Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Biology

Мониторинг функции сердца в личинок Дрозофилы Для физиологических исследований

doi: 10.3791/1596 Published: November 16, 2009

Summary

Мы представляем различные способы мониторинга функции сердца в личинку

Abstract

Мы представляем различные методы для записи функции сердца в личиночной

Protocol

ВВЕДЕНИЕ

Клеточные механизмы в функции сердца и для насекомых и позвоночных животных, удивительно похожий дрозофилы используются для исследования генных мутаций, которые ответственны за болезненных состояний у других животных, включая людей (Bier и Бодмер, 2004;.. Перона и др., 2009). Теперь различные заболевания, вынуждающие в этом послушный генетических организма (Доус и др., 1995;. Джонсон и др., 1998;. Ganetzky, 2000; Bier и Бодмер, 2004;. Ocorr и др., 2007а, б) и с надеждой, что во времени генной терапии могут быть проверены на восстановление нормальной функции. Кроме того дрозофилы служить хорошей моделью для физиологической функции на клеточном уровне.

Многие из последних исследований на дрозофиле сердца были ориентирована на аспекты развития в эмбрионе (Azpiazu и Frasch 1993, Бодмер 1993, Бодмер и соавт. 1990). Несколько исследований физиологических функций произошло в пред-куколки, куколки или взрослой стадии (Эштон и др., 2001;. Он и Адлер, 2001; Молина и Криппс, 2001; Ponzielli и др., 2002;. Слама и Фаркаш, 2005; Wessells и Бодмер, 2004). Однако стадии куколки является одним из метаморфозы и изменения гормонов, а также колебания различных биогенных аминов. Также сердце переживает структурные преобразования, которые могут оказаться трудно контролировать переменных при исследовании физиологии миоциты (Dulcis и др. 2005;. Джонсон и др., 2002;. Miller, 1997; Papaefthimiou и Theophilidis, 2001). Сердце, как известно, миогенной в личиночной стадии и может быть легко удалена или влево на месте в то же время купались на определенный физиологический раствор для ограничения рецептуры переменных, таких как циркулирующих гормонов или пептидов (Доус и др., 1995;.. Джонсон и др. 1997 ; Dasari и Купер, 2006; Feng и др., 2004).. Миогенной характер личиночной сердца сопоставимо с млекопитающих сердце, что Есть кардиостимуляторов, которые управляют остальными сердца перекачивать жидкости в направлении, чтобы быть эффективными в купании органов. Хронотропный и ионотропных характер сердце дрозофилы личиночной представляет интерес, поскольку она может служить быстрое средство для проверки основополагающих принципов и патологические эффекты для млекопитающих функции сердца, а также оказывает помощь в разработке сравнительная модель для клеточной физиологии, таких как ионные регулирования кардиостимулятором клеток.

Личиночное сердце очень восприимчивы к биогенных аминов и пептидов, которые изменяются в зависимости от гемолимфы источник пищи или внутреннего состояния животного (Dasari и Купер, 2006; Johnson и др., 1997, 2000,.. Николс и др., 1999; Zornik и др. . 1999). Обращаясь как эндогенных или экзогенных соединений влияния сердца механистически представляет интерес. Возможно, роман инсектицидов с меньшим количеством воздействия на другие организмы могут быть разработаны, если мы лучше понять насекомых физиологии и фармакологии.

Клеточный механизм действия медиаторов и модуляторов сердечного у личинки не были описаны на сегодняшний день, как не было достаточного понимания ионных токов и типа каналов, присутствующих в личиночной сердца, которые способствуют и регулировать кардиостимулятора деятельности. Насколько нам известно, Есть никаких сообщений документирования внеклеточной или внутриклеточных записей миоцитов оценить ионных токов для решения механистического эффекта модуляторов в личиночной дрозофилы.

В данном отчете мы представляем различные методы для записи частоты сердечных сокращений и физиологические свойства личиночной сердце.

МЕТОДЫ

Неповрежденная личинок:

  1. Хорошее средство визуализации нетронутыми избиения личиночной сердце непосредственно с микроскопом, однако личинки должны оставаться все еще достаточно, чтобы количество сокращений. Мы развитие методов контроля частоты сердечных сокращений в свободно движущиеся личинки, а также сдержанная личинок. В зависимости от них экспериментальный подход один вопрос может быть более подходящим, чем другие.
  2. Эти подходы могли бы использоваться, чтобы следовать отдельных течение длительного периода времени, если уход используется, чтобы избежать обезвоживания. Эти методы могут быть также использованы для оценки фармакологических средств введено в диете или изучить разные периоды развития мутационной линии или с индукцией генов теплового шока.
  3. Первый способ безудержного мы называем "муравейник". Этот метод состоит из двух стеклянных пластин расстоянии друг от друга тонким слоем личинок пищей. Личинки могут быть визуализированы в одной плоскости фокуса. Этот метод был также использован для контроля электрической активности циркадных движения в личинки (Cooper и Cooper, 2004). Этот метод состоит из двух стеклянных пластин (предметные стекла, 75 х 25 мм; Мелвин Дж. Фрид Brand) узко расположенными (1 к 1.5 мм) друг от друга тонким слоем личинок пищей (например, влажная еды кукурузы модифицированной версии Lewis, 1960), так что личинки могут быть визуализированы в одной плоскости фокуса. Распорки обычно используется для гелевых пластин electrophoreses (мини-гель Bio-Rad, науки о жизни исследований, Hercules, CA 94547, США) работают очень хорошо, так как они могут быть приобретены с различной толщины для использования с первого, второго или третьего возраста личинок процедуры муравейник. Также вариантом является использование твердого пластика заданной толщины и вырезать региона для использования в качестве сканирования пространства.
  4. Для предотвращения личинок из вылезая из краев двумя пластинами стекла пластика нужной толщины используется. Слегка наклоняя платформы от 20 до 45 градусов приводит к тому, личинки остаться, большую часть времени, с их головы указал вниз и их хвост содержащие дыхальца выше пищи или в пределах воздушного коридора в пищевой слой.
  5. Это "Ant Farm Техника" также позволяет видео-изображения в пределах одной плоскости с пищей равномерной толщины. В этой конфигурации личинки как правило, не ползать по всей пищевой, но вместо того, чтобы поесть и постепенного перемещения в 2D плоскости. Белый свет проектируется из нижней столике микроскопа с зеркалом, чтобы он мог быть перемещен, соответственно, для лучшего контраста сердца или два трахеи, которые перемещаются в то время как сердце сокращается. Микроскопа (регулируемый зум 0,67 до 4,5; Инструмент Всемирной Precision, модель 501379) используется. 2X цель базы и трубки цель 0.5X используется для получения достаточного пространственного разрешения и увеличения для покрытия 1 см на 0,5 см прямоугольника. Установлены камеры через тринокулярный крепление используется (Mintron, MTV, Всемирный точный инструмент). Температура окружающей среды с температурой 20 ° C.

    Рисунок 1
    Рисунок 1. Спинной зрения нетронутыми 3-го возраста личинки. Движение трахеи из-за затягивания вложений из сердца используется для наблюдения частота сердечных сокращений.

  6. Для контроля свободно движущихся животных можно поместить несколько капель разбавленной смеси пищи над головой животных. Это должно быть сделано в стеклянную посуду так проходящий свет может проходить через личинки для визуализации сердца трубки. Микроскопии же настроен как описанные выше, могут быть использованы, чтобы посмотреть сердцебиение и получить на счету.
  7. Другим подходом является ограничение личинки в одном месте с помощью двойных ленты палкой по стеклу и размещения брюшной стороне личинки на ленту (Baker и соавт., 1999). Однако этот подход не работает хорошо, если лента попала влага при кормлении личинок. Чтобы избежать ленты промокания можно использовать вазелин (введенный из тонкой иглы вокруг основания личинок и вокруг ленты края). Здесь можно кормить личинку в течение долгого времени без того, чтобы преследовать личинок в фокальной плоскости или во время его перемещения на блюдо. Если кто-то хочет, чтобы освободить личинки ленту можно увлажнить и он теряет это адгезией к животным.

Если кто-то не заинтересован в освобождении личинки для экспериментов можно было бы использовать метод постоянного сдерживания личинки склеиванием животное стекло. С использованием метода клей супер, животное может съесть и даже быть покрыта влажными решения, оставаясь при этом придерживался скольжения покровного стекла. Процедуры:

  1. Возьмите чистый слайд и место покровное стекло в одном конце его.
  2. Нанесите небольшое прикосновение суперклея в одном углу покровным стеклом.
  3. Найдите дрозофилы личинки и удалить его из пробирки.
  4. Место личинки в чашке Петри и промойте его с небольшим количеством воды, чтобы удалить лишнюю пищу.
  5. Насладитесь рассверливание пищу с угла небольшой ткани или бумажной салфеткой.
  6. Аккуратно подобрать личинку пинцетом и поместить его на слайде на противоположном конце от Вашего покровным стеклом.
  7. Место слайд под микроскопом и настроить одалживает на личинку. Личинки должны быть на ее живот спиной вверх. Вы можете различать две стороны личинки, потому что их спины имеют два "гоночные полосы", которые являются трахеи. Желудке слабые горизонтальные канавки работает по ней с очень мелкими черными волосами.
  8. Если личинка перед неправильным путем, просто включите правильный путь, осторожно листать это с помощью пинцета.
  9. С новым набором пинцет используется специально для клея взять небольшой мазок из раскрывающегося в конце вашего покровным стеклом и поместить его в углу противоположном конце. Вы должны использовать дробно количество клея, просто достаточно, чтобы покрыть голову из пинцета. Кроме того, убедитесь, что вы стереть кончики пинцета так, чтобы они не стали приклеены закрыты.
  10. Под микроскопом, дважды проверьте, чтобы убедиться, что личинка все еще находится в правильном положении. Если он перевернулся, см. шаг восемь.
  11. Теперь, с помощью пинцета используется для обработки личинки, подобрать личинки иосторожно положите на свежие пятна клея. Убедитесь, что черный рот крючки расположены вблизи или на краю покровным стеклом и ни они, или коричневый дыхальца вступают в контакт с клеем.
  12. Осторожно надавите на личинку, чтобы сгладить его.
  13. Теперь, когда личинка находится в месте, вы можете управлять вещества, которые вы хотите протестировать их.
  14. Это лучше всего достигается, если вы используете шприц, чтобы составить вещество и поместить его в малых дозах на голову личинки для того, чтобы глотать.
  15. Наконец, частота сердечных сокращений может наблюдаться путем подсчета числа импульсов дыхальца за одну минуту.

В месте: Разбор и подсчета частоты сердечных сокращений:

Препараты разрезом по середине вентральной продольной оси и возлагали квартиры. Подготовка блюдо состояло из стекло (VWR) с магнитной лентой (Самые выгодные предложения розничных вне пусть) присоединилась к одной стороне. Отверстием в центре магнитной полосы позволяет подготовки для просмотра в проходящем свете. Пройдя через контакты (Fine научных инструментов, WA) загнуты и приклеены к скрепки. Скрепки легко маневрировал на магнитную ленту провести филе подготовку на месте. Этот тип записи блюдо было ранее описано для использования пиннинга ганглиях изолированной от пиявки брюшной нервной цепочки (Muller и соавт., 1981).

  1. Место нетронутыми третьего возраста личинка при вскрытии пластины. Поворот личинки на вентральной стороне, пока трахея больше не видны через кутикулу.
  2. Место четыре контакта в интактной личинки. Два контакта идут по обе стороны от устья крючки, и две булавки идут по обе стороны от дыхальца.
  3. Добавить солевой раствор, и сделать горизонтальный надрез небольшом расстоянии от головы булавки, затем продолжить горизонтальный надрез по всей длине продольной оси.
  4. Стоп резки небольшом расстоянии от истинного сердца. Вырезать вокруг искренним сердцем, и наряду дыхальца.
  5. Поднимите одну спинной контактный и подключить его под кутикулой. Использование контактных открыть полости тела и распространение ее открытой. Повторите это с остальными контактами.
  6. Удалите внутренности, стараясь не повредить ни трахеи или сердца. Следует отметить, что некоторые структуры крепятся к сердцу и может повредить его, если удалены. К ним относятся несколько жира органов и мозга. Если вы видите сердца растягивается при удалении кишки, немедленно прекратите попытки удалить эту структуру.

Сердце в настоящее время подвергается и готова к воздействию условий эксперимента.

Рисунок 2
Рисунок 2. Брюшной рассечение 3-го возраста, чтобы посмотреть в сердце напрямую. Закрепление животного на спине после вскрытия используется для прямого применения соединений на сердце с или без ЦНС нетронутыми. Маленькая стрелка указывает, где сердце и аорте разделены на перерезана спинной исследования сосудов (см. ниже). Тр, трахеи; Sp, Стигмы, H сердца; АО, аорты.

Это рассечение метод был использован для прямого оценки фармакологических агентов на сердце личинок дрозофилы (Gu и Сингх, 1995). Рассечение время составляет 3-6 мин. Препарат разрешен для отдыха во время купались в HL3 физиологический раствор в течение 3-5 мин после вскрытия.

Солевой HL3 тщательно контролировать, чтобы быть при рН 7,2 с HR замедляется при высоких рН и ускоряет при более низких рН (Бэйдр и соавт., 2005). Гу и Сингх (1995) использовали рН 7,0 для фармакологического анализа сердца, а также показал, поддерживать жизнеспособность. Во время этих испытаний солевой остался газированные путем перемешивания раствора через повторно инъекционным раствором, через 21-иглы, в стакан.

Для количественной оценки HR-либо прямые наблюдения могут быть использованы или изображения могут быть записаны на видеокассеты или цифровой камеры для воспроизведения на экране. Фотодиод метод ранее был описан (Dasari и Купер, 2006).

Воздействие теплового шока:

  1. Рассеките личинки.
  2. Место расчлененный препарата на крышку.
  3. Тепло ванны водой.
  4. Проверьте температуру внутри ванны плавающий датчик температуры на крышке.
  5. При температуре удовлетворительное, подготовка места и накладки в ванну.
  6. Оставьте препарат в течение необходимого количества времени и удалить, когда закончите.

Можно использовать то, что каждый импульс тепла и температуры, необходимые для их экспериментов.

Электрический привод сердце темпами:

  1. Заполните координационного электрода (примерно 20 мкм в диаметре) с помощью шприца вставляется и опечатаны на открытый конец и рисования комнатной температуре (21 ° C) летают физиологического раствора (HL3) в электроде. Горы электрода в манипуляторе, проверяя, что йэлектронной проволока находится в солевом внутри электрода и стимулятор выключен.
  2. Место личинки дрозофилы третьего возраста личиночной сердце расчлененный препарата на вскрытии микроскоп и закрепите ее на месте. Место заземляющий провод в солевом препарата, осторожны, чтобы избежать контакта с булавками и стороны подготовки.
  3. Использование манипулятора в положение кончика электрода на верхней части сердца, регулируя фокус микроскопа по мере необходимости. Лучший способ достичь этого является концентрация внимания на электроде при движении кончика вниз.
  4. Когда кончик воспринимается находиться в положении, стимулятор (модель S9 инструменты Грасс, Куинси, штат Массачусетс, США), должны быть включены с частотой 2 Гц, длительностью от 0,5 до 1 мс и напряжения на минимальное значение. Установка задержки должна быть между 12 и 14.
  5. Наблюдая ритм сердца, частота должна быть включена примерно 3 Гц и напряжением медленно увеличивается до ритма сердца видел соответствует ритму производства стимулятора. Обычно расчлененный летать сердце бьется с частотой около 2 Гц, поэтому, когда стимулировали ритма выше, чем внутренняя ставка, сердце будет видно, сердце будет видно биться быстрее, чем обычно. Напряжение не должно превышать примерно 20 В, как повреждение клеток может происходить при высоких напряжениях, что делает препарат бесполезно. Как правило, можно стимулировать сердце от 2 до 8 В, в зависимости от расстояния и печать созданных на сердце.
  6. Если максимальное напряжение не достигнуто, и никакого эффекта видно, полярность может быть отменено. Если это также не работает, зонд должен быть перемещен для более точного определения соединения на сердце.
  7. После стимуляции приводом ритма установлено, ритмом можно управлять, варьируя частоту и продолжительность настройки. Это должны быть известны, однако, что частоты выше 4 Гц можете поместить сердце в тетания. Различные спирты и фармакологические агенты могут быть добавлены и их влияние на щелевые контакты можно наблюдать один раз желаемый ритм установлено. Заблокированные контакты разрыв не проводят ток и распространяется ритм прекратятся.
    Рисунок 3

    Рисунок 4 Пожалуйста, нажмите здесь , чтобы видеть большую версию этой цифры.

Мера потенциалов поля:

  1. Стекло электроды изготавливаются из Kimax стекла (наружный диаметр: 1,5 мм). Стеклянная трубка вытягивается и огневой полировкой, чтобы произвести патч советы с внутренним диаметром от 10 до 20 мкм.
  2. Просвет электрод наполнен купания среды. Усилителя и запись на линии компьютер же, что и ниже для внутриклеточных записей.
  3. Просвет записи электрода макро-патч (Stühmer и соавт., 1983) находится прямо над областью сердца. Спонтанного ходить в мышечные волокна создают поле потенциала, который можно контролировать с фокусным электрода.
  4. Уход следует уделить, мягко снижение просвета и повышению его над каждой области сердца для мониторинга. Потенциалы регистрируются через макро-патч электрода.

Прямой подсчет частоты сердечных сокращений и мониторинга электрических событий возможно. Изменение купания средств массовой информации во время записи этих потенциалов также возможно для оценки воздействия на потенциалы поля.

Мера внутриклеточных потенциалов:

Для контроля трансмембранных потенциалов миоцитов области сердца пронзил с острыми внутриклеточного электрода (от 20 до 30 мОм сопротивление), заполненной 3 М KCl. Стандартный этап головы и усилитель для внутриклеточной регистрации могут быть использованы, однако мы использовали модель Axonclamp 2B (Molecular Devices, Саннивейл, Калифорния, США), усилителем и 1 X LU голову стадии. Похоже, что хвостового конца сердца является более жестким, и именно здесь находятся клетки кардиостимулятор с сокращением инициирует в этом регионе большую часть времени (Бэйдр и др., 2005;. Dasari и Купер 2006 года; Dasari и др., 2007. ).

Acknowledgments

Финансовые средства, предоставленные стипендии Г. Рибл в отдел биологии, Кентукки молодых ученых и студентов Учебно-Эврика! Управление (Университет Кентукки).

Materials

  1. Dissection tools: Fine #5 tweezers and fine scissors (all obtained from Fine Science Tools (USA), Inc., 373-G Vintage Park Drive, Foster City, CA 94404-1139)
  2. Dissecting microscope with zoom function for dissection and counting heart rate. For focal stimulation of the heart this is needed as well.
  3. For extracellular and intracellular recordings a compound microscope with upright objectives (4 x and 20X) is used.
    Standard intracellular amplifier and A/D board for on line recording to a computer. Electrical signals are recorded on line to a PowerLab/4s interface (ADInstruments, Australia). We use standard software from ADInstruments named Chart or Scope.
  4. Chemicals: All saline chemicals are obtained from Sigma chemical company (St. Louis, MO).
  5. For intracellular recordings we use glass capillary tubing (catalogue # 30-31-0 from FHC, Brunswick, ME, 04011, USA) and for focal macropatch recording and stimulating electrodes we use Kimax-51, Kimble Products Art. No. 34502, ID 0.8-1.1mm, length 100mm. The intracellular electrode should have a resistance of 20 to 30 mOhm. The macropatch electrode is constructed by breaking off the tip of the glass after a fine tip was made from an electrode puller. The broken off tip needs to be a clean perpendicular break about 20μM in diameter. The tip is then heat polished to about 10μM inner diameter for the focal extracellular recording. For the stimulating electrode to drive the heart we use a final tip of about 20-50 μM in diameter. The shaft of the electrode is run over a heating element to cause it to bend about 45 degrees with a gradual bend. This produces a flat or perpendicular electrode lumen over the heart tube as the angle with the micro-manipulator will produce about another 45 degrees to the preparation.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ashton, K., Wagoner, A. P., Carrillo, R., Gibson, G. Quantitative trait loci for the monoamine-related traits heart rate and headless behavior in Drosophila melanogaster. Genetics. 157, 283-294 (2001).
  2. Azpiazu, N., Frasch, M. Tinman and Bagpipe: Two homeo box genes that determine cell fates in the dorsal mesoderm of Drosophila. Genes & Development. 7, 1325-1340 (1993).
  3. Badre, N. H., Martin, M. E., Cooper, R. L. The physiological and behavioral effects of carbon dioxide on Drosophila melanogaster larvae. Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol. 140, 363-376 (2005).
  4. Baker, J. D., McNabb, S. L., Truman, J. W. The hormonal coordination of behavior and physiology at adult ecdysis in Drosophila melanogaster. J. Exp. Biol. 202, 3037-3048 (1999).
  5. Bier, E., Bodmer, R. Drosophila, an emerging model for cardiac disease. Gene. 342, 1-11 (2004).
  6. Bodmer, R. The gene tinman is required for specification of the heart and visceral muscles in Drosophila. Development. 118, 719-729 (1993).
  7. Bodmer, R., Jan, L. Y., Jan, Y. N. A new homeobox-containing gene, msh-2, is transiently expressed early during mesoderm formation of Drosophila. Development. 110, 661-669 (1990).
  8. Cooper, A. S., Cooper, R. L. Monitoring activity of Drosophila larvae: Impedance & video microscopy measures. Drosophila Information Service. 87, 85-87 (2004).
  9. Dasari, S., Cooper, R. L. Direct influence of serotonin on the larval heart of Drosophila melanogaster. J. Comp. Physiol. B. 176, 349-357 (2006).
  10. Dasari, S., Viele, K., Turner, A. C., Cooper, R. L. Influence of p-CPA and MDMA on physiology, development and behavior in Drosophila melanogaster. European J. Neurosci. 26, 424-438 (2007).
  11. Dowse, H., Ringo, J., Power, J., Johnson, E., Kinney, K., White, L. A congenital heart defect in Drosophila caused by an action-potential mutation. J. Neurogenetics. 10, 153-168 (1995).
  12. Dulcis, D., Levine, R. B. Glutamatergic innervation of the heart initiates retrograde contractions in adult Drosophila melanogaster. J. Neurosci. 25, 271-280 (2005).
  13. Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae. J. Neurogenetics. 18, 377-402 (2004).
  14. Ganetzky, B. Genetic analysis of ion channel dysfunction in Drosophila. Kidney International. 3, 766-771 (2000).
  15. GG, G. u Pharmacological analysis of heartbeat in. Drosophila. J. Neurobiol. 28, 269-280 (1995).
  16. He, B., Adler, P. N. Cellular mechanisms in the development of the Drosophila arista. Mechanisms of Development. 104, 69-78 (2001).
  17. Johnson, E., Ringo, J., Dowse, H. Modulation of Drosophila heartbeat by neurotransmitters. J. Comp. Physiol. B. 167, 89-97 (1997).
  18. Johnson, E., Ringo, J., Bray, N., Dowse, H. Genetic and pharmacological identification of ion channels central to the Drosophila cardiac pacemaker. J. Neurogenetics. 12, 1-24 (1998).
  19. Johnson, E., Ringo, J., Dowse, H. Native and heterologous neuropeptides are cardioactive in Drosophila melanogaster. J. Insect Physiol. 1, 1229-1236 (2000).
  20. Johnson, E., Sherry, T., Ringo, J., Dowse, H. Modulation of the cardiac pacemaker of Drosophila: cellular mechanisms. J. Comp. Physiol. B, Biochem., Systemic, Environmental Physiol. 172, 227-236 (2002).
  21. Lewis, E. B. A new standard food medium. Drosophila Inform. Serv. 34, 117-117 (1960).
  22. Miller, T. A. Control of circulation in insects. General Pharmacol. 29, 23-38 (1997).
  23. Molina, M. R., Cripps, R. M. Ostia, the inflow tracts of the Drosophila heart, develop from a genetically distinct subset of cardial cells. Mechanisms of Development. 118, 51-59 (2001).
  24. Muller, K. J., Nicholls, J. G., Stent, G. S. Neurobiology of the Leech. Cold Spring Harbor Laboratory. Cold Spring Harbor, New York. 254-254 (1981).
  25. Nichols, R., Kaminski, S., Walling, E., Zornik, E. Regulating the activity of a cardioacceleratory peptide. Peptides. 20, 1153-1158 (1999).
  26. Ocorr, K., Akasaka, T., Bodmer, R. Age-related cardiac disease model of Drosophila. Mechanisms of Ageing and Development. 128, 112-116 (2007a).
  27. Ocorr, K. A., Crawley, T., Gibson, G., Bodmer, R. Genetic variation for cardiac dysfunction in Drosophila. PLoS ONE. 2, e601-e601 (2007).
  28. Papaefthmiou, C., Theophilidis, G. An in vitro method for recording the electrical activity of the isolated heart of the adult Drosophila melanogaster. In Vitro Cellular & Developmental Biol. Animal. 37, 445-449 (2001).
  29. Peron, S., Zordan, M. A., Magnabosco, A., Reggiani, C., Megighian, A. From action potential to contraction: Neural control and excitation-contraction coupling in larval muscles of Drosophila. Comp. Biochem.Physiol. A: Molecular & Integrative Physiol. 154, 173-183 (2009).
  30. Ponzielli, R., Astier, M., Chartier, A., Gallet, A., Therond, P., Semeriva, M. Heart tube patterning in Drosophila requires integration of axial and segmental information provided by the Bithorax Complex genes and hedgehog signaling. Develop. 129, 4509-4521 (2002).
  31. Sl ma, K., Farkas, R. Heartbeat patterns during the postembryonic development of Drosophila melanogaster. J. Insect Physiol. 51, 489-503 (2005).
  32. St hmer, W., Roberts, W. S., Almers, W. Single channel recordings. Sakmann, B., Neher, E. The loose patch clamp, Plenum Press. New York. 123-132 (1983).
  33. Wessells, R. J., Bodmer, R. Screening assays for heart function mutants in Drosophila. Biotechniques. 37, 58-66 (2004).
  34. Zornik, E., Paisley, K., Nichols, R. Neural transmitters and a peptide modulate Drosophila heart rate. Peptides. 20, 45-51 (1999).
Мониторинг функции сердца в личинок<em> Дрозофилы</em> Для физиологических исследований
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Cooper, A. S., Rymond, K. E., Ward, M. A., Bocook, E. L., Cooper, R. L. Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies. J. Vis. Exp. (33), e1596, doi:10.3791/1596 (2009).More

Cooper, A. S., Rymond, K. E., Ward, M. A., Bocook, E. L., Cooper, R. L. Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies. J. Vis. Exp. (33), e1596, doi:10.3791/1596 (2009).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter