Summary
Luciferase-gemodificeerd menselijk brein tumor xenotransplantaten kan intracranially worden vastgesteld athymische muizen, met de daaropvolgende controle van de tumorgroei en de respons op de therapie met behulp van bioluminescentie beeldvorming. In combinatie met survival analyse, bioluminescentie monitoring is een essentieel onderzoeksinstrument voor pre-klinisch testen van therapieën worden overwogen voor de behandeling van hersentumoren.
Abstract
Transplantatie-modellen met menselijke hersentumor cellen hebben gediend een essentiële functie in de neuro-oncologie onderzoek voor vele jaren. In het verleden, de meest gebruikte procedure voor menselijke tumor xenograft oprichting bestond uit de verzameling van cellen van cultuur flessen, gevolgd door de onderhuidse injectie van de verzamelde cellen in immuungecompromitteerde muizen. Overwegende dat deze aanpak nog steeds ziet frequent gebruik in veel laboratoria, is er een belangrijke verschuiving in accent de afgelopen tien jaar naar orthotope xenograft vestiging, die in het geval van hersentumoren, tumorcel injectie nodig naar geschikte neuroanatomische structuren. Omdat intracraniële xenograft oprichting elimineert de mogelijkheid om de groei van tumoren door middel van directe meting, zoals het controleren door het gebruik van remklauwen, de accentverschuiving naar orthotope hersentumor xenotransplantaatmodellen is noodzakelijk het gebruik van niet-invasieve beeldvorming voor de beoordeling van tumorlast in host dieren. Van de momenteel beschikbare beeldvormende technieken, is bioluminescentie de controle over het algemeen beschouwd als de beste combinatie van gevoeligheid, opportunisme, en de kosten te bieden. Hier zullen we demonstreren procedures voor orthotope hersentumor vestiging, en voor het toezicht tumorgroei en de respons op de behandeling bij het testen van experimentele therapieën.
Protocol
1. Tumorcel Voorbereiding.
Cellen bij de mens hersentumor xenotransplantaten kan afkomstig zijn uit de tumoren gepropageerd als subcutane gezwellen in athymische muizen, of van celkweek. Gebruik van beide cel bronnen is hieronder besproken, samen met demonstratie van een methode voor cel implantatie.
Voor te bereiden cellen van subcutane tumoren voor overdracht aan de intracraniële compartiment, worden weggesneden flank tumoren geplaatst in de cultuur gerechten, waarbij het weefsel wordt in eerste instantie gehakt met een scalpel en dan mechanisch verstoord door repetitieve pipetteren naar een cel aggregaat suspensie maken 1. De cel aggregaat suspensie wordt vervolgens door een 70 uM nylon mesh filter om een enkele celsuspensie geschikt voor intracraniële injectie te produceren. De celsuspensie wordt gecentrifugeerd bij 1000 rpm gedurende 10 minuten bij 4 ° C en het supernatant afgezogen voordat resuspenderen de cel pellet in een geschikt volume van het serum-vrije media tot een uiteindelijke concentratie van werk (zie hieronder) te verkrijgen. Voor het bereiden van gevestigde cellijnen voor intracraniële implantatie, worden de cellen geoogst door trypsinizing monolagen, of door het verzamelen van neurosphere schorsing culturen, dan centrifugeren en resuspenderen de cellen zoals hierboven aangegeven 2. Het aantal van de geïnjecteerde cellen is variabel afhankelijk van de neuroanatomische locatie van de injectie. Voor supratentoriële injecties hebben we regelmatig inspuiten 3-5 x 10 5 cellen in 3 ul serum-vrij medium (DMEM), terwijl voor hersenstam injecties 3, zo weinig als 5 x 10 4 cellen zijn geïnjecteerd in 0,5 pi. Het injecteren van grotere hoeveelheden dan aanbevolen kan leiden tot een tumorcel reflux door de naald-darmkanaal, met als resultaat exophytic (Figuur 1), in plaats van intracraniale groei van de tumor. Na de intrekking van steekproef voor intracraniële injectie moet de resterende celsuspensie geplaatst worden in ijs, met inhoud vaak gemengd om de juiste concentratie te behouden bij het invullen van intracraniale tumor oprichting tussen de leden van een injectie-serie.
2. Tumorcel Implantatie
Let op, zijn alle procedures die hieronder worden beschreven zijn beoordeeld en goedgekeurd door de Institutional Animal Gebruik en onderhoud Comite aan de Universiteit van Californië in San Francisco.
- De chirurgische gebied moet worden opgesteld door alle oppervlakken spuiten met een ontsmettingsmiddel, zoals 2% chloorhexidine-oplossing. Na het gebruik van het desinfectiemiddel, moeten de volgende benodigdheden worden geplaatst in de chirurgische gebied:
- Verwarming pad om de muis lichaamstemperatuur te handhaven
- Twee kleine Petrischalen, een met 3% waterstofperoxide, en een met 2% chloorhexidine
- Steriel gaas en wattenstaafjes
- Steriele disposable scalpels
- Geautoclaveerd chirurgische nietmachine
- Voor anesthesie een geïnjecteerd verdoving moet worden gebruikt, meestal een ketamine-xylazine mengsel.
- Zodra een muis is verdoofd, wordt de hoofdhuid voorbereid door zwabberen meerdere malen met een stuk steriel gaasje gedoopt in de chloorhexidine oplossing. Oogzalf moet worden toegepast om voldoende vocht vast te houden tijdens de procedure. Met behulp van een steriel scalpel, compleet een sagittale snede over de parietooccipitalis bot, ongeveer 1 cm lang. De blootgestelde schedel oppervlak wordt vervolgens gereinigd met behulp van een wattenstaafje gedrenkt in een 3% waterstofperoxide-oplossing. De bregma moet duidelijk zijn op dit punt (zie video).
- De coördinaten voor injectie van tumorcellen is afhankelijk van de gewenste site voor tumor vestiging. De volgende staat voor de procedure die wij gebruiken voor intracerebrale tumor oprichting 2 in een neuroanatomische locatie waar veel hersentumor patiënten ervaren de ontwikkeling van tumoren. Andere locaties van belang in hersentumor onderzoek zijn de pons, voor anatomische modellering van hersenstam tumoren 3, en subdurale injecties voor het modelleren van de locatie van meningeale tumoren 4. Voorafgaand aan de tumorcel injectie, gebruik van een steriele 25 gauge scherpe naald om het doorprikken van de schedel bij 2 mm aan de rechterkant van de bregma en 1 mm juist voor de coronale hechtingen, waardoor een opening voor de injectie van tumorcellen (zie video). Deze procedure werkt goed voor zowel de muizen en ratten (22 gauge naald voor ratten).
- Voorafgaand aan de tekening cellen in de injectiespuit, meng de inhoud van de celsuspensie door te tikken met je vinger. Plaats de spuit met de gewenste hoeveelheid celsuspensie, zorg ervoor om te voorkomen dat het creëren van luchtbellen. De buitenkant van de spuit moet dan worden gereinigd met een alcoholdoekje om de buitenkant vrij van hechtende cellen, die zal helpen bij het voorkomen extracraniële tumor totstandkoming en groei (Figuur 1A) af te vegen. Om ervoor te zorgen dat de juiste injectie diepte is bereikt, gebruik een scalpel tot 3 mm uit de puntige uiteinde van een P20 pipetteman tip snijden. Dit gedeelte van de tip kan worden gemonteerd op de spuit en zal handelen om de injectie diepte te beperken, en zal bovendien ervoor zorgen dat de tip van de naald is 3 mm van de onderkant van de schedel. Plaats de spuit loodrecht op de schedel en in het gat eerder gemaakte, en injecteer langzaam de celsuspensie (een 3μL schorsing moet geïnjecteerd worden over een periode van 1 minuut). Een ongepaste hoek van de spuit inbrengen kan resulteren in intraventriculaire injectie van cellen en de daarop volgende spinale verspreiding (Fig. 1B: rechts) Op de voltooiing van injectie de naald weg in de plaats nog een minuut, dan langzaam terug te trekken (zie video): deze stappen zullen bijdragen tot het verminderen tumorcel reflux.
- Als alternatief voor het zonder hulp of vrije hand benadering van de intracraniale tumor cel implantatie 5, kan men gebruik maken van een klein dier stereotactische frame (panel F van schematisch overzicht), die over het algemeen bevordert meer consistente injectie locatie, maar ten koste van aanzienlijke hoeveelheden procedurele tijd. In onze ervaring, kunnen twee chirurgische medewerkers injecteren zoveel als 60 muizen / uur bij gebruik van de vrije hand benadering, terwijl de maximale injectiesnelheid met een klein dier stereotactische frame is ongeveer 15 muizen / uur. Procedurele eigenbelang is een belangrijke overweging bij het injecteren grote series van muizen, en het verminderen van de tijd waarin tumorcellen, te worden geïnjecteerd, worden achtergelaten op het ijs.
- Reinig de schedel met 3% waterstofperoxide en droog met een steriel droog wattenstaafje. Breng een steriel bot was om het gat. Met behulp van een tang, bij elkaar trekken van de hoofdhuid over de schedel en nieten te sluiten. Voor een optimale genezing, moet de hoofdhuid worden geniet met de dermis van elke zijde van de hoofdhuid tegen elkaar (onderkant tegen de onderzijde). Het geniet hoofdhuid moet worden gereinigd met Chloorhexidine-oplossing, en buprenorfine vervolgens toegediend door subcutane injectie voor post-operatieve pijn.
- Monitor alle muizen post-operatief totdat ze ambulant en behouden van normale activiteit. Typisch, herstel tijd is ongeveer 30 minuten.
3. Bioluminescentie Monitoring van de tumorgroei
- Achtergrond. Bioluminescentie imaging (BLI) is gebaseerd op de oxidatie van luciferine [d-(-) -2 - (60-hydroxy-20-benzothiazolyl)-thiazone-4-carbonzuur] in de aanwezigheid van zuurstof en adenosine trifosfaat (ATP). Deze reactie wordt gekatalyseerd door het enzym luciferase, die chemische energie omzet in fotonen met de daaruit voortvloeiende emissie van licht. Menselijke cellen kunnen worden aangepast om luciferase te drukken (zie hieronder), met alleen luciferase expressie cellen die in staat van de uitstoot van licht in de aanwezigheid van de luciferine substraat. Er is een minimale achtergrond luminescentie van dieren hosts behandeld met luciferine, zodanig dat er een zeer gunstige signaal-ruisverhouding voor het detecteren van luminescentie emissies van luciferase-gemodificeerde tumorcellen, waardoor zeer gevoelige controle van de tumorgroei en de respons op de therapie in vivo. Bovendien hebben luciferase en haar substraat, luciferine, is aangetoond dat niet-giftig voor cellen van zoogdieren, en we hebben gezien geen functionele verschillen tussen de cellen die luciferase ten opzichte van de overeenkomstige niet-gemodificeerde cellen. Luciferine passeert gemakkelijk celmembranen en de bloed-hersen barrière na intraperitoneale (ip) of intraveneuze (iv) injectie bij muizen, waardoor beeldvorming van elk compartiment dat luciferase-gemodificeerde cellen bevat. Het niveau van de foton-emissie en het spectrum van het uitgestraalde licht van de luciferase-gemodificeerde cellen voldoende is om weefsels van kleine proefdieren, zoals muizen en ratten binnen te dringen, en kan extern worden gedetecteerd met weinig licht camera's. De niet-invasieve aard van de bioluminescentie beeldvorming laat herhaaldelijke controle van de tumorgroei en de respons op de therapie in individuele dier vakken.
- Geïmplanteerd cel bronnen moeten stabiel worden aangepast voor vuurvlieg luciferase expressie. Een dergelijke cel bronnen kunnen worden gekocht, of geproduceerd in individuele laboratoria met behulp van lentivirus die zijn gebouwd voor constitutieve expressie van luciferase. Wij raden het gebruik van cellen gemodificeerd met luciferase-codering lentivirus, in plaats van plasmide, om een stabiele cellulaire expressie van luciferase in vivo, die nodig is voor de kwantitatieve luminescentie imaging ervoor te zorgen dat nauwkeurige indicatie van de wijzigingen voorzien in tumorbelasting voor individuele dieren onderwerpen die herhaaldelijk worden afgebeeld in de loop van een experiment.
- BLI monitoring. We raden aan het uitvoeren van kwantitatief bioluminescentie imaging (qBLI) 1x-2x per week, vanaf een week na de tumorcel injectie. Onze qBLI is uitgevoerd met behulp van de IVIS Lumina imaging station (Remklauw Life Sciences), en onze resultaten geven aan soortgelijke gegevens zijn verkregen in het gebruik van de IVIS Lumina, de IVIS 150, of de IVIS 200 imaging station. Ter voorbereiding voor imaging, muizen tegelijkertijd verdoofd met ketamine / xylazine en toegediend luciferine (D-Luciferine kaliumzout, 150 mg / kg, Caliper Life Sciences) via intraperitoneale injectie, met muizen afgebeeld 12 minuten na de injectie. De farmacokinetiek van luciferine geven aan dat de tijd tussen de administratieveconcentratie van luciferine en de bepaling van cel-luminescentie moet worden tussen de 10-15 minuten na de injectie van luciferine, om maximale luminescentie emissie en de grootste gevoeligheid van de detectie te verkrijgen. De lengte van de tijd die u selecteert in de 10-15 minuten tijdsinterval moet worden gehandhaafd als constant onder de dieren die worden afgebeeld. Het is uiterst belangrijk om de samenhang in de lengte van de tijd tussen de injectie van luciferine en het verkrijgen van BLI lezingen. Regio's van belang omvat de intracraniale gebied van signaal worden gedefinieerd met behulp van Living Image software (figuur 2), en de totale photons/s/sr/cm2 (fotonen per seconde per steradiaal per vierkante cm) zijn opgenomen (zie video).
- Data-analyse. Overwegende dat de groei van de tumor en de reactie op de therapie worden gecontroleerd bij individuele dieren, raden we de behandeling groepen van minimaal 8 voor het vergroten van de statistische zekerheid van de conclusies ten aanzien van tumorrespons, of het ontbreken daarvan, op de behandeling. Met betrekking tot het presenteren qBLI resultaten worden luminescentie metingen omgezet in genormaliseerde waarden door te delen elke muis en luminescentie, verkregen tijdens en na voltooiing van de therapeutische behandeling, met de bijbehorende maximale voorbehandeling luminescentie het lezen van 6,7. Om te overleven analyse, is de Kaplan-Meier schatter 8 gebruikt, en van waaruit overlevingscurven worden gegenereerd, en de mediane overleving waarden bepaald. Verschillen tussen de overlevingscurven worden vergeleken met behulp van een log-rank test 9.
- Ophalen van de hersenen voor de daaropvolgende analyse van de behandelde en onbehandelde tumor. Bij het dier euthanasie, moet de hersenen van de muis snel worden weggesneden (zie video), en ofwel geplaatst in formaline voor de verdere analyse van de tumor morfologie en immunohistochemie, of moet worden gemonteerd in oktober voor het monster het vriespunt.
4. Representatieve resultaten
In het voorbeeld in figuur 3A, werden muizen die intracraniale tumor cel injectie gecontroleerd op intracraniële luminescentie totdat opeenvolgende betekenen luminescentie aangegeven waarden progressieve groei van de tumor, en op welk moment dat de therapie werd geïnitieerd (grijze pijl vanaf dag 34: erlotinib dagelijks toegediend aan 150 mg / kg tot gewenste euthanasie). Luminescentie waarden voor elke muis zijn ingesteld op een genormaliseerde waarde van 1 op het moment van starten van de behandeling, met latere luminescentie metingen voor elke muis genormaliseerd zijn uiteindelijke voorbehandeling imaging waarde. Als voorbeeld, een muis met een laatste voorbehandeling luminescentie lezing van 2,0 x 10 7 fotonen / sec bij 34 dagen, waarvan luminescentie was gestegen tot 6,0 x 10 7 fotonen / sec op dag 38, zou een dag 38 genormaliseerde luminescentie waarde van 3,0. De gemiddelde genormaliseerde bioluminescentie en de bijbehorende standaardfout voor controle en behandeling groepen zijn weergegeven voor elk beeldvorming tijdstip. In dit voorbeeld, een significant verschil in gemiddelde genormaliseerde luminescentie is duidelijk op het eerste imaging tijdstip na de start van de behandeling (dag 38), met het verschil in de gemiddelde groep luminescentie waaruit blijkt dat verdere verhoging van op latere tijdstippen. In de meeste gevallen is het anti-tumor activiteit van de therapie, zoals aangegeven door qBLI, vergezeld van een overeenkomstige significant verschil in overleving (dat wil zeggen, p <0,05), zoals hier het geval is (Figuur 3B). Panelen 3C en 3D-tonen aangrenzende hematoxyline & eosine en anti-EGFR gekleurde coupes van de hersenen van muizen verkregen op het moment van euthanasie, na plaatsing van gereseceerd de hersenen in formaline en de daaropvolgende paraffine-inbedding voor het snijden.
Figuur 1. Indicaties van intracraniale injectie fouten. A) Exophytic (extracraniale) groei van de tumor (rode cirkel) kan worden veroorzaakt door een te groot injectievolume, de resterende celsuspensie aan de spuit, of van intrekking van de injectiespuit te snel na het inspuiten van de tumorcellen. B) Het injecteren van tumorcellen in de hartkamers kan leiden tot spinale de verspreiding van de tumor (muis naar rechts), in tegenstelling tot de juiste ingespoten tumorcellen, het signaal voor die blijft gelokaliseerd op de injectieplaats (muis naar links).
Figuur 2. Verhit kaartbeeld representaties van bioluminescentie intensiteit voor representatieve muizen van de controle (links) en behandeling (rechts) groepen van een reactie op de therapie experiment. The Living Image software kan worden ingesteld op de regio's van belang (rode cirkels) te definiëren, of instrument operators kunnen handmatig definiëren de regio's van belang. Voor het gebruik van beelden, zoals deze voor figuur bouw, raden wij aan dat het instrument exploitant Heat Map foto's met behulp van dezelfde bioluminescentie Heat Map bereik (bovenste deel van de figuur), een visuele weergave van de omvang van bioluminescentie verschil tussen dierlijke onderwerpen laat zien.
Figuur 3. Bioluminescentie, overleving, en tumorweefsel analyse van een experiment waarin de therapeutische respons is duidelijk. A) Plot van de gemiddelde bioluminescentie metingen voor controle en behandeling groep muizen, met standaardfout voor ieder beeldvorming punt. B) Survival plot voor dezelfde muizen; p-waarde bepaald door het gebruik van log-rank test 7. C) H & E gekleurde gedeelte van de hersenen van muizen met een tumor. D) EGFR gekleurde sectie. E en F) Vergrotingen van de aangegeven gebieden van panelen C en D, respectievelijk met paneel E met negatieve kleuring voor tumor suppressor eiwit PTEN.
Discussion
Orthotope (intracraniale) hersentumor xenograft-instelling biedt een passend micro-omgeving voor het modelleren van 10 CNS kanker te worden getest therapeutische respons. Dit type van modellering geeft bovendien informatie over de therapeutische toegang tot de hersenen en hersentumor, dat is van cruciaal belang om te bepalen of een experimenteel middel zou moeten worden voortgezet om de klinische trial evaluatie bij patiënten. Omdat de hoeveelheid van intracraniële xenograft tumor kan niet direct worden gemeten, zoals door remklauwen, longitudinale monitoring van intracraniale tumorgroei en de respons op de therapie vereist niet-invasieve beeldvorming, met onze ervaring leert bioluminescentie beeldvorming als de meest praktische aanpak voor experimenten die als hoofddoel is het beoordelen van de omvang van de tumor respons op therapie. Wanneer de resultaten van bioluminescentie beeldvorming worden gecombineerd met dier te onderwerpen survival analyse, de twee data sets zorgen voor een krachtige en betrouwbare aanpak voor het evalueren van experimentele therapeutische werkzaamheid.
Ten slotte is het uitermate belangrijk dat de intracraniale hersentumor xenotransplantaten worden geoogst geëuthanaseerd dier onderwerpen, ten einde morfologische en moleculaire effecten van de therapie te beoordelen, en voor dit geven wij de voorkeur hele brein resectie op het moment van euthanasie, met behoud van gereseceerd hersenen voor verdere analyse.
Overwegende dat de voorgaande presentatie is gemaakt die specifiek zijn voor hersentumor onderzoek, de concepten zijn zeker generalizeable aan andere menselijke kankers die vatbaar zijn voor orthotope modellen in knaagdieren.
Disclosures
Geen belangenconflicten verklaard.
Acknowledgments
NINDS beurzen NS49720 en NS65819, en NCI verlenen CA97257Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Disposable Scapels | Feather Safety Razor Co, Ltd. | 2975 | No.21 |
| Heating Pad | Dunlap | HP950 | |
| Gauze | Fisher Scientific | 22028563 | |
| Cotton Swabs | Fisher Scientific | 23-400-100 | |
| 2% Chlorhexidine | Fisher Scientific | NC9756995 | |
| 3% Hydrogen Peroxide | Fisher Scientific | H312P-4 | |
| 25g Needle | BD Biosciences | 305122 | |
| 10ul Hamilton Sharp Microsyringe | Hamilton Co | 20734 | |
| Skin Stapler and Staples | Stoelting Co. | 59020 | |
| Stereotaxic Frame | Stoelting Co. | 51725 | |
| Living Image Software |  Caliper Life Sciences |
||
| D-luciferin | Gold Biotechnology | LUCK-1G | Potassium Salt |
| Xenogen Lumina | Caliper Life Sciences |
References
- Giannini, C., Sarkaria, J. N., Saito, A., Uhm, J. H., Galanis, E., Carlson, B. L., Schroeder, M. A., James, C. D. Patient Tumor EGFR and PDGFRA Gene Amplifications Retained in an Invasive Intracranial Xenograft Model of GBM. Neuro-Oncol. 7, 164-176 (2005).
- Ozawa, T., Wang, J., Hu, L. J., Bollen, A. W., Lamborn, K. R., Deen, D. F. Growth of human glioblastomas as xenografts in the brains of athymic rats. In Vivo. 1, 55-60 (2002).
- Hashizume, R., Ozawa, T., Dinca, E. B., Banerjee, A., Prados, M. D., James, C. D., Gupta, N. A human brainstem glioma xenograft model enabled for bioluminescence imaging. J Neurooncol. , Forthcoming (2009).
- Baia, G. S., Dinca, E. B., Ozawa, T., Kimura, E. T., McDermott, M. W., James, C. D., VandenBerg, S. R., Lal, A. An orthotopic skull base model of malignant meningioma. Brain Pathol. 2, 172-179 (2007).
- Ozawa, T., James, C. D. Human Brain Tumor Cell and Tumor Tissue Transplantation Models. CNS Cancer: Models, Markers, Prognostic Factors, Targets, and Therapeutic Approaches. Van Meir, E. , Humana Press-Springer. New York, NY. 147-162 (2009).
- Sarkaria, J. N., Yang, L., Grogan, P. T., Kitange, G. J., Carlson, B. L., Schroeder, M. A., Galanis, E., Giannini, C., Wu, W., Dinca, E. B., James, C. D. Identification of Molecular Characteristics Correlated with Glioblastoma Sensitivity to EGFR Kinase Inhibition Through Use of an Intracranial Xenograft Test Panel. Mol. Cancer Ther. 6, 1167-1174 (2007).
- Dinca, E. B., Sarkaria, J. N., Schroeder, M. A., Carlson, B. L., Voicu, R., Gupta, N., Berger, M. S., James, C. D. Bioluminescence Monitoring of Intracranial Glioblastoma Xenograft Response to Primary and Salvage Temozolomide Therapy. J. Neurosurg. 107, 610-616 (2007).
- Kaplan, E. L., Meier, P. Non-parametric estimation from incomplete observations. J. Am. Stat. Assoc. 53, 457-481 (1958).
- Peto, R., Peto, J. Asymptotically efficient rank invariant procedures. J. R. Stat. Soc. Ser. A. Stat. Soc. 135, 185-207 (1972).
- Camphausen, K., Purow, B., Sproull, M., Scott, T., Ozawa, T., Deen, D. F., Tofilon, P. J. Influence of in vivo growth on human glioma cell line gene expression: convergent profiles under orthotopic conditions. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.. 102, 8287-8292 (2005).
