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Immunology and Infection

Un modello ortotopico di carcinoma ovarico sieroso in topi immunocompetenti per In vivo Tumore Imaging e monitoraggio del tumore Risposte immunitarie

doi: 10.3791/2146 Published: November 28, 2010

Summary

Per studiare

Abstract

Background: Il cancro ovarico è generalmente diagnosticato in fase avanzata in cui il caso / rapporto di mortalità è alta e rimane quindi il più letale di tutte le neoplasie ginecologiche tra Stati Uniti le donne 1,2,3. Tumori sierosi sono le forme più diffuse di cancro ovarico e 4,5 il Tg-MISIIR-Tag transgenici rappresenta l'unico modello del mouse che si sviluppa spontaneamente questo tipo di tumori. Tg-MISIIR-Tag topi esprimere SV40 regione trasformando sotto il controllo del Mulleriani inibitori della sostanza di tipo II Receptor (MISIIR) del gene promotore 6. Ulteriori linee transgeniche sono state identificate che esprimono il transgene TAG SV40, ma non sviluppano tumori ovarici. Topi inclini non tumorali mostrano tipica vita per C57BL / 6 topi e sono fertili. Questi topi possono essere utilizzate come riceventi trapianto allogenico di singenici per le cellule tumorali isolate dai Tg-MISIIR-Tag-DR26 topi.

Obiettivo: Sebbene l'imaging del tumore è possibile 7, la diagnosi precoce dei tumori in profondità è una sfida in animali che vivono di piccole dimensioni. Per abilitare studi preclinici in un modello animale immunologicamente intatta per il cancro ovarico sieroso, si descrive un modello di topo singenici per questo tipo di tumore ovarico che permette di imaging in vivo, gli studi del microambiente tumorale e tumore risposte immunitarie.

Metodi: Per prima cosa deriva a + TAG cancro linea di topi cellule (MOV1) da un tumore ovarico spontanee raccolte in un 26 settimane di età DR26-Tg MISIIR-Tag femminile. Poi, abbiamo MOV1 cellule trasdotte stabilmente con TurboFP635 vettore Lentivirus mammiferi che codifica Katushka, un far-rosso mutante della proteina fluorescente rossa dal mare anemone Entacmaea quadricolor con eccitazione / emissione di massimi a 588/635 nm 8,9,10. Noi ortotopicamente impiantato MOV1 Kat nell'ovaio 11,12,13,14 della non-tumorale inclini Tg-MISIIR-Tag topi femmina. Progressione del tumore è stata seguita da in vivo imaging ottico e microambiente tumorale è stata analizzata mediante immunoistochimica.

Risultati: ortotopicamente MOV1 impiantato cellule Kat sviluppato tumori ovarici sierosi. MOV1 Kat tumori possono essere visualizzate da imaging in vivo fino a tre settimane dopo l'impianto (fig. 1) e sono stati infiltrati con leucociti, come osservato nei tumori ovarici umani 15 (fig. 2).

Conclusioni: descrivere un modello ortotopico di carcinoma ovarico adatto per imaging in vivo di tumori presto a causa della elevata pH stabilità e fotostabilità di Katushka nei tessuti profondi. Proponiamo l'utilizzo di questo modello romanzo singenici del carcinoma ovarico sieroso per gli studi di imaging in vivo e il monitoraggio dei tumori risposte immunitarie e le immunoterapie.

Protocol

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1. Colture Cellulari

  1. Prima dell'iniezione ortotopico, cultura MOV1 cellule Kat, derivate da tumori DR26, in un pallone T175 fino a quando non sono al 90% confluenti. Prevede di utilizzare 1-5.000.000 cellule per iniezione, che richiede 1 o 2 T175 fiaschi.
  2. Il giorno della iniezione, raccogliere le cellule e determinare il numero delle cellule utilizzando un emocitometro.
  3. Una volta che la concentrazione cellulare è stata determinata, agglomerare le cellule per centrifugazione per 5 minuti a 300 g X a temperatura ambiente.
  4. Dopo la rotazione, risospendere le cellule di avere 1 milione in 10 microlitri di PBS sterile con EDTA 0,002 M

2. Pre-Surgery

  1. Prima dell'intervento, riempire una siringa da insulina 3/10cc con 1 milione di MOV1-Kat cellule in 10 microlitri di PBS EDTA.
  2. Trasferimento di un mouse isofluorane anestetizzati per una piastra elettrica. Aggiungi unguento oculare per prevenire la disidratazione dell'occhio. Poi, subito inserire la testa dell'animale in un sistema di cono collegato ad un vaporizzatore isoflurano per fornire anestesia durante l'intervento chirurgico.
  3. Dopo la disinfezione del sito di iniezione con tamponi imbevuti di alcool, iniettare per via sottocutanea 5 mg / kg di ketoprofene, un pre-chirurgica analgesico, con una siringa da insulina 3/10cc.
  4. Utilizzando Clippers, radersi la porzione caudale sinistra del dorso dalla giunzione toraco-lombare alla base della coda dell'animale. Applicare la crema di rimozione dei capelli per rimuovere completamente i capelli. Quindi, rimuovere l'eccesso con un tovagliolo di carta bagnato.
  5. Una volta che il pelo è stato rimosso, sterilizzare l'area rasata con povidone-iodio e tamponi imbevuti di alcool. Poi, posto un drappo chirurgico intorno alla zona di incisione.

3. Chirurgia

  1. Poco prima dell'intervento, regolare i livelli vaporizzatore isoflurano al 1,5%.
  2. Verificare che l'animale è completamente anestetizzato pizzicando la zampe.
  3. Quindi, individuare la milza sotto la pelle. Quindi, utilizzando forbici chirurgiche, fare una incisione dorsolaterale 1-2 cm di lunghezza in alto a destra della milza.
  4. Sezionare il retroperitoneo. Il cuscinetto che circonda l'ovaio del mouse verrà osservato. Utilizzare pinze curve di cogliere e di esporre il cuscinetto adiposo che circonda l'ovaio mouse.
  5. Idratare l'organo con qualche goccia di PBS sterile.
  6. Utilizzare pinze curve di cogliere, ritrattare ... posizione ... e poi sicuro l'ovaio per l'iniezione
  7. Ferma cogliere il ovario con le pinze, iniettare 10 microlitri di MOV1 cellule tumorali Kat in dell'ovaio. Una solida conoscenza impedisce il rigurgito dei fluidi o perdite.
  8. Subito dopo l'iniezione, allentare la tensione esercitata dal forcipe. La perforazione nell'ovaio dovrebbe spontaneamente ritrattare e chiudere.
  9. Utilizzando una sutura assorbibile acido poliglicolico attaccato ad un ago, chiudere il retro-peritoneo ferita.
  10. Rilasciare l'animale dal cono naso.
  11. Tendere la pelle e sigillare i lembi della ferita dorsolaterale con qualche goccia di adesivo tissutale.
  12. Infine, somministrare per via orale 100 microlitri di antibiotici per l'animale. Poi metterlo di nuovo nella sua gabbia e monitor per il recupero. Tenere l'animale sotto antibiotici nell'acqua da bere per una settimana.

4. Imaging in vivo

  1. Una settimana dopo l'iniezione ortotopico di MOV1 cellule tumorali Kat, eseguire imaging in vivo. Iniziare con il trasferimento di un mouse isofluorane anestetizzato alla camera di imaging.
  2. Girare il livello isoflurano vaporizzatore fino al 2%.
  3. Eseguire imaging in vivo secondo le istruzioni del produttore del sistema di imaging è. In questo video, il sistema Lumina verrà utilizzato.
  4. Per l'immagine, clicca l'immagine vivente icona del software desktop. Poi, sul pannello di controllo acquisizione IVIS, selezionare "Initialize". Le impostazioni dello strumento sono analoghi ad una le impostazioni della fotocamera
  5. Sul pannello di controllo acquisizione impostare i parametri di acquisizione dello strumento. Per fluorescenza, selezionare "fluorescente". Fare clic sulla casella Fotografia di acquisire una fotografia con ogni immagine.
  6. Successivamente, impostare il tempo di esposizione come Auto. In "pixel binning o CCD risoluzione", selezionare "Medio". Poi sotto F / stop o diaframma, controllare il valore di 2. Avanti, selezionare il filtro di eccitazione 535 e il filtro per le emissioni DsRed.
  7. In campo di vista, fare clic su View B per l'immagine di un mouse.
  8. Quindi, fare clic su acquisire per iniziare l'acquisizione di immagini.
  9. Una volta che l'acquisizione delle immagini è completa, utilizzare la regione di interesse, o ROI, strumento per la misura del segnale. Fare clic sull'icona di misura per liberare i valori del segnale e la zona.
  10. Infine, fare clic su "salva" per salvare l'immagine nella cartella utente
  11. Dopo le immagini sono state salvate, interrompere la somministrazione di isoflurano e restituire il mouse per la sua gabbia. Il mouse deve svegliarsi immediatamente.

5. Rappresentante Risultati

-Usando questo protocollo, La crescita in vivo di un cancro ovarico ortotopico possono essere monitorati per almeno 3 settimane su una procedura non invasiva.

Figura 1
Figura 1. MOV1 cellule Kat, o PBS come controllo negativo, sono stati iniettati nel ortotopicamente ovaie di topi soggetti non tumorali (animali e animali a destra e sinistra, rispettivamente). Imaging in vivo è stato effettuato 2 settimane più tardi. L'emissione di fluorescenza generata da MOV1 Kat cellule trapiantate nelle ovaie è stata misurata e confrontata con quella di topo di controllo negativo.

Figura 2
Figura 2. Sezioni congelate di MOV1 tumori ovarici Kat sono state colorate con biotinilato anti-CD4 mAb seguito da substrato DAB (marrone scuro) per rilevare tumore dei linfociti infiltranti (freccia nera). Le cellule sono state di contrasto con metil-verde per visualizzare nuclei cellulari (blu). Cellule tumorali (frecce rosse) sono stati morfologicamente distinte dalle cellule T. La diapositiva appare ingrandita 40x.

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Discussion

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Chirurgia e iniezioni ortotopico

Iniezione ortotopico in borsa ovarica esigenze di formazione e di precisione. Così

  1. In caso di scarsa esperienza chirurgica, la pratica di cadaveri per primo.
  2. Usare preferibilmente donne multipare (uno o due cucciolate), come si sviluppano più grandi ovaie nel tempo che facilita l'iniezione e la sopravvivenza aumentano confrontare con le femmine nullipare.
  3. A causa delle piccole dimensioni della borsa ovarica del mouse, l'uso delle più piccole dimensioni dell'ago disponibile è fortemente incoraggiata.

Imaging in vivo

  1. Usare sempre fluorescenza, come ad esempio un tubo da 1,5 ml ependorf riempito con 10 giugno - 10 luglio MOV1 cellule kat a 100 l per 1 ml di PBS. Punto di riferimento per
  2. Nutrire gli animali con erba medica dieta priva di ridurre fluorescenza di fondo.
  3. Radersi la cura degli animali prima imaging in vivo per ridurre sfondo.

Significato

Questo modello singenici del carcinoma ovarico sieroso in animali immunocompetenti che sono ortotopicamente iniettato Far-globuli rossi fluorescenti cancro ovarico (MOV1 KAT) permette di studi preclinici per valutare nuove strategie per l'imaging e la terapia dei tumori presto, quando la malattia è ancora curabile, come pure come monitoraggio in vivo di tumore risposte immunitarie e le immunoterapie.

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Disclosures

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Acknowledgments

Questo lavoro è stato finanziato dalla sovvenzione NIH P01 AI 068730 (SNC, NS), il NIH concedere CA016520 / TAPITMAT (NS), il finanziamento privato da parte della Fondazione Claneil (NS), e il ovarico SPORE concedere FCCC e la University of Pennsylvania ( P50 CA83638) e il Fox Chase Cancer Center core Grant (P30 CA06927) (DCC). Gli autori ringraziano l'ottima assistenza tecnica dello strumento ottico Core / bioluminescenza diretto dal Dr. EJ Delikatny presso la University of Pennsylvania, Anthony Secreto dalle cellule staminali e Core dello xenotrapianto diretto dal Dott. G. Danet-Desnoyers presso la University of Pennsylvania Cancer Centro per la SNC formazione tecnica di iniezione ortotopica e Denada Dangaj presso l'Università della Pennsylvania / OCRC per assistere sulla chirurgia.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
DMEM-GLUTAMAX Invitrogen 10564-011
PBS GIBCO, by Life Technologies 14040
Versene Lonza Inc. 17-711E
Heating pad Deltaphase 39 DP
Povidone pads Dynarex 1108
Alcohol pads Fisher Scientific 06-669-62
Artificial tears ointment Phoenix Pharmaceuticals, Inc. 17845-153
Ketoprofen Fort Dodge Animal Health
3cc/insulin syringe BD Biosciences 309301
Polyg Polyglycolic Acid suture/needle (3/8 19mm) Syneture 9612-31
Tissue adhesive Vetbond 3M
Vet Bactrim/ oral suspension Hi-tech Pharmacal 840823
IVIS-Lumina Caliper Life Sciences
Isofluorane Phoenix Pharmaceuticals, Inc. J108013
Fetal Bovine Serum, Qualified Invitrogen 10437036
Penicillin/streptomycin GIBCO, by Life Technologies 15140
TurboFP635 mammalian vector Evrogen FP721
T175 flasks cellstar 660-190

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References

  1. Etzioni, R. The case for early detection. Nat Rev Cancer. 3, 243-252 (2003).
  2. Sasaroli, D., Coukos, G., Scholler, N. Beyond CA125: the coming of age of ovarian cancer biomarkers. Are we there yet. Future Medicine. 3, 275-288 (2009).
  3. Anderson, G. L. Assessing Lead Time of Selected Ovarian Cancer Biomarkers: A Nested Case Control Study. J Natl Cancer Inst. 102, 26-38 (2010).
  4. Auersperg, N., Wong, A. S., Choi, K. C., Kang, S. K., Leung, P. C. Ovarian surface epithelium: biology, endocrinology, and pathology. Endocr Rev. 22, 255-288 (2001).
  5. Dubeau, L. The cell of origin of ovarian epithelial tumours. Lancet Oncol. 9, 1191-1197 (2008).
  6. Connolly, D. C. Female mice chimeric for expression of the simian virus 40 TAg under control of the MISIIR promoter develop epithelial ovarian cancer. Cancer Res. 63, 1389-1397 (2003).
  7. Hensley, H. Magnetic resonance imaging for detection and determination of tumor volume in a genetically engineered mouse model of ovarian cancer. Cancer Biol Ther. 6, (2007).
  8. Deliolanis, N. C. Performance of the red-shifted fluorescent proteins in deep-tissue molecular imaging applications. J Biomed Opt. 13, (2008).
  9. Hoffman, R. M. A better fluorescent protein for whole-body imaging. Trends Biotechnol. 26, (2008).
  10. Shcherbo, D. far-red fluorescent protein for whole-body imaging. Nat Methods. 4, 741-746 (2007).
  11. Fu, X., Hoffman, R. M. Human ovarian carcinoma metastatic models constructed in nude mice by orthotopic transplantation of histologically-intact patient specimens. Anticancer Res. 13, 283-286 (1993).
  12. Kiguchi, K. A patient-like orthotopic implantation nude mouse model of highly metastatic human ovarian cancer. Clinical & experimental metastasis. 16, 751-756 (1998).
  13. Bao, R. Activation of cancer-specific gene expression by the survivin promoter. J Natl Cancer Inst. 94, 522-528 (2002).
  14. Connolly, D. C., Hensley, H. H. Xenograft and Transgenic Mouse Models of Epithelial Ovarian Cancer and Non Invasive Imaging Modalities to Monitor Ovarian Tumor Growth In situ -Applications in Evaluating Novel Therapeutic Agents. Current Protocols in Pharmacology. 45, 1-36 (2009).
  15. Milne, K. Systematic analysis of immune infiltrates in high-grade serous ovarian cancer reveals CD20, FoxP3 and TIA-1 as positive prognostic factors. PLoS ONE. 4, (2009).
Un modello ortotopico di carcinoma ovarico sieroso in topi immunocompetenti per<em> In vivo</em> Tumore Imaging e monitoraggio del tumore Risposte immunitarie
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Nunez-Cruz, S., Connolly, D. C., Scholler, N. An Orthotopic Model of Serous Ovarian Cancer in Immunocompetent Mice for in vivo Tumor Imaging and Monitoring of Tumor Immune Responses. J. Vis. Exp. (45), e2146, doi:10.3791/2146 (2010).More

Nunez-Cruz, S., Connolly, D. C., Scholler, N. An Orthotopic Model of Serous Ovarian Cancer in Immunocompetent Mice for in vivo Tumor Imaging and Monitoring of Tumor Immune Responses. J. Vis. Exp. (45), e2146, doi:10.3791/2146 (2010).

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