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Neuroscience

Sensación operante Buscando en el ratón

Published: November 10, 2010 doi: 10.3791/2292

Summary

En este protocolo se describe un método de aprendizaje operante con estímulos sensoriales como un refuerzo en el ratón. Que no requiere formación previa o la restricción de alimentos, y que permite el estudio de la conducta motivada, sin el uso de un reforzador farmacológico o naturales, tales como los alimentos.

Protocol

1. Escribir un programa para ejecutar sesiones operante prueba utilizando una variedad de estímulos visuales y auditivos como un refuerzo

  1. Por relación fija (FR) sesiones: hacer sesiones de una hora de duración con la luz y el ventilador de la casa encendida durante la sesión. Para las sesiones de relación progresiva, hacer sesiones de dos horas de duración. Tiene dos palancas de prorrogarse durante la duración de la sesión y contrapeso que la palanca se denomina "activa" frente a "inactivo" a través de los animales (asignación de palanca para cada animal, nunca cambia).
  2. El código del programa, de tal manera que cada refuerzo es variado de acuerdo a los siguientes parámetros:
    • cada refuerzo es uno de los siguientes períodos de tiempo elegido al azar: 2, 4, 6 u 8 segundos.
    • cada refuerzo tiene una de las tasas de estímulo siguientes lámpara de flash elegido al azar: 0,625, 1,25, 2,5, o 5 Hz, cada uno con un 50% del ciclo.
    • cada lámpara flash estímulo al azar en la izquierda o la derecha de la cámara.
    • proporcionar un estímulo auditivo durante la duración del refuerzo, en nuestro laboratorio, activar una bomba de infusión que proporciona un sonido de aproximadamente 3 dB por encima del ruido de fondo en la cámara.
  3. El código del programa para mostrar los siguientes valores en tiempo real: 1. Número de prensas de palanca activa, 2. Número de prensas de palanca inactiva, 3. Número de refuerzos, 4. Tiempo (en incrementos de 0,1 segundos).

2. Tratar a los animales (3 procedimiento de día)

  1. Después de la aclimatación de las instalaciones para animales, comience a manejar los animales. Esto se habitúan a los animales a ser recogidos y transportados.
  2. Comience por colocar las manos enguantadas en la jaula y dejar que repose durante 90 segundos. Si todos los ratones no ha investigado las manos en ese momento, mueva suavemente las manos hacia los ratones y esperar a que cada uno de oler y / o póngase en contacto con las manos antes de proceder.
  3. Recoja cuidadosamente cada ratón una a una por la base de la cola y lo coloca en la mano, rápidamente levantando y traerlo de vuelta hacia abajo para permitir el ratón para alejarse de su mano dentro de la jaula.
  4. Repita para cada momento del ratón 5.10, dependiendo del comportamiento del ratón. La última vez hecho esto, mantenga el alto el ratón (con ella de pie en la mano) por un período de tiempo, dependiendo del día. Día 1: 5 segundos, Día 2: 10 segundos, Día 3: 15 seg. Asegúrese de que cada ratón cumple este criterio para el día. El día 1, cambiar los guantes entre las jaulas.
  5. A partir del día 2, golpe detrás del animal, mientras que el ratón está en su mano. También el día 2, comenzará un peso de los animales diariamente. Marca la cola de cada animal con un rotulador para indicar el número tema.
  6. Si las inyecciones se dará durante el experimento, los ratones empiezan habituar a las inyecciones en el Día 2. Esto se debe hacer después de todos los ratones de la jaula han sido manipulados y se reunió con el criterio para el día.

3. Limpiar y probar el equipo

  1. Lave la bandeja inferior con agua caliente.
  2. Limpiar las paredes y los pisos operante cámara con 30% de etanol.
  3. Ejecutar un programa de prueba que se enciende la luz, Ventilador, y las luces de estímulo, se extiende a las palancas, y presiona la palanca de los registros.
  4. Asegúrese de que todas las luces y los ventiladores funcionan correctamente y probar el programa para asegurarse de que todas las prensas de palanca se registran.
  5. Palancas limpio con 30% de etanol.

4. Realizar la sesión operante (sesiones deben ser de 5-6 días / semana en el mismo momento del día)

  1. Pese cada ratón.
  2. Cargar el programa en cada cámara y anotar el experimento de manera apropiada. La palanca de activos debe ser compensada entre los animales (es decir, la palanca de activos se asigna a la palanca a la izquierda de la mitad de los ratones, la palanca derecha se activa la otra mitad), pero el lado de la palanca activa no cambia una vez un ratón del ratón ha sido asignado.
  3. Transporte de cada ratón a su Sala designada, cerca de la cámara, e iniciar la sesión.
  4. Después de que termine la sesión, extraiga inmediatamente el ratón y volver a marcar la cola.
  5. Cámaras limpias como se describe en la Sección 3.
  6. Analizar los datos para el número de prensas de palanca activa e inactiva. Número de refuerzos y / o exactitud de palanca (prensas de palanca% activo) también pueden ser reportados. Si los ratones van a ser probados por el efecto de un tratamiento en el OSS, asegúrese de que todos los ratones de la prueba se han reunido los criterios de adquisición (por ejemplo,> 20 prensas de palanca activa y> 65% de prensas de palanca activa tres últimas sesiones de FR-1 ) antes de comenzar el tratamiento.
  7. Después de la adquisición de la FR-1 de responder, el programa de reforzamiento se puede cambiar (por ejemplo, una mayor proporción fija, la proporción progresiva, la relación de azar, etc.)

5. Resultados representante

Un ejemplo de adquisición de software libre por ratones macho C57Bl/6J se muestra en la Figura 1 (que se reproduce a partir de 23). Los ratones de control se sometieron a las mismas condiciones, salvo que presiona la palanca en cualquiera de las palancas no tenía consecuenciassecuencia. Otra cohorte de ratones se muestra en la Figura 2. En este experimento, un grupo de ratones recibió refuerzo OSS, mientras que otro grupo recibió el refuerzo de alimentos. Hemos encontrado que en las condiciones de acceso libre a la alimentación, tanto en tasa fija y progresiva respuesta son similares entre el OSS y responder por el 10% Garantizar (Figura 2, A y B). Esto permite la comparación efectiva de una manipulación en dos tipos diferentes de refuerzo (sensorial y comida) que evita confunde potenciales resultantes de estado de hambre o las diferencias en la tasa de respuesta.

Figura 1
Figura 1:. Prensas de palanca por los ratones OSS y los controles de los ratones recibieron OSS variados estímulos visuales y auditivos después de cada activo empujar la palanca (FR-1 programa de reforzamiento), mientras que presiona la palanca inactiva no tuvo consecuencias. Los ratones de control se sometieron a las mismas condiciones, pero no hubo consecuencia de pulsar cualquiera de las palancas (palancas se denotan 1 y 2 y contrapeso son a través de los animales de la misma manera que las palancas activas e inactivas se ven contrarrestados por los ratones OSS). Palanca activa presionando por los ratones OSS se incrementó en relación con la palanca inactiva presionando (* p <0,05, ** p <0,01) y no reforzado presionar una palanca de control (n = 7, 8, $ p <0,05, $ $ p <0,01 ). Figura realizada a partir del 23.

Figura 2
Figura 2:. Prensas de palanca por los ratones y los ratones OSS de responder por los alimentos A.) Los ratones respondieron en un horario FR-1 de refuerzo de estímulos OSS o refuerzo de alimentos (10% Ensure). Todos los ratones tenían acceso ad libidum a la alimentación de la duración de los experimentos. B) Después de FR-1 sesiones, los ratones fueron avanzadas en una proporción progresiva (PR) programa de reforzamiento de cinco días. Los datos representan los promedios de los valores de los días cuatro y cinco de cada animal. La relación final se informó a la derecha del eje y se refiere al número de respuestas necesarias para obtener el refuerzo correspondiente (es decir, 30 respuestas están obligados a obtener el reforzador 10 º después de ganar nueve refuerzos con anterioridad).

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Discussion

Sensación operante que buscan es una alternativa útil a drogas por vía intravenosa la auto-administración cuando el ratón es el animal de elección. El hecho de que ni la cirugía ni el mantenimiento del catéter que se requiere es ventajosa, ya que éstas son importantes obstáculos técnicos en el ratón. OSS también es atractivo porque puede ser la medición de los aspectos de refuerzo diferencia de otros reforzadores naturales como los alimentos.

Es útil señalar que las medidas de comportamiento en el ratón puede ser muy variable en diferentes condiciones ambientales 24. Este problema ha surgido en nuestro propio laboratorio con el OSS. Cuando el procedimiento se caracteriza en primer lugar, los animales fueron alojados en una instalación que había mucho tráfico y un gran número de personas que trabajan en ella durante todo el día. Durante este tiempo, los ratones fueron alojados en un ciclo "normal" de luz (luces encendidas: 0600-1800 h; experimentos llevados a cabo ~ 0800-1400). Después de trasladarse a un centro especializado dentro de la vivienda Laboratorio de Vanderbilt neuroconductuales, encontramos que la relación calidad progresiva de la OSS fue mucho menor de lo que habíamos observado anteriormente, la respuesta se redujo más de cinco días, en lugar de permanecer estable. Esta instalación cuenta con mucho menos tráfico y el personal están capacitados para trabajar en silencio y ser conscientes de la delicada naturaleza de los experimentos realizados en la instalación. Desde entonces, hemos ajustado a los ratones a un ciclo de luz que promueve la vigilia durante el tiempo de experimentación (luces encendidas: 1500-0300 h; experimentos llevados a cabo ~ 0800-1400 h) y el rendimiento de OSS ha vuelto a lo que hemos señalado anteriormente.

La siguiente es una descripción de nuestras condiciones estándar para los experimentos de OSS. Ratones machos C57Bl/6J se ordenó a las 3 semanas de edad de los Laboratorios Jackson (Bar Harbor, ME) y ubicado en el ciclo de luz modificados durante al menos una semana antes de los experimentos. Los animales son alojados en grupos de 2-5 en el maíz camas Cobb complementado con una pequeña cantidad de celulosa (Cuidado fresco). Los experimentos se llevan a cabo de 5-6 días a la semana y los cambios de jaula sólo se realizan antes de un día sin experimentos. Si bien estas son nuestras condiciones estándar, hemos encontrado que los ratones hembra de edad (hasta 20 semanas) también son capaces de adquirir software libre. Actualmente estamos estudiando otras variables que pueden afectar al rendimiento del software libre. Aunque se sabe que los estímulos visuales estáticas son capaces de servir como refuerzos en los ratones 17, se desconoce si el enfoque de la mejora de la dinámica de los estímulos que nosotros y otros han empleado 20,22,23 conducir al reforzamiento aumentó en las condiciones actuales . Otra variable que puede afectar a OSS es la cepa de ratón. Diferencias de las cepas se han descrito en ratones de una variedad de medidas de comportamiento y neurológicos 25-29, y el rendimiento diferencial de OSS y operante de responder por los alimentos puede ayudar a determinar las bases genéticas de este comportamiento.

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Disclosures

No hay conflictos de interés declarado.

Acknowledgments

Este proyecto fue apoyado por el NIH subvenciones DA19112 (DGW) y DA026994 (OCM). Ilustración fue proporcionada por Katherine Louderback. Los experimentos se realizaron en el Laboratorio de Vanderbilt Neurocomportamentales murino.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Drug self-administration test package for mouse: extra-wide chamber and retractable levers Med Associates, Inc. MED-307W-CT-D1 Levers are ultra-sensitive (require ~2 grams force) and are mounted 2.2 cm above the floor. Yellow stimulus lamps are mounted 2 cm above each lever.
Interface and software package Med Associates, Inc. MED-SYST-16 This is the package for up to 16 chambers.

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References

  1. Thomsen, M., Caine, S. B. Intravenous drug self-administration in mice: practical considerations. Behav Genet. 37, 101-118 (2006).
  2. Koob, G. F. Animal models of motivation for drinking in rodents with a focus on opioid receptor neuropharmacology. Recent Dev Alcohol. 16, 263-281 (2003).
  3. Koob, G. F., Kenneth Lloyd, G., Mason, B. J. Development of pharmacotherapies for drug addiction: a Rosetta stone approach. Nat Rev Drug Discov. 8, 500-515 (2009).
  4. Arnold, J. M., Roberts, D. C. A critique of fixed and progressive ratio schedules used to examine the neural substrates of drug reinforcement. Pharmacol Biochem Behav. 57, 441-447 (1997).
  5. O'Brien, C. P., Gardner, E. L. Critical assessment of how to study addiction and its treatment: human and non-human animal models. Pharmacology & Therapeutics. 108, 18-58 (2005).
  6. Olsen, C. M., Duvauchelle, C. L. Prefrontal cortex D1 modulation of the reinforcing properties of cocaine. Brain Research. 1075, 229-235 (2006).
  7. Epstein, D. H., Preston, K. L., Stewart, J., Shaham, Y. Toward a model of drug relapse: an assessment of the validity of the reinstatement procedure. Psychopharmacology (Berl). 189, 1-16 (2006).
  8. Kalivas, P. W., McFarland, K. Brain circuitry and the reinstatement of cocaine-seeking behavior. Psychopharmacology (Berl). 168, 44-56 (2003).
  9. Stewart, J. Pathways to relapse: the neurobiology of drug- and stress-induced relapse to drug-taking. J Psychiatry Neurosci. 25, 125-136 (2000).
  10. Olsen, C. M., Winder, D. G. A method for single-session cocaine self-administration in the mouse. Psychopharmacology (Berl). 187, 13-21 (2006).
  11. Rocha, B. A. Differential responsiveness to cocaine in C57BL/6J and DBA/2J mice. Psychopharmacology (Berl). 138, 82-88 (1998).
  12. Caine, S. B., Negus, S. S., Mello, N. K. Method for training operant responding and evaluating cocaine self-administration behavior in mutant mice. Psychopharmacology (Berl). 147, 22-24 (1999).
  13. Colby, C. R., Whisler, K., Steffen, C., Nestler, E. J., Self, D. W. Striatal cell type-specific overexpression of DeltaFosB enhances incentive for cocaine. J Neurosci. 23, 2488-2493 (2003).
  14. Schramm-Sapyta, N. L., Olsen, C. M., Winder, D. G. Cocaine self-administration reduces excitatory responses in the mouse nucleus accumbens shell. Neuropsychopharmacology. 31, 1444-1451 (2006).
  15. Steiner, R. C., Hsiung, H. M., Picciotto, M. R. Cocaine self-administration and locomotor sensitization are not altered in CART knockout mice. Behav Brain Res. 171, 56-62 (2006).
  16. Marx, M. H., Henderson, R. L., Roberts, C. L. Positive reinforcement of the bar-pressing response by a light stimulus following dark operant pretests with no after effect. J Comp Physiol Psychol. 48, 73-76 (1955).
  17. Baron, A., Kish, G. B. Low-intensity auditory and visual stimuli as reinforcers for the mouse. J Comp Physiol Psychol. 55, 1011-1013 (1962).
  18. Stewart, J. Reinforcing effects of light as a function of intensity and reinforcement schedule. Journal of comparative and physiological psychology. 53, 187-193 (1960).
  19. Caggiula, A. R. Cue dependency of nicotine self-administration and smoking. Pharmacol Biochem Behav. 70, 515-530 (2001).
  20. Cain, M. E., Green, T. A., Bardo, M. T. Environmental enrichment decreases responding for visual novelty. Behavioural Processes. 73, 360-366 (2006).
  21. Thompson, T. I. Visual Reinforcement in Siamese Fighting Fish. Science. 141, 55-57 (1963).
  22. Blatter, K., Schultz, W. Rewarding properties of visual stimuli. Exp Brain Res. 168, 541-546 (2006).
  23. Olsen, C. M., Winder, D. G. Operant sensation seeking engages similar neural substrates to operant drug seeking in C57 mice. Neuropsychopharmacology. 34, 1685-1694 (2009).
  24. Crabbe, J. C., Wahlsten, D., Dudek, B. C. Genetics of mouse behavior: interactions with laboratory environment. Science. 284, 1670-1672 (1999).
  25. Crawley, J. N. Behavioral phenotypes of inbred mouse strains: implications and recommendations for molecular studies. Psychopharmacology (Berl). 132, 107-124 (1997).
  26. Belknap, J. K., Metten, P., Beckley, E. H., Crabbe, J. C. Multivariate analyses reveal common and drug-specific genetic influences on responses to four drugs of abuse. Trends Pharmacol Sci. 29, 537-543 (2008).
  27. Mozhui, K. Strain differences in stress responsivity are associated with divergent amygdala gene expression and glutamate-mediated neuronal excitability. J Neurosci. 30, 5357-5367 (2010).
  28. Hefner, K. Impaired fear extinction learning and cortico-amygdala circuit abnormalities in a common genetic mouse strain. J Neurosci. 28, 8074-8085 (2008).
  29. Elmer, G. I., Pieper, J. O., Hamilton, L. R., Wise, R. A. Qualitative differences between C57BL/6J and DBA/2J mice in morphine potentiation of brain stimulation reward and intravenous self-administration. Psychopharmacology (Berl). 208, 309-321 (2010).

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