Summary
Invertébrés montrent une sympathie autonomique de type réponse similaire à celle décrite pour les vertébrés. La coordination des systèmes cardio-vasculaire et respiratoire permet de mesurer un indice biologique permettant d'évaluer un état internes de l'organisme.
Abstract
La réaction de peur, la fuite ou combat sert de base physiologique fondamental pour examiner la sensibilisation d'un organisme de son environnement sous une attaque par un prédateur imminente. Bien qu'il ne sait pas si les invertébrés possèdent un système nerveux autonome identique à celui des vertébrés, les invertébrés ont preuve démontre une réponse sympathique ressemblant à réguler l'environnement interne et préparer l'organisme à agir comportemental à un stimulus donné. De plus, cette réponse physiologique peuvent réalistement être mesurée et il agit comme un indice biologique d'état interne de l'animal. Les mesures de la réponse physiologique peut être directement liés aux facteurs de stress internes et externes grâce à des changements dans la coordination du système nerveux central contrôlé des systèmes cardio-vasculaire et respiratoire. Plus précisément, la surveillance cardiaque et les taux de ventilation de fournir des mesures quantifiables de la réponse au stress n'est pas toujours comportemental observé. Les écrevisses sont des organismes modèles bon pour le cœur et les mesures de fréquence respiratoire due à la faisabilité de l'enregistrement, ainsi que la riche histoire connue de la morphologie de l'écrevisse, datant de Huxley en 1888, et les comportements typiques bien étudiés.
Protocol
Présentation
Les organismes doivent présenter un large éventail de comportements à répondre aux stimuli menaçant et changements dans l'environnement. La réponse autonome est bien étudié chez les vertébrés comme la lutte ou de fuite dans laquelle le système nerveux sympathique se prépare physiologiquement l'environnement interne (Carpenter, 1976;. Nicholls et al, 2001). C'est grâce à des changements physiologiques qui peuvent réguler un organisme de la réponse au stress et modifier le comportement de réagir à une attaque imminente ou de changer d'environnement. L'expérience montre que le système cardio-vasculaire est étroitement lié au système respiratoire permettant ainsi à l'environnement interne de réagir et de mettre en œuvre une réponse. Il est bien connu que le contrôle autonome des systèmes respiratoire et cardiovasculaire peut réguler la disponibilité en oxygène et de nutriments aux tissus cibles spécifiques nécessaires pour une réponse imminente de comportement.
Chez les vertébrés, la réponse physiologique est autonome et si bien évolué, il semble probable que les invertébrés complexe serait similaire possèdent un système de réponse développée (Schapker et al, 2002;. Zavarzin, 1941). Même si les vertébrés et les invertébrés sont très différents de manière systématique; invertébrés très développés nécessitent l'intervention rapide cardiovasculaires et respiratoires à répondre dans un combat ou d'une manière vol. Pour de nombreux invertébrés, une réponse favorable de type physiologique peut être quantifiée. Datant de 1927, beaucoup d'études très tôt ont été menées chez les invertébrés, en particulier en utilisant des arthropodes en général (Alexandrowicz, 1932; Orlov, 1927; Zavarzin, 1941).
Les écrevisses sont connus pour présenter un large éventail de comportements rapide ainsi que la capacité d'évaluer et de réagir aux stimuli environnementaux. Très tôt les études ont noté une réponse sympathique ressemblant d'une réponse immédiate et rapide de la posture de défense (Bethe, 1897; Huxley, 1880; Shuranova et al, 2006;. Wiersma, 1961). Le cœur d'écrevisses adultes est neurogène depuis le beat et le rythme sont contrôlées par le système nerveux central (Alexandrowicz, 1932; Yamagishi et Hirose, 1997;. Yamagishi et al, 1997; Wilkens, 1999). Régulièrement, la mesure de la fréquence cardiaque d'un animal (RH) fournit une mesure directe de l'excitabilité et la préparation de l'environnement interne. Dans les écrevisses, une augmentation de la RH est noté au cours posture de défense lorsqu'ils sont présentés avec un stimulus perçu menaçants (Listerman et al., 2000). Ce type de réponse du système nerveux a également été démontré dans les langoustes (Yazawa et Katsuyama, 2001).
Le système ventilatoire est également contrôlée neuronale avec un générateur de motif central ventilatoire (VPG) responsable de l'absorption d'oxygène par les branchies par l'action de pompage de deux appendices spécialisés scaphognathites qualifié (Mendelson, 1971). Une seule scaphognathite réside dans chaque chambre branchiale aux extrémités antérieure et tire l'eau à travers les branchies par un mouvement rythmique (Pasztor, 1968). Le VPG, comme avec le coeur, peut être modulée par de nombreux facteurs. Des travaux antérieurs dans le crabe, Cancer magister montre rythme cardiaque et respiratoire peut être altérée par le contrôle central par les neurones de commande (Wilkens et al., 1974). En outre, l'activité de l'VPG est connu pour le changement avec des changements dans la réponse interne et avec les interactions sociales ou les changements environnementaux dans les crustacés (Burmistrov et Shuranova, 1996; Cuadras, 1979, 1980; Li et al, 2000;. Listerman et al. , 2000; McMahon et Wilkens, 1983; Schapker et al, 2002;. Shuranova et al, 2002;. Wilkens, 1976). Comme vu dans l'écrevisse, l'activité ventilatoire (VR) peuvent varier en fonction de l'état interne et les changements de VR peuvent être enregistrées au cours des stimuli externes imprévus (Shuranova et al, 1993;. Shuranova et al, 2002)..
En raison de la fiabilité et la faisabilité de mesures RH et VR, les futures questions à se poser sont infinies. Comme noté précédemment, le travail a été fait pour examiner la réponse autonome au cours des interactions sociales et des perturbations environnementales. Fait intéressant, de nombreuses zones sont laissées à être explorées, comme l'examen de la réponse autonome au cours naturel des changements hormonaux et / ou d'autres processus physiologiques qui se produisent dans l'organisme. Les orientations futures possibles peuvent également examiner sympathiques-comme des réponses pendant l'accouplement et la réception chimiques olfactifs. Plus important encore, les réponses physiologiques peuvent fournir un meilleur aperçu dans une réponse de l'organisme à l'environnement par rapport à l'observation du comportement, puisque les animaux ne réagissent pas toujours quand ils comportemental se préparent intérieurement. Ainsi, la mesure physiologique fournit un indice biologique pour évaluer l'état interne d'un organisme qui peut expliquer les changements globaux dans un organisme.
Méthodes
Avant de commencer à câbler une écrevisse, la préparation des fils est nécessaire. Coupez deux fils isolés en acier inoxydable (diamètre 0,005 pouce et avec le revêtement 0,008 pouces; Systèmes AM, Carlsburg, WA) assez longtemps pour l'insérer dans l'écrevisse et adéquatement parvenir à un détecteur de l'impédance (UFI, modèle 2991). Retirez l'isolation (~ 0,5 mm) par le feu sur les extrémités des deux fils qui sera inséré dans la carapace. Attention à ne pas enlever l'isolant trop comme un fil nu à l'extérieur de l'animal doit être recouvert pour éviter les courts enregistrements impédance de circuit. Puis, en utilisant une pince plier les extrémités des fils brûlés dans un angle de 90 pour le placement dans la carapace. Soyez sûr que la partie insérée sur le fil n'est pas trop longtemps car cela pourrait causer des dommages aux organes internes. Pour la faisabilité de l'insertion des fils dans un tube en plastique (qui protège les fils), il est préférable de vaguement torsadez les fils ensemble. Si le cœur de l'enregistrement et le taux de ventilation, répétez les étapes ci-dessus une deuxième fois et les deux ensembles de fils peut être vaguement tressés ensemble avant le placement dans le tube de plastique. Soyez sûr de désigner le fils pour le coeur et le taux de ventilation de façon à ne pas confondre ce qui attachent les fils du détecteur d'impédance qui pour l'enregistrement. Il est préférable d'étiqueter les fils ou couper une paire plus courte que l'autre au début.
À mener à bien et en toute sécurité de fil de l'écrevisse, il est préférable d'envelopper les griffes et les jambes (en laissant le dos et un côté exposé) en chiffon humide ou du papier absorbant pour éliminer le dommage causé à la personne et / ou d'écrevisses (figure 1).
Figure 1. Emballage de l'chélipèdes et les jambes de l'écrevisse. Emballage de l'écrevisse dans une serviette en papier humide sera de prévenir les blessures à la personne et l'écrevisse. L'emballage sera entraver la capacité de l'écrevisse de déplacer les chélipèdes et les jambes.
Pour commencer le processus de câblage, il est préférable de commencer dans la chambre branchiale puisque l'épaisseur de carapace varie avec chaque écrevisses et une force excessive peut causer des dommages aux organes internes, ce qui en commençant dans la chambre branchiale, une pression excessive est moins susceptible de tuer les écrevisses par rapport à la chambre thoracique. Le premier trou est fait en utilisant une fine pointe de scalpel et juste assez grand pour un fil à insérer sous la cuticule de la région rostrale de la chambre branchiale (ie, la chambre prebranchial de surveiller le taux ventilatoire;. Schapker et al, 2002). Un grand trou aura une perte hémolymphe excessive et ne sont pas étanches, ce qui augmentera la probabilité de ne pas rester les fils dans le trou désigné. Une fois que le fil est en place, déposer une petite quantité de colle (cyanoacrylate ester) et de l'accélérateur (HobbyTown Etats-Unis, Lexington, KY) sur le fil. L'utilisation de la colle à séchage rapide permet de réduire le stress de manipulation des animaux. Soyez prudent de placer une petite quantité d'accélérateur sur la cuticule car cela est toxique pour les écrevisses et causer la mort. Il est préférable d'essuyer immédiatement tout accélérateur de l'excès avec une serviette en papier. Répétez ces étapes pour le deuxième fil dans la chambre branchiale. Ces deux fils sont placés pour enjamber le scaphognathite (organe respiratoire) pour assurer une mesure précise impédance forte lors de chaque mouvement scaphognathite (figure 2). Pour obtenir un enregistrement précis, être sûr que le deuxième fil n'est pas placée à l'extérieur de la chambre branchiale et dans la chambre thoracique.
Figure 2. Placement des fils en acier inoxydable dans la chambre branchiale. Les points blancs sur la carapace représentent des points pour les fils en acier inoxydable pour être placé sous la cuticule. Les fils de la durée et le mouvement scaphognathite mesure par impédance dynamique.
Les étapes de la fréquence cardiaque de câblage dans la chambre thoracique est le même que ci-dessus, sauf les fils sont placés sous la carapace dorsale directement sur le cœur et la durée du coeur dans un arrangement rostrale-caudale (figure 3). Ce placement sera d'assurer une mesure d'impédance forte précis pendant chaque contraction cardiaque (Listerman et al., 2001).
Figure 3. Placement des fils en acier inoxydable dans la chambre thoracique. Les points blancs sur la carapace représentent des points pour les fils en acier inoxydable pour être placé sous la cuticule. Les fils couvrent le coeur dans un arrangement rostrale-caudale. Cela permettra de prendre des mesures de contraction du cœur grâce à impédance dynamique.
Une fois le placement de tous les quatre fils est terminée, le mélange d'un adhésif instantané (Eastman, 5-min e séchagepoxy) et enduire les trous pour chaque emplacement ainsi que les fils. Une fois les fils et les trous forés sont convenablement couverts, l'utilisation de l'époxy restant à maintenir le tuyau en plastique à l'arrière de l'écrevisse. Cela permettra d'assurer que les fils ne sera pas retiré des trous dans les manutentions avenir. Depuis l'époxy prend que quelques minutes pour sécher, de conserver ou placer les écrevisses dans un récipient sans eau jusqu'à ce que l'époxy n'est plus collant au toucher. Une fois que l'époxyde est sèche, laver la langouste dans l'eau pour éliminer les produits chimiques en excès et les remettre dans un milieu aquatique. Pour assurer la santé de l'écrevisse, il est préférable de changer l'eau en une heure environ pour enlever les produits chimiques non encore enlevés. Comme noté par les enquêteurs précédents, nous avons constaté que d'une manipulation prolongée altère les mesures physiologiques du stress dû pour une durée de 24 h à 3 jours (Wilkens et al, 1985.), Donc, les animaux devraient être laissés pendant 2 à 3 jours avant toute expérimentation .
Pour enregistrer les ECG, brancher les fils de l'écrevisse à des détecteurs d'impédance. Les deux fils s'étendant du cœur (RH mesure) doit être joint à un détecteur d'impédance simple et de même pour les deux fils enjambe la scaphognathite (mesure VR). Le détecteur mesure la résistance d'impédance dynamique entre les deux fils d'acier inoxydable. Ces signaux sont captés par le détecteur de connexion en ligne pour une PowerLab via une interface PowerLab/4SP (Instruments AD). Tous les événements sont mesurés et calibrés avec la version 5.5.6 logiciel Chart PowerLab (AD Instruments, Australie). Pour commencer, fixer un taux d'acquisition à 4 kHz. Les grands déplacements représenteront rythme cardiaque et le taux de ventilation. Pour plus de facilité dans le comptage de chaque HR / VR, une fonction de lissage peut s'appliquer à l'ensemble des données. Si 100 points ont été lissées (c'est à dire en moyenne) la trace résultante sera que représentent les battements du coeur. Le rythme cardiaque peut être déterminé par dénombrement direct de chaque battement de plus de 10 s intervalles, puis convertie en battements par minute (BPM).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Scalpel | Stainless steel surgical blades No. 11 for No. 3 handle | ||
| Stainless steel wire | A-M Systems, Carlsburg, WA | diameter 0.005 inches with the coating 0.008 inches | |
| Impedance detector | UFI | model 2991 | |
| Plastic tubing | Cole-Parmer | Tygon Tubing ID .0812, OD .1492 | |
| Fast-drying glue (cyanoacrylate ester) | HobbyTown USA, Lexington, KY | ||
| Accelerator | HobbyTown USA, Lexington, KY | ||
| Adhesive | Eastman | 5-min drying epoxy | |
| PowerLab via a PowerLab/4SP interface |  ADInstruments |
||
| PowerLab Chart | AD Instruments, Australia |
software version 5.5.6 | |
| PowerLab Chart | AD Instruments, Australia |
software version 3.5.6 |
References
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