Summary
Elektrophysiologische Reaktionen der Riechzellen auf Duftstoffe können bei Insekten mit einzelnen Sensillum Aufnahmen gemessen werden. In diesem Video-Artikel werden wir zeigen, wie man einzelne Sensillum Aufnahmen in den Antennen der Fruchtfliege führen (
Abstract
Der Geruchssinn ist für Insekten wichtig, Nahrungsmittel, Kollegen, Raubtiere, und Eiablage Seiten 3 zu finden. Insect Riechzellen (OSN) sind in Sinneshärchen genannte Sensillen, die die Oberfläche des Geruchsorgane Abdeckung umschlossen. Die Oberfläche jedes Sensillum ist mit winzigen Poren bedeckt, durch die Geruchs-und Pass lösen sich in einer Flüssigkeit namens Sensillum Lymphe, welche die sensorischen Dendriten der OSN in einem bestimmten Sensillum untergebracht badet. Die OSN Dendriten ausdrückliche Geruchsrezeptoren (OR)-Proteine, die in Insekten Funktion als Geruchs-gesteuerte Ionenkanäle 4, 5. Das Zusammenspiel von Geruchsstoffen mit ORs entweder erhöht oder verringert den basalen Feuerrate der OSN. Diese neuronale Aktivität in Form von Aktionspotentialen verkörpert die erste Darstellung der Qualität, Intensität und zeitlichen Eigenschaften des Geruchs 6, 7.
Angesichts der leichten Zugang zu diesen Sinneshärchen, ist es möglich, extrazelluläre Ableitungen von einzelnen OSNs durch die Einführung einer Aufnahme-Elektrode in die Sensillum Lymphe, während die Referenz-Elektrode in die Lymphe des Auges oder Körper des Insekts platziert ist durchzuführen. In Drosophila, Sensillen Haus zwischen einem und vier OSNs, aber jeder OSN zeigt typischerweise eine charakteristische Spitze Amplitude. Spike Sortierung Techniken machen es möglich, Aufstocken Antworten auf individuelle OSNs zuweisen. Diese Single Sensillum Aufnahme (SSR)-Technik überwacht die Potentialdifferenz zwischen den Sensillum Lymphe und die Referenzelektrode als elektrische Spikes, die durch den Rezeptor-Aktivität auf OSNs 1, 2, 8 erzeugt werden. Änderungen in der Anzahl der Spikes in Reaktion auf den Duftstoff bilden die zelluläre Basis der Duftkodierung in Insekten. Hier beschreiben wir das Verfahren zur Herstellung derzeit in unserem Labor verwendet werden, um SSR auf Drosophila melanogaster und Anopheles gambiae durchzuführen, und zeigen repräsentative Spuren durch die Geruchsstoffe in einer Sensillum-spezifische Weise induziert.
Protocol
1. Odor Verdünnungen
- Die meisten Riechstoffe sind löslich in Paraffinöl. Allerdings kann DMSO oder Ethanol auch als alternative Lösungsmittel für bestimmte Gerüche eingesetzt werden. Bereiten Sie geeigneten Verdünnungen (zB 1:10 Volumen: Volumen, v: v) aus reinem Geruchsstoffe in Glasflaschen. Die meisten Geruch Verdünnungen sind bei Raumtemperatur stabil, aber für leichtflüchtigen Verbindungen ist es besser, arbeiten Verdünnungen auf einer wöchentlichen Basis zu machen. Jeder Sensillum reagiert auf verschiedene Gerüche in einem anderen Konzentrationsbereich. Für Drosophila, ein nützliches Look-Up-Tabelle für entsprechende Konzentrationen mit einer bestimmten Sensillum verwenden können in 6, 7 zu finden.
Für die Video-Experiment verwenden wir Paraffinöl als Lösungsmittel-Steuerung und Methylacetat (10 -6 v: v in Paraffinöl) und 1-Octen-3-ol (10 -7 v: v in Paraffinöl) zur Drosophila und Anopheles Aufnahmen, jeweils. - Mit Schere, schnitt die Chromatographie Papier in 3 mm x 5 cm Streifen so, dass sie innerhalb Pasteurpipetten fit.
- Pipette 30 ul der gewünschten Geruch auf ein Filterpapier Streifen und legen Sie sie in der Glaspipette. Cut ~ 3 cm Luft line Schlauch und stecken Sie ihn in das offene Ende der Pipette und schloss es mit einem Stecker. Der Stecker wird verwendet, um die Pipette, die dann an der Luft-line-Schlauch einer Luftpumpe angeschlossen werden wird, wenn es Zeit ist, den Geruch während des Experiments zu liefern ist zu versiegeln.
2. Odor Liefersystem
- Mit einem kleinen Bohrer, schneiden Sie ein 10 mL Kunststoff serologischen Pipette (z. B. im 4 mL-Marke) und erstellen Sie zwei Löcher (z. B. am -1,5 mL bzw. -0,5 mL markiert), die verwendet werden, um die Pipetten mit den Gerüchen zu halten sein wird. Legen Sie eine 200 ul Pipettenspitze in den Stacheldraht-Koppler und Einführung der Koppler in das stumpfe Ende der 10-ml-Pipette. Die Pipette wird als Teil der Lieferung für Geruchsstoffe verwendet werden.
- Bringen Sie die Pipette auf einem Magnetfuß mit einer Pipette Klemme und positionieren Sie es in der Nähe des Mikroskops.
3. Schärfen Elektroden
- Zum Schärfen Elektroden, bereiten eine 0,5 M Lösung von Kaliumhydroxid (KOH) und zu filtern, um feine Partikel (z. B. mit einem 45 &mgr; m-Filter) zu entfernen. Nehmen Sie einen 20 ml-Spritze und machen ein kleines Loch (~ 2 mm Durchmesser) mit einer Nadel an der Wand in der Nähe der Spitze (~ 1 cm von der Spitze), in dem der elektrische Draht eingelegt ist (Abbildung 1A).
- Füllen Sie die Spritze mit 0,5 M KOH, und klemmen Sie sie auf einem Stand unter dem Mikroskop, so dass die Spitze in das Sichtfeld (Abbildung 1B, C) gelegt wird. Legen Sie die elektrischen Draht in das kleine Loch auf der Spritze Wand (Abbildung 1B), um sicherzustellen, dass der Draht nicht direkt vor dem Eingang der Spritze. Verbinden Sie dieses Kabel an die Kathode einer DC-Stromversorgung (z. B. Wild Heerbrugg MTR32, siehe Methoden) oder ein Pol einer AC-Stromversorgung (z. B. Wild Heerbrugg-LEP 990018). Befestigen Sie den Elektrodenhalter Welle, auf die manuelle Mikromanipulator auf der rechten Seite des Mikroskops, und befestigen Sie ein elektrisches Kabel an der Basis der Elektrodenhalter Welle mit einer Krokodilklemme. Schließen Sie das Kabel an der Anode der DC-Netzteil oder den anderen Pol der AC-Netzteil (Abbildung 1A).
- Legen Sie die Wolframdraht (~ 5 cm Länge) in den Elektrodenhalter, und hängen Sie es an den Elektrodenhalter Welle, auf der Manipulator. Stellen Sie die Stromversorgung 6 V, und legen Sie die Spitze des Drahtes in die Spritze wiederholt, um es zu verfeinern, wobei darauf geachtet, die Spitze unter dem Mikroskop während des Prozesses (Abbildung 1C) zu überwachen. Um eine ideale Elektrode für die Aufnahme, statt 90% seiner Länge in der Lösung für bis zu 1 min, und ziehen Sie sie langsam heraus. Dann nur von ~ 50% der Elektrode weiter zu dünn für 30 s, und wiederholen Sie es auf die Spitze des Drahtes geschärft (~ 10 mal) zu bekommen.
Die Spitze der Elektrode sollte fein genug, um in die Sensillum geben, aber nicht so fein wie zu beugen, wenn er sie berührt, während der Aufnahmen (Schritte 6 und 7). Obwohl gerade die Spitze der Elektrode unter dem Binokular, während es geschärft ist ein gutes Indiz für seine Dicke, nur Blick auf sie unter dem Mikroskop Aufnahme bei hoher Vergrößerung wird eine klare Vorstellung davon, ob eine bestimmte Elektrode geeignet für die Aufnahme geben.
4. Insect prep: Drosophila-Antenne
- Baue eine Fliege Aspirator. Schneiden Sie ein Stück Luftleitung Schlauch lang genug, um bequem zu hängen um den Hals (ca. 90 bis 120 cm). Schneiden Sie die Spitze eines 200 pl Pipettenspitze und legen Sie sie in das eine Ende des Rohres. Am anderen Ende, Position a ~ 1,5 cm x 1,5 cm großes Stück Gewebe, so dass es schafft eine physische Barriere, aber nicht verhindern, dass Luft fließt aus der Tube. Schneiden Sie die Spitze eines 1 mL Pipette und die Position der breiteren Ende auf der Oberseite des Röhrchens öffnen, blockiert das Netz dazwischen. Dieser Teil wird benutzt, um abzuholen und zu manipulieren erwachsenen Fruchtfliegen (Abbildung 2).
- Werfen Sie einen Mikroskop-Objektträger und ein Stück von Dentalwachs etwa in der Mitte der Längsseite. Oben drauf positiona Deckglas leicht geneigt nach oben (~ 30), um sicherzustellen, dass das Wachs nicht direkt unter dem obersten Teil, die Visualisierung der Fruchtfliege unter dem Mikroskop verhindern würde. Ziehen Sie eine Glaselektrode mit der vertikalen Abzieher. Die Spitze sollte dünn und flexibel genug, um zwischen der zweiten und dritten Antennensegment fit, und halten Sie die Antenne stabil für die Aufnahmen. Position der Glaselektrode auf einem anderen Stück Wachs und legen Sie es auf der Seite des Deckglases, weit genug, dass, wenn die Spitze abgesenkt wird er um die Ecke des Deckglases (Abbildung 3A) erreicht.
- Arbeiten aus einer Flasche oder Fläschchen erwachsenen Fliegen des gewünschten Genotyp, pick up eines Erwachsenen fliegen Essig mit der Fliege Aspirator. Obwohl Frauen in der Regel wegen ihrer größeren Größe verwendet werden, können Männer ebenfalls verwendet werden. Legen Sie eine 200 ul Pipettenspitze auf der Oberseite des 1 mL Spitze, die Fliege an der Flucht zu verhindern. Schlag in die Röhre, so dass die Fliege am Ende der 200 ul Pipettenspitze gedrückt wird. Trim das breite Ende der Pipettenspitze mit der Rasierklinge ein paar Millimeter weg von der Fliege selbst, dann legen Sie etwas Wachs auf die Fliege aus Rückzieher zu verhindern. Unter dem Mikroskop geschnitten wieder in die Nähe der Spitze der Essig fliegen, achten nicht auf das Tier Schaden. Mit einer kleinen Pipettenspitze, drücken Sie die Wachs-the-fly Kopf verdrängen, so dass etwa die Hälfte der Augen von der Spitze (Abbildung 3B) extrudieren. Stellen Sie sicher, dass seine Beine nicht herauskommen, wie gut, oder sie könnten zu bewegen und mit den Aufnahmen stören.
- Montieren Sie die Fliege auf ein Stück Wachs, mit dem Kopf nach oben, und legen Sie es auf der Folie vor dem Deckglas. Drücken Sie den Kopf leicht gegen die Ecke des Glases, so dass die Antennen und erweitern Rest auf dem Glas. Senken Sie die Spitze der Glaskapillare zwischen der zweiten und dritten Antennensegment (Abbildung 3B).
- Verschiedene Teile der Antenne wird der Zugang zu verschiedenen Sensillen-Typen geben. Je nach bestimmten experimentellen muss, wird die Antenne müssen anders orientiert, den Zugang zu verschiedenen Sensillen-Typen ermöglichen. Zur Aufnahme von großen basiconic Sensillen wie in unserem Beispiel ist das arista unten auf das Glas (Abbildung 3B) geschoben.
5. Insect prep: Anopheles Oberkiefer Palpen
- Mit einem elektrischen Aspirator (Abb. 2E), sammeln von 40 bis 60 3-5 Tage alte Mücken (mixed Männchen und Weibchen) in dem kleinen Käfig aus Kunststoff (Abb. 2F). Mücken sollte unter normalen Bedingungen aufgezogen worden sind, dh in ein Insekt Inkubator oder Insektarium bei 25-28 ° C mit 70-80% Luftfeuchtigkeit. Legen Sie die kleinen Plastik-Käfig mit den Tieren auf Eis ~ 15 min, bis sie betäubt durch die Kälte sind. Sobald die Tiere gestoppt haben Bewegung, des Transfers nur 4-6 Tiere auf die Bühne unter dem Mikroskop zu einem beliebigen Zeitpunkt, so dass der Rest der Tiere auf dem Eis während der Verfahren. Obwohl Frauen in der Regel wegen ihrer Empfindlichkeit gegenüber CO 2 verwendet werden, können Männer ebenfalls eingesetzt werden. Wählen Sie männlich oder weiblich Mücken, die Beurteilung durch die Struktur ihrer Antenne (Feder-wie bei Frauen, fadenförmigen bei Männern), und entfernen Sie die Flügel und Beine mit feinen Pinzetten, um sie zu fixieren. Halten Sie sie in einem kleinen Plastikbecher mit einem nassen Papier an der Unterseite, um zu verhindern, austrocknenden.
- Legen Sie zwei Stück doppelseitiges Klebeband (~ 1 cm in der Länge) parallel zueinander (~ 1 cm Abstand), in der Mitte und an der Seite des Objektträgers (Abbildung 3C). Mit feinen Pinzetten, statt eine Mücke auf dem zentralen Band unter dem Binokular, und drehe sie seitwärts und halten ihren Körper und ein Auge auf dem Band. Passen Sie die Position der oberen Tastern, so dass beide Palpen parallel auf dem Band (Abbildung 3D). Fix den oberen Tastern, indem dünne Saiten (z. B. menschliche Haare) sowohl an der Basis und an der Spitze der Palpen (Abb. 3D). Die seitlichen Band ist als Endlager für dünne Saiten benutzt, während das zentrale Band muss nach jeder Aufnahme (Abbildung 3C) ersetzt werden.
6. Recording Drosophila melanogaster
- Legen Sie den Objektträger unter dem Mikroskop (Abbildung 4A) bei geringer Vergrößerung und die Position der Antenne etwa in der Mitte des Feldes (FOV) (Abbildung 4B). Senken Sie die Elektroden, so dass die Referenzelektrode nahe dem Auge der Fliege und der Aufnahme-Elektrode ist in der Nähe der Antenne (4C) befindet. Erhöhen Sie die Vergrößerung und eine neue Position der Antenne in der Mitte des FOV (Abbildung 4D).
- Setzen Sie den Geruch Fördereinrichtung dicht am Kopf der Fliege und zeigt auf der Antenne.
- Bei geringer Vergrößerung (Abbildung 4C), legen Sie die Referenz-Elektrode in das Auge der Fliege. Senken Sie die Aufnahme-Elektrode auf der Oberseite der Antenne ohne Berührung der Oberfläche.
- Die Umstellung auf hoher Vergrößerung, Kontrolle der Aufnahme-Elektrode mit dem Mikromanipulator und legen Sie sie in einem ausgewählten Sensillum (Abbildung 4D). Jeder Punkt entlang der Sensillum Länge ist gut für die Aufnahme. Einmal in der Sensillum kann die Elektrode weiter eingeschoben werden (manchmal den ganzen Weg durch)Um ein besseres Signal-Rausch-Verhältnis. Sobald die Elektrode in die Sensillum, kann die spontane Aktivität der Zellen erkannt werden.
7. Recording Anopheles gambiae
- Legen Sie den Objektträger unter dem Mikroskop bei geringer Vergrößerung (10x) und die Position des Oberkiefers Palpen etwa in der Mitte des FOV und der Kopf an der Spitze (Abbildung 4E). Drehen der Bühne, bis einer der Palpen ist in einem rechten Winkel mit der Aufnahme-Elektrode.
- Stellen Sie die Höhe der Elektroden, so dass die Referenzelektrode knapp über dem Auge der Mücke und der Aufnahme-Elektrode liegt in der Nähe der oberen Palpen positioniert ist.
- Setzen Sie den Geruch Zuführeinrichtung so, dass es so nah wie möglich an den Tastern.
- Legen Sie die Referenz-Elektrode in das Auge bei geringer Vergrößerung (10x), und die Umstellung auf die höhere Vergrößerung (100x), legen Sie die Aufnahme-Elektrode in die peg Sensillum auf der palp (Abb. 4F). Sobald die Elektrode in die Sensillum, kann die spontane Aktivität der Zellen erkannt werden.
8. Repräsentative Ergebnisse
Je nach Sensillum und die Qualität der Aufnahme kann man eine unterschiedliche Anzahl von olfaktorischen Neuronen innerhalb einer einzigen Spur zu unterscheiden. In der großen basiconic Sensillen von Drosophila melanogaster, zum Beispiel, sollte zwischen 2 und 4 Zellen, die in Spike Amplitude unterscheiden bei der Aufnahme 9, 10 erscheinen.
In unserem Video-Experiment zeigt die Drosophila ab2 Sensillum zwei Zellen, einer A-Zelle (Abb. 5, blau Spikes) und eine B-Zelle (Abb. 5, grün Spikes). Weder Zelle ist während der Anwendung von Paraffinöl (Abbildung 5A) aktiviert, während nur die Eine Zelle reagiert auf die 10 -6 Verdünnung von Methylacetat (Abbildung 5B).
In der oberen palp der Anopheles gambiae, enthält die geriffelten peg Sensillum drei Zellen, aber nur zwei sind leicht unterschieden (Abbildung 5C, blau und grün Spikes bezeichnet). In der Video-Experiment, das wir zeigen, wie die B-Zelle zu einer 10 -7 Verdünnung von 1-Octen-3-ol (Abb. 5D) reagiert.
Abbildung 1. Electrode Spitzer
(A) Allgemeine Ansicht der Elektrode Spitzer Apparat. (B) Die Spritze mit 0,5 M KOH (links) verwendet werden, um die Elektrode (rechts) zu schärfen. (C) Close-up der Elektrodenspitze neben der Öffnung der Spritze.
Abbildung 2. Wie bereitet man eine Fliege Aspirator und Moskito-Sauger
(A) Ausgangsmaterial:... Luftleitung Kunststoffschlauch, zwei schneiden Pipettenspitzen und mesh (B) Die Fliege Aspirator, sobald es abgeschlossen ist (C) Detail vom Ende, mit dem Essig Fliegen zu fangen ist (D) Detail das andere Ende der Fliege Aspirator. (E) Die elektrische Aspirator für Moskito-Kollektion besteht aus einem Grundkörper und einem abnehmbaren Kunststoff-Käfig. (F) Der abnehmbare Kunststoff-Käfig für Mücken.
Abbildung 3. Vorbereiten einer Fruchtfliege (Drosophila melanogaster) und eine Malaria-Mücke (Anopheles gambiae) für die Aufnahme
(A) Bild von einem Essig fly on the slide vor der Positionierung unter dem Mikroskop montiert. (B) Close-up der Fruchtfliege Kopf mit der Antenne an Stelle von der Glaskapillare gehalten. (C) Bild von einer Mücke montiert auf der Folie. (D) Close-up der Mücke Kopf mit Rüssel und Palpen kleben auf dem Band.
Abbildung 4. Aufnehmen von einem Essig (Drosophila melanogaster) und eine Malaria-Mücke (Anopheles gambiae)
(A) der Elektrophysiologie Setup anzeigen. (B) Close-up of the fly Vorbereitung auf das Mikroskop angebracht. Beachten Sie die jeweilige Position der Aufnahme-Elektrode (links), der Geruch Abgabesystem (Mitte Pipette), und die Aufnahme-Elektrode (rechts). (C) Bild der Fliege unter dem 10fach Objektiv. (D) Bild der Fliege Antenne unter das 100x-Objektiv;. big basiconic Sensillen (Pfeile), unter den Nicht-Sinneshärchen (Pfeilspitzen) durchsetzt (E) 10x Sicht einer Mücke für die Aufnahme montiert (F) Hohe Vergrößerung Blick auf die Mücke palp und einen Stift Sensillum (Pfeil). .
Abbildung 5. Beispiele für Aufnahmen von Drosophila melanogaster undAnopheles gambiae
(A) Die ab2 Sensillum von Drosophila melanogaster beherbergt zwei sensorischen Neuronen,.. Die A-Zelle (blau Spikes) und B-Zellen (grün Spikes) (B) Die A-und B-Zellen während der Anwendung von 10 -6 Methylacetat (C) Das peg Sensillum der Anopheles gambiae beherbergt zwei sensorischen Neuronen, die A-Zelle (blau Spikes) und B-Zellen (grün Spikes) (D) Anwendung von 10 -7 1-Octen-3-ol an die Stange Sensillum..
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Discussion
Olfaktorische Signale werden von Organismen verwendet werden, um Nahrung, potenzielle Partner und Raubtieren zu erkennen. Riechzellen (OSN) sind die ersten Relais-Center zwischen externen Reizen und höheren Zentren des Gehirns, wo die Informationen weiterverarbeitet wird. In Drosophila melanogaster und Anopheles gambiae sind OSNs leicht zugänglich und ihre elektrische Aktivität kann überwacht werden, während durch Geruch Puffs stimuliert werden.
Die einzigen Sensillum Aufnahme (SSR)-Technik erklärt in diesem Video wurde in großem Umfang verwendet werden, um aus OSNs erfassen und studieren ihre elektrischen Antworten auf eine Vielzahl von Geruchsstoffen 6, 7. Die deorphanization der olfaktorischen Rezeptoren (OR) 6, 11 und die Abbildung der ORs an bestimmten Stellen auf der Drosophila Antenne 9, 12, 13 hat der SSR-Technik ein mächtiges Werkzeug, um die elektrophysiologischen Eigenschaften von spezifischen Rezeptoren in vivo zu analysieren, in einem ersten Schritt zu verstehen, wie die externe olfaktorische Welt in elektrische Signale durch ihre OSNs übersetzt und schließlich durch das Tier angesehen.
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Materials
| Name | Type | Company | Catalog Number | Comments |
| Paraffin oil | Odors | Fluka | 76235 | |
| High purity odors (>98%) | Odors | Sigma-Aldrich | Methyl acetate #296996 1-octen-3-ol #74950 |
|
| Filter paper strips | Odors | Fisher Scientific | 05-714-1 | Chromatography paper |
| Connectors | Odors | Cole-Parmer | EW-06365-40 | 1/16x1/8" |
| Glass vials | Odors | Agilent Technologies | 5182-0556 | |
| Air line plastic tubing | Odor Delivery | Python Products | 500PAL | |
| 1 serological pipette | Odor Delivery | Corning | 4101 | 10 mL |
| Plastic tubing | Odor Delivery | Cole-Parmer | EW-06418-0 | 0.050"x0.090"OD |
| Disposable borosilicate glass Pasteur pipettes | Odor Delivery | Fisher Scientific | 13-678-20A | 5-3/4 inches |
| Programmable stimulus controller | Odor Delivery | Syntech | CS-55 | |
| Anti-vibration table | Electrophysiology Equipment | TMC | 63533 | 36”Wx30”Dx29”H |
| Faraday cage | Electrophysiology Equipment | TMC | MI8133303 | |
| Inverted microscope | Electrophysiology Equipment | Nikon Instruments | E600FN ECLIPSE | Recording microscope |
| 10x and 100x objectives | Electrophysiology Equipment | Nikon Instruments | 10x Plan Fluor 100x L Plan | |
| Dissecting microscope | Electrophysiology Equipment | Nikon Instruments | EZ645 | electrode sharpening/insect prep microscope |
| Magnetic stands | Electrophysiology Equipment | Newport Corp. | MODEL 150 | |
| IDAC | Electrophysiology Equipment | Syntech | IDAC-4 | |
| Acquisition software | Electrophysiology Equipment | Syntech | Autospike | |
| 1 macromanipulator | Electrophysiology Equipment | Narishige International | MN-151 | Joystick manipulator Used for positioning reference electrode |
| 1 micromanipulator | Electrophysiology Equipment | EXFO | PCS-6000 | Used for positioning recording electrode |
| Crocodile clip | Electrophysiology Equipment | Pomona | AL-B-12-0 | |
| Electric cable | Electrophysiology Equipment | Pomona | B-36-0 | Test Cable Assembly |
| 2 electrode holders | Electrophysiology Equipment | Syntech | N/A | Electrode holders (set of 2) for tungsten wire electrode |
| AC probe | Electrophysiology Equipment | Syntech | N/A | Universal single ended probe (10xAC) |
| Tungsten electrodes | Electrophysiology Equipment | Microprobes | M210 | straight tungsten rods, 0.005x3 |
| Potassium hydroxide | Electrophysiology Equipment | Sigma-Aldrich | 221473 | |
| Syringe | Electrophysiology Equipment | BD Biosciences | 301625 | 20 mL |
| Power supply | Electrophysiology Equipment | Wild Heerbrugg | e.g MTR32 | |
| Vertical puller | Insect prep | Narishige International | PB-7 | |
| Razor blade | Insect prep | VWR international | 55411-050 | |
| Dental wax | Insect prep | Patterson | 091-1503 | |
| Microscope slide | Insect prep | Fisher Scientific | 12-550A | |
| Cover glass | Insect prep | Fisher Scientific | 12-541A | 18X18 #1.5 |
| Polypropylene mesh | Insect prep | Small Parts, Inc. | CMP-0500-B | |
| Glass electrode | Insect prep | Frederick Haer and Co. | 27-32-0-075 | Capillary tubing borosilicate 1.5mm OD x 1.12mm ID x 75 mm |
| Double-sided tape (3M) | Insect prep | 3M | MMM6652P3436 | Double-sided tape (3M) |
| Forceps | Insect prep | Fine Science Tools | 021x0053 | Dumont #5 Mirror Finish Forceps |
| Small plastic cup | Insect prep | VWR international | 89009-662 | 7 x 5.7 (23/4 x 21/4) |
| Electric aspirator | Insect prep | Gempler’s | RHM200 |
References
- Boeckh, J. Elektrophysiologische Untersuchungen an einzelnen Geruchsrezeptoren auf der Antenne des TotengrAbers (Necrophorus Coleoptera). Z. Vergl. Physiol. 46, 212-248 (1962).
- Schneider, D., Hecker, E. Zur Elektrophysiologic der Antenne des Seidenspinners Bombyx mori bei Reizung mit angereicherten Extrakten des Sexuallockstoffes. Z. Naturforschg. 11b, 121-124 (1956).
- Touhara, K., Vosshall, L. B. Sensing odorants and pheromones with chemosensory receptors. Annu Rev Physiol. 71, 307-332 (2009).
- Sato, K. Insect olfactory receptors are heteromeric ligand-gated ion channels. Nature. 452, 1002-1006 (2008).
- Wicher, D. Drosophila odorant receptors are both ligand-gated and cyclic-nucleotide-activated cation channels. Nature. 452, 1007-1011 (2008).
- Hallem, E. A., Ho, M. G., Carlson, J. R. The molecular basis of odor coding in the Drosophila antenna. Cell. 117, 965-979 (2004).
- Hallem, E. A., Carlson, J. R. Coding of odors by a receptor repertoire. Cell. 125, 143-160 (2006).
- Boeckh, J., Kaissling, K. E., Schneider, D. Insect olfactory receptors. Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 30, 263-280 (1965).
- de Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. Odor coding in the Drosophila antenna. Neuron. 30, 537-552 (2001).
- Lu, T. Odor coding in the maxillary palp of the malaria vector mosquito Anopheles gambiae. Curr Biol. 17, 1533-1544 (2007).
- Hallem, E. A., Fox, A. N., Zwiebel, L. J., Carlson, J. R. Olfaction: mosquito receptor for human-sweat odorant. Nature. 427, 212-213 (2004).
- Couto, A., Alenius, M., Dickson, B. J. M. olecular anatomical, and functional organization of the Drosophila olfactory system. Curr. Biol. 15, 1535-1547 (2005).
- Fishilevich, E., Vosshall, L. B. Genetic and functional subdivision of the Drosophila antennal lobe. Curr Biol. 15, 1548-1553 (2005).
