Summary
Télémétrique ECG a émergé comme un outil essentiel dans l'évaluation de modèles animaux pour des arythmies cardiaques et de mort cardiaque subite. Ici, nous présentons un guide pas à pas pour les enregistrements ECG télémétrique pour une application à long terme surveillance ECG ambulatoire chez la souris.
Abstract
Télémétrique ECG d'enregistrement chez la souris est essentielle pour comprendre les mécanismes derrière les arythmies, des troubles de conduction, et la mort cardiaque subite. Bien que l'ECG de surface est utilisé à court terme des mesures d'intervalles de forme d'onde, il n'est pas pratique pour les études à long terme de la variabilité du rythme cardiaque ou la capture d'épisodes rares d'arythmies. Implantables télémètres ECG offrent les avantages de l'implantation chirurgicale simple, un enregistrement longue durée d'électrogrammes chez la souris ambulatoires et d'évolutivité avec des enregistrements simultanés de plusieurs animaux. Ici, nous présentons un guide étape par étape pour l'implantation de télémètres pour ECG enregistrement ambulatoire chez la souris. Respect scrupuleux de la technique aseptique est nécessaire pour la survie des résultats favorables à la possibilité d'implantation et l'enregistrement de quelques semaines à quelques mois. Ainsi, la télémétrie ECG implantable est un outil précieux pour la détection des informations critiques sur l'électrophysiologie cardiaque dans des modèles animaux ambulatoires tels que la souris.
Protocol
1. Préparation du télémètre pour l'implantation chirurgicale
- Avant d'insérer un télémètre ECG dans la souris, il est important de s'assurer du télémètre ECG est stérile et en bon état. Dispositifs de télémétrie Nouvelle sont généralement fournis dans un état stérile par le fabricant. Télémètres ECG peuvent être réutilisés à condition que le dispositif est nettoyé avec une solution Tergazyme 1% pour au moins 4 heures. Vous pouvez laver le télémètre avec de l'eau stérile après nettoyage avec Tergazyme. De plus, l'utilisation de désinfectant Wavicide-01 durant la nuit pour stériliser le télémètre ECG. Être sûr de laver à l'eau désinfectante stérile 48 heures avant l'implantation dans des souris. Conserver dans un contenant stérile.
- Vérifiez le télémètre conduit à l'intégrité des deux fils conducteurs et la gaine isolante. Allumez l'émetteur de télémétrie à l'aide d'un aimant agité à 5 cm du télémètre, et de tester le signal avec une fréquence de radio AM 530,. Le signal doit être fort et clair et devrait varier en intensité et en tangage à partir de la manipulation des fils. Notez le numéro de modèle, le nombre de télémètre de série, et la valeur d'étalonnage ECG. Les fabricants recommandent souvent que le télémètre doit être mis sur les 24 heures avant l'implantation, consultez le manuel d'instructions de votre télémètre spécifiques pour plus de détails. Dans cet exemple, nous allons utiliser un Data Sciences International (DSI) pour l'implantation de télémètre.
- Préparation de conduire Telemeter peut être réalisé en réduisant le négatif (blanc) conduisent à environ 3,5 cm et le positif (rouge) à 2,5 cm. Ce sont les longueurs optimales pour l'implantation de la borne négative dans la poitrine à droite, et de fil positif dans l'abdomen gauche (voir figure 2). Ensuite, retirez la gaine isolante pour exposer 7 mm de fil. Peindre l'extrémité du câble métallique avec superglue stériles, tels que Vet-Bond, puis attacher bouchons conduire à la pointe en métal. Ces plafonds seront d'éviter l'érosion de peau dues au plomb de placement. Environ 2-3 mm de fil métallique doit être exposée pour la détection électrique de rythme cardiaque d'origine.
2. L'implantation chirurgicale du télémètre
- Afin d'utiliser une technique stérile en chirurgie murin, vous aurez besoin des gants stériles, un champ stérile, et 6-0 sutures Prolène. Vous aurez aussi besoin de deux paires de pinces stérilisées, 1 paire de ciseaux à bouts ronds, d'un scalpel, et un chauffeur de l'aiguille. Les instruments chirurgicaux peuvent être stérilisés dans un stérilisateur à billes de verre chauffé à 250 degrés Celsius. Soyez sûr de stériliser et laver le télémètre, comme décrit précédemment avant de l'utiliser.
- Préparer la souris pour la chirurgie d'abord anesthésier la souris dans une boîte à induction en utilisant 3% d'isoflurane de 0,5 L / min O2 à 100%. Utilisez un coussin chauffant, comme un T-pompe, qui circule de l'eau chaude, pour maintenir la température de la souris anesthésiée est. La température peut être contrôlée par une sonde rectale, si désiré. Lorsque la souris est correctement mis sous sédation, complètement rasé l'abdomen et la poitrine de la souris avec une tondeuse électrique. Re-anesthésier la souris avec l'isoflurane avant de transférer la souris dans un tube à débit constant, en décubitus dorsal, la tête et la queue à l'opposé vers vous. Ruban bas les pattes de la souris à la table chauffée chirurgicale. Essuyez l'abdomen avec une compresse imbibée d'alcool pour enlever les poils rasés et de nettoyer le champ opératoire. Appliquer trois couches distinctes de la bétadine avec des tampons pour désinfecter l'abdomen et du thorax. Vérifier le niveau correct de l'anesthésie en appliquant une pression sur le lit de l'ongle de la souris. Après la souris a été préparé pour la chirurgie, l'utilisation des gants stériles et d'appliquer le champ stérile pour le domaine chirurgical.
- L'implantation de télémètre intrapéritonéale offre l'avantage de l'expérimentation physiologie de l'exercice. Pour l'insertion intrapéritonéale, commencer la chirurgie en utilisant un scalpel afin de créer une incision verticale médiane de la peau recouvrant l'abdomen environ 2,5 cm de longueur. Soigneusement séparer la peau de tissus conjonctifs sous-jacents à l'aide ciseaux à bouts ronds. Ensuite, créez une incision verticale médiane dans la ligne blanche recouvrant le péritoine, soit environ 1,5 cm de longueur. De plus, créer un petit trou dans le péritoine juste au-dessus (crânienne) à l'incision péritonéale, qui servira comme un débouché pour sous-cutanée conduit. Tout en exécutant la chirurgie, conserver l'humidité du site opératoire par des gouttes de temps en temps une solution saline stérile sur le champ opératoire.
- Insérez le télémètre dans la cavité péritonéale droite. Insérer une pince dans le trou supérieur au télémètre et tirez les deux conduit à travers le trou plomb si elles sont en saillie du péritoine. Utilisez continue 6-0 sutures pour fermer la Prolène 1,5 cm incision péritonéale ligne médiane verticale.
3. Plomb implantation et la fermeture abdominale
- Les dérivations sont placés dans la configuration de dérivation II. Le plomb avec la gaine blanche / transparente est négatif, et il est placé dans l'abdomen supérieur gauche. D'abord, créez une incision de 0,5 cm de peau en haut de la souris droite de la poitrine.Ensuite, utilisez les ciseaux émoussés pour créer un tunnel de retour à l'incision abdominale. Tirez sur le cordon à travers le tunnel et l'utilisation d'une suture 6-0 Prolène à ancrer le conduire à le muscle pectoral. Assurez-vous que la suture est sur le dessus de la partie exposée de la tête, et crée un bon contact entre le plomb et les muscles sous-jacents. Utilisez un deuxième suture proximale à celle ci-dessus, pour immobiliser la tête vers le muscle. Fermer l'incision cutanée à l'aide d'une suture 6-0 Prolène.
- Le fil positif (gaine rouge) est placé dans l'abdomen gauche en dessous du diaphragme gauche et en dessous du cœur. Le plomb est ancré dans le tissu sous-jacentes péritonéale par 6-0 suture Prolène et devrait avoir un bon contact avec le tissu péritonéal. Une incision supplémentaire n'est pas nécessaire dans cette étape, car le site d'implantation plomb est proche de l'incision verticale médiane, ce qui peut être facilement accessible avec le champ existant chirurgicale. Notez que le tissu péritonéal doit être levé pour éviter la perforation de l'intestin sous-jacent.
- Fermer l'aponévrose abdominale et la peau séquentiellement avec 6-0 Prolène en couches.
4. Soins postopératoires
- Donner la souris 0,1 mL [1 mg / ml] buprénorphine pour l'analgésie post-opératoire immédiat. Laissez la souris pour récupérer de la chirurgie sur un coussin chauffant. Si la souris a subi une chirurgie prolongée> 30 min, ou si la souris semble sec, vous pouvez injecter de 0,2 à 0,3 ml de solution saline stérile dans le péritoine pour la réhydratation. Pour poursuivi l'analgésie postopératoire, il est pratique courante d'offrir des souris avec la buprénorphine deux fois par jour pendant trois jours, puis au besoin toutes les huit heures.
- Nettoyez la bétadine avec un tampon d'alcool pour éviter les irritations post-chirurgicale. N'oubliez pas d'enregistrer le poids post-opératoire pour la détermination ultérieure de post-chirurgicale de la santé.
- 8-24 heures après la chirurgie, la souris donnent une analgésie supplémentaire avec la buprénorphine en cas de besoin, car cela permettra de réduire la douleur et réduire l'échec le placement le plomb de la souris se griffant le site post-chirurgicale.
5. Les résultats représentatifs
Quand elle est réalisée correctement, la souris doit avoir fermée avec des incisions abdominales sous-cutanées conduit sous la peau. Habituellement, la souris prend 10-30 minutes pour se remettre de l'anesthésie. Il faut environ 7-10 jours avant les souris ont complètement récupéré de la chirurgie, comme en témoigne la récupération de la perte de poids post-opératoire et la normalisation de la mobilité.
La complication la plus fréquente de la chirurgie est l'érosion des membres conduit à travers la peau dans les 10 premiers jours après la chirurgie. Cette complication courante peuvent être évités en adhérant solidement sous-cutanée conduit à sous-cutanée des tissus ou du péritoine. Cette technique évite conduit mou, qui créent des pressions et des frottements sur la peau lorsque la souris ambulates. Bien que moins fréquente, l'infection et la septicémie peut survenir à des erreurs de technique stérile, ou du nettoyage incomplet des télémètres utilisés.
Sortie ECG peut être enregistré par une matrice de récepteur couplé avec un logiciel d'acquisition de données, telles que Data Sciences International (DSI). Waveform résultats devraient inclure une vague clairement défini P, dénotant une dépolarisation auriculaire, et aussi une vague de QRS qui signifie dépolarisation ventriculaire, comme le montre la figure 3 ci-dessous. Une bonne qualité de tracé ECG devrait avoir une vague clairement défini P précédant une vague de QRS clairement définies dans un rapport 1:1. Il devrait être faible signal de fond et les intervalles RR devrait être réguliers dans les souris de type sauvage. Une mauvaise qualité de tracé ECG peut avoir indistincte P ou ondes QRS, ou signal de fond, qui peut rendre l'analyse informatique ultérieur difficile. Un pauvre tracé ECG peut être fixé par des fils de télémètre réimplanter, généralement un à la fois. Pour réimplanter une avance de télémètre, placer la souris sous anesthésie, et en utilisant la technique chirurgicale, faire une incision dans la peau reposant directement sur le fil en question. Lorsque le plomb est accessible, couper la suture d'ancrage du plomb, et déplacer le conduire à l'endroit désiré avant de mouiller la tête à nouveau. Enfin, près du site chirurgical avec 6-0 Prolène.
Figure 1: Un exemple d'un télémètre petit animal avec des fils positifs et négatifs. En général, le fil rouge est le fil positif, et le blanc de plomb est le fil négatif. Chaque responsable doit avoir une gaine isolante, de 5-7 mm de fil exposés, et un bout de plastique plafonné, ce qui empêche l'érosion du plomb à travers la peau.
Figure 2: Bande dessinée montrant appropriée des sites d'implantation de télémètre sur une souris. Le blanc (négatif) le plomb est implanté dans le droit de la souris haut de la poitrine, et le rouge (positif) le plomb est placé dans l'abdomen gauche, telles que le sens du télémètre "avance de deux" de configuration.
Figure 3: forme d'onde représentant d'une souris dans un rythme sinusal normal. Onde P représente la dépolarisation auriculaire et du complexe QRS représente la dépolarisation ventriculaire. Une forme d'onde de haute qualité devrait avoir une onde P distincts qui précède chaque complexe QRS dans un rapport 1:1.
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Discussion
Les étapes essentielles de cette procédure sont le nettoyage et la préparation de la souris avant la chirurgie survie. Quand un télémètre et le site opératoire de la souris sont bien nettoyés, il ya un bien meilleur résultat post-opératoire. De plus, une attention particulière à mener de placement réduit l'érosion cutanée post-chirurgicale. D'éventuelles modifications à la technique incluent des configurations alternatives pour évaluer latéraux LV mur de la fonction (plomb, je configuration), ou l'utilisation du télémètre non seulement pour l'analyse de forme d'onde ECG, mais également pour la température et même l'analyse la pression artérielle [au-delà de la portée de cet article] . Un autre emplacement pour l'enregistrement de télémétrie ECG est le placement conduisent sous-cutanée avec des fils extérieurs, c'est à dire un télémètre non implantés. Ceci est approprié pour l'enregistrement des nouveau-nés tracés ECG, mais n'est pas pratique pour la télémétrie ECG ambulatoires.
L'implantation du télémètre est un outil puissant pour la surveillance ECG ambulatoire, et a été utilisé pour évaluer la survenue d'une tachycardie ventriculaire, mort subite cardiaque, nodale AV bloc, et la fibrillation auriculaire. 1,2,3 En outre, les applications de l'analyse de télémétrie ont donné de précieuses données concernant le contrôle du rythme cardiaque et la variabilité du rythme cardiaque. 4,5 récents progrès en technologie de l'ECG télémétrique avons inclus des mesures sensibles de la température corporelle et la pression artérielle. 6 Ainsi, l'implantation télémètre est une technique intéressante pour le dosage de changements physiologiques chez la souris et d'autres modèles animaux de la maladie.
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Acknowledgments
Mark McCauley est soutenu par une NIH mentor-bourse de formation 5T32HL066991-07
Xander Wehrens est soutenu par les NIH / NHLBI subventions 1R01HL091947-01A209 et 3R01HL089598-03S109
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Steri 250 Bead Sterilizer | Inotech | IS-250 | |
| Blunt-Ended Scissors | Roboz Surgical Instruments Co. | RS-5980 | |
| Blunt-Ended Forceps (x2) | Roboz Surgical Instruments Co. | RS-5138 | |
| Veterinary Anesthesia Vaporizer | Surgivet | Isotec 4 | |
| T/Pump | Gaymar Industries | P/N11184-000 | |
| Propylene Blue Monofilament Suture | Ethicon Inc. | 8718 | |
| Povodone Iodine, 10% | Equate | N/A | |
| Alcohol Swabs | PDI | B339 | |
| Tergazyme | Alconox, Inc. | 21837-118 | |
| Wavidicde-01 | Medical Chemical Corporation | Wavicide-01 | |
| ECG Telemeter | DataSciences International | EA-F20 |
References
- Cerrone, M. Bidirectional ventricular tachycardia and fibrillation elicited in a knock-in mouse model carrier of a mutation in the cardiac ryanodine receptor. Circ Res. 96 (10), e77-e77 (2005).
- Chelu, M. G. Calmodulin kinase II-mediated sarcoplasmic reticulum Ca2+ leak promotes atrial fibrillation in mice. J Clin Invest. 119 (7), 1940-1940 (1940).
- Sood, S. Intracellular calcium leak due to FKBP12.6 deficiency in mice facilitates the inducibility of atrial fibrillation. Heart Rhythm. 5 (7), 1047-1047 (2008).
- Swoap, S. J., Gutilla, M. J. Cardiovascular changes during daily torpor in the laboratory mouse. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 297 (3), R769-R769 (2009).
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- Wehrens, X. H., Kirchhoff, S., Doevendans, P. A. Mouse electrocardiography: an interval of thirty years. Cardiovasc Res. 45 (1), 231-231 (2000).
