fresca es mucho más rápido), y deben ser controlados bajo el microscopio de disección. La eliminación del corion expone la membrana brillante, transparente vitelino. Huevos dechorionated debe enjuagarse brevemente, o se colocan en una solución salina, como el cloro destruye rápidamente los tejidos devitellinized.
  4. Es fundamental para la etapa cuidadosamente los embriones a la edad deseada de desarrollo. La Drosophila definido las fases embrionarias (1-17; Campos-Ortega y Hartenstein, 1985) no son útiles, como todo el desarrollo neuromuscular funcional ocurre en 16 etapas finales o de la etapa 17. Por lo tanto, los embriones son protagonizadas por hora de desarrollo a 25 ° C en una incubadora humidificada, en horas después de la fecundación o, más comúnmente, después de la puesta de huevos (AEL). En estas condiciones, la embriogénesis dura 21 + / - 1 hora a 25 ° C.
  5. Los huevos procedentes de un tiempo de huevo laicos (1-2 hrs) que estén debidamente años están al lado de vista de los criterios morfológicos. Después de un prolongado lavado en dH 2 O, los huevos dechorionated se colocan en una placa de cultivo de plástico (en dH 2 O) para su visualización. Puesta en escena correcta se puede confirmar con criterios morfológicos utilizando la luz reflejada con un microscopio de disección (Campos-Ortega y Hartenstein, 1985). Madura la última etapa de embriones (22-24h AEL) al borde de la eclosión son generalmente reconocidos por la segmentación de la cutícula y la tráquea infladas. Los embriones también pueden ser genotipo utilizando equilibradores de las buenas prácticas agrarias y un microscopio de disección de fluorescencia con los filtros adecuados.
  6. Para la disección, embriones y dechorionated etapas de desarrollo están sujetos (lado dorsal hacia arriba) en un cubreobjetos en una gota de solución salina (véase el paso 1.5). Los embriones se extraen de la membrana vitelina por punción de la membrana cerca del extremo anterior o posterior, con una micropipeta de vidrio o una aguja de tungsteno, y luego suavemente liberar al embrión de la membrana. En preparación para la disección, el embrión debe ser colocado en el portaobjetos con la superficie hasta dorsal (parte dorsal hasta la disección se exponga el sistema nervioso ventral y neuromusculatura para los experimentos. Sin embargo, el embrión, obviamente, se puede colocar en otras maneras de facilitar el acceso a otros tejidos.)
  7. Embriones prematuros (<16 h AEL) se conectan directamente a limpiar el cristal o de vidrio recubierto con polilisina (poli-L-lisina bromhidrato; Broadie y Bate, 1993a, b). Mayores embriones (> 16 hrs AEL), tras la formación de la cutícula, deben ser pegados, lo ideal es que Sylgard recubiertos (Dow Corning) cubreobjetos. Un agua de polimerización pegamento de cianoacrilato quirúrgico o veterinario se utiliza (Broadie y Bate, 1993c, d). El pegamento se entrega a través de una pipeta de vidrio pequeño electrodo (10-20 punta micrómetro de diámetro interior) conectada a un tubo de goma con el flujo de cola controlado por la presión de la boca. Se debe tener cuidado durante el parto de cola, como el pegamento se polimeriza rápidamente en contacto con la solución salina. Tenga en cuenta también que pegar no se puede realizar en una solución salina sin o bajas concentraciones de iones divalentes, como el pegamento requiere iones divalentes para polimerizar. Pequeñas cantidades de pegamento se utilizó por primera vez para sujetar firmemente la cabeza y la cola.
  8. Una vez que los extremos del embrión se pegan a los cubreobjetos, se hace una incisión a lo largo de la línea media dorsal con un electrodo de vidrio o una aguja de tungsteno afilada. Esto es más fácil con cuidado perforando la línea de incisión antes de hacer el corte final. Los lados de la incisión se adjuntarán a los cubreobjetos con más cola, para extender suavemente el piso embrión. Los órganos internos, incluyendo los intestinos, los órganos de la grasa y, opcionalmente, la tráquea se retirar mediante aspiración con una pipeta de vidrio conectado a un tubo de goma (Broadie y Bate 1993a-c). El embrión debe adjuntar planos de la cubreobjetos, la epidermis hacia abajo con el ventral del sistema nervioso central, nervios periféricos y músculos somáticos expuestos para la experimentación.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Clasificación precisa de los embriones es crítica debido a la rápida maduración de las propiedades funcionales en el transcurso de tiempo de tan sólo varias horas. Varios problemas complican la puesta en escena. En primer lugar, la mayoría de los investigadores utilizan huevo tiempo pone a los embriones de etapa, pero el tiempo de puesta de huevos puede variar enormemente de un animal a otro en diferentes condiciones (Broadie et al. 1992). En particular, las mujeres con una dieta limitada tienden a retener los huevos fecundados por períodos prolongados antes de la puesta. Por tanto, es fundamental para "limpiar" las hembras se alimentan de una dieta rica en levadura por lo menos 2 días antes de la recolección de huevos (Broadie et al. 1992). Por otra parte, las mujeres mayores también conservan los huevos durante un largo período antes de la puesta. Una mujer mayor de rutina pueden poner los huevos sólo un par de horas antes de su eclosión. Por tanto, es importante la utilización de las mujeres jóvenes (<7 días) para los momentos más consistente por la que se (Broadie et al. 1992). En segundo lugar, durante las etapas finales del embrión, es difícil etapa de embriones únicamente por criterios morfológicos. Características de clasificación más clara se completa con <16 h AEL (Campos-Ortega y Hartenstein, 1985), pero el desarrollo se produce más funcional> 16 hrs AEL. Finales de las características del desarrollo (por ejemplo, la tráquea el aire que llena, el curtido de la cutícula) son pocos y tienden a ser menos temporalmente restringido. Por estas razones, se recomienda un enfoque combinatorio: recoger huevos de 1-2 horas tiempo establece, escenario para bien definidos los primeros eventos morfológicos de <30 minutos de duración (gastrulación por ejemplo, el cierre dorsal, 3-parte del intestino; Campos-Ortega y Hartenstein, 1985) y luego incubar a la edad deseada de una manera bien controlada 25 ° C incubadora.

La disección manual y la aplicación de cola requieren habilidades motoras finas bajo el microscopio que pocas personas poseen inicialmente. Estas habilidades se deben desarrollar con el tiempo. Experimentadores deben estar dispuestos a cometer un mínimo de varias semanas de práctica dedicada al día antes de esperar una alta frecuencia de éxito. Los preparativos adecuados para el examen microscópico del sistema nervioso central y algunas uniones neuromusculares ventral debe ser alcanzable con relativa rapidez, mientras que las preparaciones saludables adecuadas para electrofisiología normalmente requieren un mayor esfuerzo.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Acknowledgments

KB es apoyado por el NIH subvención GM54544.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Embryo Collection Cages Genesee Scientific 59-100 (for 60 mm dish; other sizes available) Cages can also be home made using punctured tri-pour beakers, as shown in video
Sylgard 184 Dow Corning Available from various companies Surgical glue adheres better to sylgard-coated coverslips
Fine glass tubing, outer diameter 1.0-1.5 mm Various For pulling into fine glass needles for dissection and tubes for glue delivery
Plastic tubing, to attach to glass pipette for mouth suction and glue application Tygon Tubing inner diameter needs to match glass outer diameter.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Aravamudan, B., Fergestad, T., Davis, W. S., Rodesch, C. K., Broadie, K. Drosophila UNC-13 is essential for synaptic transmission. Nat. Neurosci. 2, 965-971 (1999).
  2. Auld, V. J., Fetter, R. D., Broadie, K., Goodman, C. S. Gliotactin a novel transmembrane protein on peripheral glia, is required to form the blood-nerve barrier in Drosophila. Cell. 81, 757-767 (1995).
  3. Baines, R. A., Bate, M. Electrophysiological development of central neurons in the Drosophila embryo. J. Neurosci. 18, 4673-4683 (1998).
  4. Baines, R. A., Robinson, S. G., Fujioka, M., Jaynes, J. B., Bate, M. Postsynaptic expression of tetanus toxin light chain blocks synaptogenesis in Drosophila. Curr. Biol. 9, 1267-1270 (1999).
  5. Baines, R. A., Uhler, J. P., Thompson, A., Sweeney, S. T., Bate, M. Altered electrical properties in Drosophila neurons developing without synaptic transmission. J. Neurosci. 21, 1523-1531 (2001).
  6. Bate, M. The embryonic development of the larval muscles in Drosophila. Development. 110, 791-804 (1990).
  7. Bate, M., Martinez Arias, A. The Development of Drosophila melanogaster. Bate, M., Martinez Arias, A. Cold Spring Harbor Laboratory Press. New York. Vol. I, II (1993).
  8. Baumgartner, S., JT, L. ittleton, Broadie, K., MA, B. hat, Harbecke, R., JA, L. engyel, Chiquet-Ehrismann, R., Prokop, A., Bellen, H. J. A Drosophila neurexin is required for septate junction and blood-nerve barrier formation and function. Cell. 87, 1059-1068 (1996).
  9. AH, B. rand Perrimon N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118, 401-415 (1993).
  10. Brand, A. GFP as a cell and developmental marker in the Drosophila nervous system. Methods Cell Biol. 58, 165-181 (1999).
  11. Broadie, K. Electrophysiological Approaches to the Neuromusculature. Drosophila Protocols. Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. Cold Spring Harbor Laboratory Press. New York. 273-296 (2000).
  12. Broadie, K., Bate, M. Development of the embryonic neuromuscular synapse of Drosophila melanogaster. J. Neurosci. 13, 144-166 (1993a).
  13. Broadie, K., Bate, M. Development of larval muscle properties in the embryonic myotubes of Drosophila melanogaster. J. Neurosci. 13, 167-180 (1993b).
  14. Broadie, K., Bate, M. Activity-dependent development of the neuromuscular synapse during Drosophila embryogenesis. Neuron. 11, 607-619 (1993c).
  15. Broadie, K., Bate, M. Synaptogenesis in the Drosophila embryo: innervation directs receptor synthesis and localization. Nature. 361, 350-353 (1993d).
  16. Broadie, K., Bellen, H. J., DiAntonio, A., Littleton, J. T., Schwarz, T. L. The absence of Synaptotagmin disrupts excitation-secretion coupling during synaptic transmission. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 91, 10727-10731 (1994).
  17. Broadie, K., Prokop, A., Bellen, H. J., O'Kane, C. J., Schulze, K. L., Sweeney, S. T. Syntaxin and Synaptobrevin function downstream of vesicle docking in Drosophila. Neuron. 15, 663-673 (1995).
  18. Broadie, K., Rushton, E., Skoulakis, E. C. M., Davis, R. L. eonardo a 14-3-3 protein involved in learning, regulates presynaptic function. Neuron. 19, 391-402 (1997).
  19. Broadie, K., Skaer, H., Bate, M. Whole-embryo culture of Drosophila: development of embryonic tissues in vitro. Roux's Arch. Develop. Biol. 201, 364-375 (1992).
  20. Campos-Ortega, J., Hartenstein, V. The embryonic development of Drosophila melanogaster. Springer. Berlin. (1985).
  21. Deitcher, D. L., Ueda, A., Stewart, B. A., Burgess, R. W., Kidokoro, Y., Schwartz, T. L. Distinct requirements for evoked and spontaneous release of neurotransmitter are revealed by mutations in the Drosophila gene neuronal-synaptobrevin. J. Neurosci. 18, 2028-2039 (1998).
  22. Featherstone, D. E., Broadie, K. Surprises from Drosophila: genetic mechanisms of synaptic development and plasticity. Brain Res. Bull. 53, 501-511 (2000).
  23. Featherstone, D. E., Rushton, E. M., Hilderbrand-Chae, M., Phillips, A. M., Jackson, F. R., Broadie, K. Presynaptic glutamic acid decarboxylase is required for induction of the postsynaptic receptor field at a glutamatergic synapse. Neuron. 27, 71-84 (2000).
  24. Featherstone, D. E., Davis, W. S., Dubreuil, R. R., Broadie, K. Drosophila alpha- and beta-spectrin mutations disrupt presynaptic neurotransmitter release. J Neurosci. 21, 4215-4224 (2001).
  25. Featherstone, D. E., Rushton, E., Broadie, K. Developmental regulation of glutamate receptor field size by nonvesicular glutamate release. Nat Neurosci. 5, 141-146 (2002).
  26. Featherstone, D. E., Rushton, E., Rohrbough, J., Liebl, F., Karr, J., Sheng, Q., Rodesch, C. K., Broadie, K. An essential Drosophila glutamate receptor subunit that functions in both central neuropil and neuromuscular junction. J. Neurosci. 25, 3199-3208 (2005).
  27. Fergestad, T., Davis, W. S., Broadie, K. The stoned proteins regulate synaptic vesicle recycling in the presynaptic terminal. J Neurosci. 19, 5847-5860 (1999).
  28. Fergestad, T., Wu, M. N., Schulze, K. L., Lloyd, T. E., Bellen, H. J., Broadie, K. Targeted mutations in the syntaxin H3 domain specifically disrupt SNARE complex function in synaptic transmission. J Neurosci. 21, 9142-9150 (2001).
  29. Fergestad, T., Broadie, K. Interaction of stoned and synaptotagmin in synaptic vesicle endocytosis. J Neurosci. 21, 1218-1227 (2001).
  30. Goodman, C. S., Doe, C. Q. Embryonic Development of the Drosophila Central Nervous System. In The Development of Drosophila melanogaster. Bate, M., Martinez Arias, A. Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, New York. 1131-1206 (1993).
  31. Harrison, S. D., Broadie, K., Goor, J. vande, Rubin, G. M. Mutations in the Drosophila Rop gene suggest a function in general secretion and synaptic transmission. Neuron. 13, 555-566 (1994).
  32. Huang, F. D., Woodruff, E., Mohrmann, R., Broadie, K. Rolling blackout is required for synaptic vesicle exocytosis. J. Neurosci. 26, 2369-2379 (2006).
  33. Jan, L. Y., Jan, Y. N. Properties of the larval neuromuscular junction in Drosophila melanogaster. J. Physiol. 262, 189-214 (1976).
  34. Jan, L. Y., Jan, Y. N. L-glutamate as an excitatory transmitter at the Drosophila larval neuromuscular junction. J. Physiol. 262, 215-236 (1976b).
  35. Kidokoro, Y., Nishikawa, K. I. Miniature endplate currents at the newly formed neuromuscular junction in Drosophila embryos and larvae. Neuroscience Research. 19, 143-154 (1994).
  36. Landgraf, M., Bossing, T., Technau, G. M., Bate, M. The origin, location, and projections of the embryonic abdominal motorneurons of Drosophila. J. Neurosci. 17, 9642-9655 (1997).
  37. Mohrmann, R., Matthies, H. J., Woodruff III, E., Broadie, K. Stoned B mediates sorting of integral synaptic vesicle proteins. Neuroscience. 153, 1048-1063 (2008).
  38. Nishikawa, K. I., Kidokoro, Y. Junctional and extrajunctional glutamate receptor channels in Drosophila embryos and larvae. J. Neurosci. 15, 7905-7915 (1995).
  39. Renden, R., Berwin, B., Davis, W., Ann, K., Chin, C. T., Kreber, R., Ganetzky, B., Martin, T. F., Broadie, K. Drosophila CAPS is an essential gene that regulates dense-core vesicle release and synaptic vesicle fusion. Neuron. 31, 421-437 (2001).
  40. Rohrbough, J., Broadie, K. Electrophysiological Analysis of Synaptic Transmission in Central Neurons of Drosophila Larvae. J. Neurophysiol. 88, 847-860 (2002).
  41. Rohrbough, J., Rushton, E., Palanker, L., Woodruff, E., Matthies, H. J., Acharya, U., Acharya, J. K., Broadie, K. Ceramidase regulates synaptic vesicle exocytosis and trafficking. J. Neurosci. 24, 7789-7803 (2004).
  42. Rohrbough, J., Rushton, E., Woodruff, E. 3rd, Fergestad, T., Vigneswaran, K., Broadie, K. Presynaptic establishment of the synaptic cleft extracellular matrix is required for postsynaptic differentiation. Genes Dev. 21, 2607-2628 (2007).
  43. Stewart, B. A., Atwood, H. L., Renger, J. J., Wang, J., Wu, C. F. Improved stability of Drosophila larval neuromuscular preparations in haemolymph-like physiological solutions. J. Comp. Physiol.. A175, 179-191 (1994).
  44. Sweeney, S. T., Broadie, K., Keane, J., Niemann, H., O'Kane, C. J. Targeted expression of tetanus toxin light chain in Drosophila specifically eliminates synaptic transmission and causes behavioral defects. Neuron. 14, 341-351 (1995).
  45. Tsunoda, S., Salkoff, L. Genetic analysis of Drosophila neurons: Shal, Shaw, and Shab encode most embryonic potassium currents. J. Neurosci. 15, 1741-1754 (1995).
  46. Ueda, A., Kidokoro, Y. Longitudinal body wall muscles are electrically coupled across the segmental boundary in the third instar larva of Drosophila melanogaster. Invertebrate Neuroscience. 1, 315-322 (1996).
  47. Wu, C. F., Haugland, F. N. Voltage clamp analysis of membrane currents in larval muscle fibers of Drosophila. J. Neurosci. 5, 2626-2640 (1985).
  48. Yan, Y., Broadie, K. In vivo assay of presynaptic microtubule cytoskeleton dynamics in Drosophila. J Neurosci Methods. 162, 198-205 (2007).
  49. Yoshikami, D., Okun, L. Staining of living presynaptic nerve terminals with selective fluorescent dyes. Nature. 310, 53-56 (1984).
  50. Zagotta, W. N., Brainard, M. S., Aldrich, R. W. Single-channel analysis of four distinct classes of potassium channels in Drosophila muscle. J. Neurosci. 8, 4765-4779 (1988).
  51. Zhang, Y. Q., Rodesch, C. K., Broadie, K. A living synaptic vesicle marker: synaptotagmin-GFP. Genesis. 34, 142-145 (2002).
La recolección y preparación de<em> Drosophila</em> Los embriones de registro electrofisiológico y otros procedimientos
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Featherstone, D. E., Chen, K., Broadie, K. Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures. J. Vis. Exp. (27), e1347, doi:10.3791/1347 (2009).More

Featherstone, D. E., Chen, K., Broadie, K. Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures. J. Vis. Exp. (27), e1347, doi:10.3791/1347 (2009).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter