Summary
Cet article décrit un protocole pour l'extraction de traduire les ribosomes des cellules eucaryotes. Une fois extraites, les ribosomes sont séparés en monosomes et polyribosomes par fractionnement sur gradient de saccharose pour permettre à différentes populations ribosomique pour être analysé. En tant que tel, cette méthode est le gold standard pour examiner la régulation de la traduction.
Abstract
La synthèse des protéines est un processus complexe cellulaire, qui est réglementé à plusieurs niveaux. Par exemple, la traduction globale peut être inhibé à la phase d'initiation ou de la phase d'élongation par une variété de stress cellulaires tels que la famine ou le retrait des acides aminés du facteur de croissance. Sinon, la traduction des ARNm individuels peuvent être régulées par la localisation d'ARNm ou de la présence de microARN apparenté. Les études de synthèse des protéines utilisent fréquemment l'analyse polyribosome faire la lumière sur les mécanismes de régulation de traduction ou de défauts dans la synthèse des protéines. Dans cet essai, l'ARNm / ribosome complexes sont isolés à partir des cellules eucaryotes. Un gradient de densité de sucrose sépare ARNm liés aux ribosomes multiples connu sous le nom polyribosomes à partir d'ARNm lié à un ribosome simple ou monosome. Fractionnement des gradients permet d'isoler et de quantifier les différentes populations du ribosome et leurs ARNm ou des protéines associées. Les différences dans le rapport de polyribosomes au monosomes dans des conditions définies peuvent être indicatifs de défauts dans l'initiation de traduction ou d'élongation / résiliation. L'examen des ARNm présents dans les fractions polyribosomes peuvent révéler si la cohorte des ARNm individuels en cours de traduction aux modifications des conditions expérimentales. En outre, l'assemblage des ribosomes peut être surveillé par l'analyse des pics de petites et grandes sous-unité ribosomale qui sont aussi séparés par la pente. Dans cette vidéo, nous présentons une méthode pour la préparation des extraits bruts ribosomique de cellules de levure, la séparation de l'extrait par gradient de saccharose et de l'interprétation des résultats. Cette procédure est facilement adaptable aux cellules de mammifères.
Protocol
1. Préparation des gradients de sucrose 7-47%
- Préparer des gradients de sucrose un jour avant l'utilisation pour permettre aux gradients de devenir permanente. Faire stériles 7% et 47% de saccharose des solutions contenant 50 mM de NH 4 Cl, 7,0 50mM pH Tris-Acétate et 12mm MgCl 2 et stocker à 4 ° C 1.
- Pour 6% des gradients de mélanger les 7 et 47% de saccharose solutions de stock pour faire 48 ml de chacune des concentrations de saccharose suivantes. Ajouter la TNT (1M stock) à chaque solution de saccharose à une concentration finale de 1 mM.
Concentration finale 7% de saccharose 47% de saccharose 7% 48 ml 0 17% 36 ml 12 ml 27% 24 ml 24 ml 37% 12 ml 36 ml 47% 0 48 ml - Afin de verser les gradients, joignez une pipette Pasteur pour une seringue de 20 ml par la sécurisation et d'étanchéité avec Parafilm ou l'utilisation d'une aiguille longue. Ajouter 7 ml de saccharose à 7% au fond d'un 1 x 3.5 "tube d'ultracentrifugation polyallomère. Suivant ajouter 7 ml de solution de saccharose 17% dans la solution de 7% en plaçant la pointe pipette Pasteur près du fond du tube et de pipetage pas plus vite que 0,3 ml / sec. Répéter avec 7 ml chacun de 27%, 37% et des solutions de saccharose de 47%. Vous devez respecter les lignes claires entre les couches, ce qui indique que le mélange minimale est survenue. gradients de magasin à 4 ° C pendant la nuit avec les rotors, les bouteilles et des tubes qui seront utilisés pour récolter des échantillons.
2. Préparation de l'extrait de levure
- Cultivez 125 ml de culture de levure à une DO 600 de 0,8 à 1,0. Ajouter cycloheximide à la culture à une concentration finale de 100 pg / ml et continuer agitation à 30 ° C pendant 15 min.
- Pendant ce temps, préparer un tampon de lyse contenant 80 pg / ml de cycloheximide, 200 pg / ml d'héparine, DEPC 0,2%, et 10 mM Tris-HCl pH 7,5, 0,1 M de NaCl, 30 mM MgCl 2. Gardez tout sur la glace à partir de ce point.
- Verser la culture dans un flacon de 250 ml à centrifuger et remplir de glace. Centrifuger à 8000 xg (7250 rpm dans un rotor SLA-1500) pendant 5 min à 4 ° C. Laver le culot une fois avec 10 ml de tampon de lyse de la glace froide et le transfert des tubes de 15 ml en polypropylène. Centrifuger à 5900 xg (~ 6000 rpm dans un rotor SLA-600TC) pendant 3 min à 4 ° C. Reprendre le culot dans 0,5 ml de tampon de lyse, le transfert au tube 1.5ml et ajoutez 0,5 ml d'réfrigérés, cuits perles de verre lavée à l'acide. Vortex les cellules pour des intervalles de quatre secondes 30, le tube de refroidissement sur la glace pendant 30 secondes entre chaque intervalle. Ajouter une autre dose de 0,5 mL de tampon de lyse dans le tube de 1,5 ml. Centrifuger à vitesse maximale dans une microcentrifugeuse (14 000 rpm dans un microcentrifugeuse Eppendorf 5417R) pendant 10 min à 4 ° C. Transférer le surnageant dans un nouveau tube de 1,5 ml microtubes. Retirer 10 ul d'un tube séparé pour déterminer la DO 260 / DO 280 Ratio (voir l'étape 3.1 ci-dessous). Extraits Conserver à -80 ° C.
3. Préparation des extraits de cellules de mammifères
- Pour les cellules adhérentes, grandir en 100 mm à plat confluent ~ 70%. Vous aurez besoin d'un plat de 100 mm par 11 ml de gradient (rendement typique est d'environ 20 260 unités OD). Échelle du montant linéairement pour des tailles plus grandes ou plus petites gradient. Pour des cellules non adhérentes, soit environ 1 x 10 7 cellules sont nécessaires par 11 ml de gradient.
- Avant de lyse, ajouter cycloheximide à 100 pg / mL. Incuber à 37 ° C pendant 15 min. Transfert des plaques de glace et rincer les cellules à deux reprises en PBS glacé. Toutes les étapes futures doivent être effectuées à 0-4 ° C.
- Enlevez toutes les traces de PBS par aspiration (laissez égoutter les plaques sur un lit d'angle de la glace) et ajouter 1 ml de tampon de lyse, gratter et transfert à l'avant-tube de 1,5 ml refroidi. Composants du tampon de lyse devra être optimisé pour le type de cellule et des conditions de croissance. Un tampon de départ serait de 20 mM HEPES-KOH, pH 7,4, 15 mM MgCl2, 200 mM de KCl, 1% de Triton X-100 (v / v), 100 ug / ml de cycloheximide, 2 mM de DTT, et 1 mg / ml d'héparine. Les principales variables sont les concentrations de magnésium et de chlorure de potassium ainsi que l'inclusion ou l'exclusion de détergents non ioniques afin d'améliorer l'extraction du cytosquelette ou membrane polysomes liés. Lyse des cellules en passant à travers 27 aiguille de la seringue de calibre double ou par coups de 5-10 homogénéisation Dounce de type B en utilisant un pilon. La seringue ou homogénéisateur doit être pré-refroidis avant utilisation.
- Centrifuger à 14000 xg pendant 5 min dans microcentrifugeuse réfrigérés. Transfert lysat frais au gradient de saccharose (pour les cellules de mammifères présente est constitué de tampon de lyse manque de Triton X-100 et l'héparine mais autrement comme décrit dans 1.2 et 1.3) ou geler éclair dans l'azote liquide pour une utilisation ultérieure. 4. La centrifugation de gradients
- Dégel lysats polyribosomes sur la glace. Déterminer la concentration d'acide nucléique dans le lysat en ajoutant l'échantillon de 10 uL réservés à 1 mL d'eau et de lecture de la DO 260 / DO 280 ratio avec un spectrophotomètre. Rendement typique d'une culture de levures cultivées comme décrit est de 50 unités de DO.
- Avec une pipette avec la pointe placée contre le mur du tube près de la surface de la pente, doucement couche 25 DO 260 unités du lysat sur le haut de la pente. Pour un gradient de 35 500 ml de lysat est habituellement chargé. Tampon de lyse peut être utilisé pour assurer tous les dégradés sont chargés avec un volume égal. Basse quantités de matière de rendement meilleure résolution. En utilisant des pinces, soigneusement bas les gradients dans des seaux d'un rotor swing.
- Centrifuger les gradients à 100.000 xg (23 000 rpm dans un rotor de 630 Surespin) pendant 4 heures à 4 ° C. Ce protocole peut être adapté pour des gradients de plus petit volume.
- Environ 30 min avant la fin de la rotation de 4 heures à fixer l'aiguille le perceur tube modèle 184. Attacher le stylo pour le modèle en ligne Isco UA-5 Absorbance / Monitor fluorescence. Puissance sur l'absorbance suivre pour permettre à une base stable pour être atteint avant l'analyse des échantillons. Électroniques pour l'acquisition du profil de polysomes peut facilement être obtenue en attachant une unité DI-148U acquisition de données (DATAQ Instruments) à l'enregistreur graphique. Les profils peuvent ensuite être collectées en temps réel et sauvegardés pour plus tard en utilisant le logiciel d'annotation WinDaq accompagnement.
- Remplir la pompe seringue avec 50 ml de Fluorinert utilisant le flux inverse, à prise rapide. Assurez-vous qu'il n'ya pas de bulles d'air présentes. Raccordez le tuyau de la seringue pour le perceur tube et mettez brièvement sur les flux de Fluorinert à 3 mL / min dans le sens avant d'effacer le tuyau d'éventuelles bulles d'air.
- Placer un bécher de déchets ou une série de tubes si la collecte de fractions sous le tuyau à l'extrémité de la cellule de flux pour recueillir l'échantillon de ruissellement.
- Retirer délicatement les tubes à centrifuger polyallomère contenant le gradient de saccharose de rotor de la centrifugeuse et les placer sur la glace (pré-former des puits dans la glace avec un tube vide pour éviter de perturber les gradients).
- Pour analyser des extraits de cellules, placer le tube de gradient sur le pierceur tube. Branchez le haut du tube à la sortie et sécurisé. Soulever l'étage inférieur du tube de centrifugation afin que l'aiguille perce le fond du tube. Une fois l'aiguille dépassait de la partie inférieure du tube de centrifugation, amorcer l'écoulement de Fluorinert dans le sens direct au 6mL/min.
- Une fois le Fluorinert a commencé coule dans le tube, de surveiller le mouvement de l'aiguille sur le moniteur d'absorbance en ligne. Une fois que l'aiguille commence à se déplacer, tourner sur le mouvement graphique à un réglage de la vitesse de 60. Le moniteur enregistre la DO 254 en commençant par le matériel gratuitement suivie par la détection sous-unité ribosomale 40S et en continuant par le biais de complexes polyribosomes. Si vous êtes recueillant des fractions d'ARN ou d'analyse des protéines, typiquement 0,2 min fractions sont prises (1 ml). Pour l'analyse de l'ARN, les fractions doivent être recueillis directement dans des tubes contenant Trizol (Invitrogen), le phénol ou SDS / protéinase K, selon la méthode préférée de l'extraction.
- Quand la fin du profil polyribosomes a été atteint, fermer le robinet de Fluorinert le tube de centrifugeuse et d'arrêter le mouvement graphique de l'absorbance / moniteur de fluorescence.
- Rentrez les Fluorinert du tube à centrifuger dans la seringue en commençant par le flux dans le sens inverse à une vitesse rapide en veillant à ne pas tirer de saccharose dans le tube dans la seringue. Dévissez le tube de centrifugation de l'pierceur tube, abaisser l'aiguille, et retirer le tube.
- Répétez les étapes 5.5 à 5.8 pour chaque gradient de saccharose.
- Lorsque tous les gradients de sucrose ont été analysés, rétracter la Fluorinert du tuyau de retour dans la seringue. Retirez chaque partie de fractionnement (perceur de tubes et de cellules d'écoulement), y compris le tuyau de déchets situé en haut et bien rincer avec de l'eau.
5. Collecte des données et des fractions
6. Les résultats représentatifs
Figure 1. Oligo-Représentant de l'extrait préparé à partir de ribosome BY4741 souche de levure (tapis une his3 Δ Δ 0 1 leu2 met15 Δ 0 ura3 Δ 0), en présence de cycloheximide. L'extrait a été fractionné en utilisant ribosomique un gradient de saccharose 7 47% et analysées en utilisant un appareil de la seringue de la pompe attachée à un détecteur UV. Peaks contenant polyribosomes et 80S, 60S et 40S des ribosomes sont indiqués.
Discussion
Les informations obtenues par le profil de polyribosomes peuvent fournir des informations précieuses sur l'état de translation de la cellule. En outre, le statut de l'assemblage de sous-unités ribosomales eux-mêmes peuvent être déterminés 2. Par exemple la présence de halfmers ou 80S et les grands pics avec un léger épaulement vers la droite sur le profil indique une sous-unité 40S liés attendant 60S sous-unité d'assemblage. Exécution de l'expérience en l'absence de toute cycloheximide ajouté ou autre inhibiteur de l'allongement permet une analyse du taux de ruissellement, ce qui indique si oui ou non l'élongation est modifiée 3. Les fractions sont eux-mêmes une source riche de réactifs pour la détermination ultérieure de l'association d'un ARNm spécifique ou protéine ribosomique avec des sous-populations par Northern blot ou Western des fractions. Le pool total des ARNm associés aux ribosomes actifs peut être déterminé via une puce associée 4 ou 5 profonde analyse par séquençage. Les associations de protéines peuvent également être stabilisés par l'ajout approprié d'une réticulation réactif 6.
L'analyse des cellules de mammifère polyribosome convient également de mentionner comme un protocole distinct en termes de difficultés apparentes dans l'établissement des conditions requises pour obtenir polysomes stable. Les systèmes tampons rapportés dans la littérature sont très variables 7-10, donc il peut y avoir une exigence pour un type de cellule optimisation spécifique du tampon de lyse, ou il est tout aussi plausible que le système tampon n'est pas aussi important que l'attention désireux de travailler avec lysats frais conservés à basse température. A notre connaissance une évaluation systématique des paramètres affectant la formation de polysomes mammifères n'a été signalé.
Disclosures
Aucun conflit d'intérêt déclaré.
Acknowledgments
Les auteurs tiennent à remercier John Woolford pour la première base de cette méthode, TGK est soutenu par les NIH et GM057483 AI076245 et PRC est soutenu par GM77073.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| polyallomer ultracentrifuge tube | Beckman Coulter Inc. | 326823 | 1 x 3.5 in. (25x89mm) |
| Fluorinert | Sigma-Aldrich | F9755 | |
| Cycloheximde | Sigma-Aldrich | C-7698 | |
| Heparin | Sigma-Aldrich | H3393 | |
| BY4741 | Open Biosystems | YSC1048 | Other strains work equally well |
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