Summary
O objetivo principal desta experiência é entender como os neurônios sensoriais primários transmitir informações de movimentos comuns e de posições como as informações proprioceptivas para um animal. Um objetivo adicional deste relatório é apresentar a anatomia da preparação por dissecção e visualização de neurônios em um microscópio de dissecação.
Abstract
O principal objetivo desse experimento é demonstrar primário informações neurônios sensoriais transporte de movimentos articulares e posições como as informações proprioceptivas para um animal. Um objetivo adicional deste experimento é o de aprender a anatomia da preparação por dissecção coloração e visualização de neurônios e estruturas sensoriais sob um microscópio de dissecação. Isto é realizado usando o equipamento neurofisiológico básico para registrar a atividade elétrica de um órgão receptor comum e técnicas de coloração. O músculo receptor de sistema de órgãos (MRO) da lagosta é análogo ao fuso muscular intrafusais em mamíferos, o que ajuda na servindo como modelo comparativo que é mais facilmente acessíveis para as gravações eletrofisiológicas. Além disso, estes são identificáveis neurônios sensoriais entre as preparações. A preparação é viável em uma solução salina mínimo de horas que é favorável para os exercícios de laboratório dos alunos. A MRO é também suscetível a neuromodulação que incentiva questões intrigantes nos locais de ação moduladora e integração de sinais dinâmicos de movimentos e posição estática, juntamente com um ganho que pode ser alterado no sistema.
Protocol
1) INTRODUÇÃO
Proprioceptores são neurônios que detectam a posição articular, direção, velocidade e estiramento do músculo. Propriocepção é uma modalidade sensorial única, porque proprioceptores são interoceptores e estímulos sentido dentro do corpo em vez de partir do mundo exterior.
No sistema de vertebrados, parece que muitos dos conjuntos e receptores de tensão não são necessárias para detectar informações proprioceptivas bruta. O annulospiral e flowerspray (terminações nervosas sensoriais) receptores nas fibras musculares tem sido demonstrado por ablação bem como estudos de vibração e anestésico a ser os dois grupos receptor essenciais necessárias para a propriocepção (Burgess et al. Para uma revisão, 1982). No entanto, é notável que há informações redundantes recolhidas por outros receptores, como as articulações, que são usados para o controle fino dos movimentos. Artrópodes, como os vertebrados têm apêndices articulados. Portanto, não é surpreendente que os proprioceptores descrito para vertebrados têm os seus homólogos dos membros artrópodes e articulações.
A disposição anatômica dos órgãos chordotonal em caranguejos permite a análise de cada neurônio individual de acordo com a função. Além disso, as questões de desenvolvimento pode ser tratado como o animal cresce ou quando o animal se regenera um membro (Cooper e Govind, 1991; Hartman e Cooper, 1993). Alguns órgãos comuns chordotonal em caranguejos conter centenas de neurônios sensoriais primários (Cooper, 2008) e esses neurônios monitorar aspectos no fracionamento gama de movimentos e posições da articulação. Um sistema menos complexo proprioceptiva de monitoramento movimentos articulares e posições são os órgãos musculares receptor (OPR) no abdômen de crustáceo (Eckert, 1961a, b; McCarthy e MacMillan, 1995). Os mecanorreceptores nas OPR abdômen lagostas de transdução do estímulo estiramento nas terminações sensoriais, incorporado em um músculo, em um potencial receptor classificados. Quando o potencial exceder um limite, um potencial de ação irá resultar na base axônio. Isto é o que está definido e conhecido como "site de pico de iniciação" em neurobiologia. Neste sistema o corpo da célula reside na justaposição ao músculo que monitora. Dois tipos distintos de receptores de estiramento existem neste sistema sensorial: a lenta adaptação e um receptor de rápida adaptação. A atividade é dependente da força do estiramento mecânico. O sistema de MRO no lagostim é análogo ao fuso muscular intrafusais em mamíferos e os músculos também tem controle eferentes para manter a natureza dos músculos tensos como é conhecido para os músculos intrafusais em mamíferos.
Os neurônios sensoriais do fuso muscular em mamíferos são desafiadoras para investigar eletrofisiologicamente por causa da natureza pequena das terminações sensoriais. Também é difícil rastrear a localização dos corpos celulares no gânglio da raiz dorsal de suas terminações periféricas. Em comparação, os neurônios MRO em lagostas sejam facilmente acessíveis para eletrodos extracelular e intracelular para gravações de longa duração. Os corpos celulares dos neurônios sensoriais MRO são relativamente grandes (50-100 m de diâmetro). Neurônios sensoriais também serviu de modelo para tratar como "esticar ativado" canais em função de neurônios, o fluxo iônico, canal de distribuição e densidade de neurônios sensoriais (Brown et al, 1978;. Edwards et al, 1981;. Erxleben, 1989; Hunt et al, 1978;. Purali e Rydqvist, 1992; Rydqvist e Purali, 1991; Rydqvist e Swerup, 1991; Cooper et al, 2003).. A integração dos estímulos sensoriais a partir da MRO em um segmento pode influenciar outros segmentos adjacentes (Eckert, 1961a, b). Há alguns relatos sobre a modulação dos estímulos sensoriais do MRO (Pasztor e Macmillan, 1990;. Cooper et al, 2003). Modulação de circuitos neurais é uma área rica para futuras investigações da ciência básica e esta preparação pode servir como uma fundação em mamíferos para aplicações futuras, potencialmente na medula espinhal dos vertebrados (Rossignol et al, 2001, 2002;. Donnelan, 2009)
1.1) Os resultados da aprendizagem
Neste experimento de laboratório, um vai dissecar um abdômen lagostas e aprender a anatomia ea fisiologia associadas da MRO. Um vai aprender a monitorar a atividade neuronal com gravações extracelular e de utilizar equipamentos eletrofisiológicas comum. Um irá gráfico e interpretar os dados obtidos com base na estimulação sensorial fornecida. A estimulação sensorial será de posições estáticas, assim como movimentos dinâmicos do segmento que está sendo monitorado. Um irá abordar o conceito de propriocepção neste sistema sensorial e seu significado. Adaptação sensorial será observado em uma série de experimentos. O significado, bem como o potencial mecanismo por trás de adaptação sensorial serão abordados pelos alunos.
2) MÉTODOS
2.1) Materiais
2.2 Configuração)
Figura 1: O equipamento criado
- Instalação até a gaiola de Faraday. O microscópio, iluminador de alta intensidade, micromanipulador, eo banho de solução salina tudo será criado dentro da gaiola (A gaiola de Faraday é usado para bloquear a campos elétricos externos que possam interferir com a gravação elétrica).
- Configuração do microscópio em uma posição onde está com vista para o estágio do microscópio.
- Posição do iluminador de alta intensidade em uma posição conveniente.
- Prepare um banho de solução salina com solução salina em um prato de lagostins Sylgard e colocá-la sob o microscópio (este é o lugar onde o abdome dissecado crustáceo será colocado).
- Posicione o micromanipulador numa posição onde o eletrodo sucção tem fácil acesso ao banho salina.
- Sucção up saline até estiver em contato com o fio prata dentro do eléctrodo sucção. Arrange outro fio sobre o corte colaterais da eletrodo sucção perto do ponta do eletrodo, assim ambos fios estarão contato com o banho salina.
- Ligue o amplificador diferencial AC / DC (amplificador) à 26T Lab Power. Fazer isso ligando o cabo adequada partir Input 1 no 26T PowerLab à saída no amplificador.
- Os controles instrumento amplificador deve ser definido para as seguintes configurações:
- High Pass-DC
- Notch Filter-OFF
- Low Pass-20kHz
- Capacidade Comp .- anti-horário
- DC offset Belas e Curso botão anti-
- DC Offset (+ OFF) - OFF
- Ganho knob-50
- Entrada (DIFF MONO GND) - DIFF
- MODE (STIM-GATE-REC) - REC
- ΩTEST-OFF
- Os controles instrumento amplificador deve ser definido para as seguintes configurações:
- Conectar o estágio cabeça ao 'input sonda-' no amplificador.
- Conectar o fios elétricos do eletrodo sucção ao estágio cabeça. Os fios devem ser ligados com o vermelho (positivo) no canto superior esquerdo, verde (terra) no meio, preto (negativo na parte inferior. Isso é indicado na Figura 2. O fio terra pode apenas ser colocado no banho de solução salina.
Figura 2: Configuração do palco principal - Agora ligar o cabo USB da 26T PowerLab ao laptop. Assegurar que tanto amplificador e PowerLab26T estão conectados e ligado antes abertura LabChart7 no computador.
- Aberta LabChart7.
- O LabChart caixa Welcome Center irá pop aberto. Fechá-la.
- Clique em Setup
- Clique em configurações de canal. Alterar o número de canais a 1 (parte inferior esquerda da caixa) empurrar OK.
- No canto superior esquerdo do gráfico definir a ciclos por segundo para cerca de 2k. Definir o volts (eixo y) para cerca de 500 ou 200mV.
- Clique no Canal 1 da direita do gráfico. Clique em Amplificador de Entrada. Garantir que as configurações: single-ended, ac acoplado, e invertido (inverte o sinal se necessário), e anti-alias, são verificados.
- Para começar a começar a gravação, prima.
2.3) A dissecção
- Lagostas (Procamarus clarkii), medindo 60-10 cm de comprimento do corpo deve ser já colocados no gelo para anestesiar o animal antes da dissecação começa.
- Segure o lagostim anestesiados por trás as garras com uma mão. Rapidamente, corte da tomada de olho no meio da cabeça de ambos os lados, e depois decapitar o lagostim (Nota: o sangue da preparação será pegajoso quando seca, então lave as ferramentas quando concluída).
Figura 3: Decapitação de crustáceo - Uma vez que o crustáceo é decapitado, corte entre o tórax eo abdome (cauda) no lado ventral. Deve ser fácil para separar o abdômen do tórax. Nota: se o crustáceo é do sexo masculino, corte o stylets (masculino partes reprodutivas) fora antes de separar o abdômen e tórax. (Mostrado abaixo na Figura 4A).
Figura 4: Isolamento do abdômen- Coloque uma lâmina da tesoura dentro do abdômen, e com as pontas tesoura apontador para longe de preparação, corte ao longo da borda lateral. Repita no lado oposto.
Figura 5: dissecção Longitudinal do abdômen - Pegue a extremidade traseira da pinça (# 3) e empurre os músculos e trato GI longe do lado dorsal da preparação. Cuidado para não empurrar para baixo sobre os músculos.
- Atravessam (lateral a lateral) a última costela para remover o lado ventral da cauda.
Figura 6: Remoção de parte ventral do abdômen - Emerge a preparação nos lagostins salina (solução de uma versão modificada de Van Harreveld).
- Olhando para a preparação ao microscópio, o músculo extensor profundo medial (DEM) podem ser localizados por suas fibras torcidas em uma hélice, e os músculos profundos extensor lateral, com fibras linear podem ser distinguidos (ver figuras Apêndice 1 e 2). Colocar dois pinos na região médio sagital na parte distal do abdômen entre os músculos DEM na primeira e segunda costelas (Figura 7).
Figura 7: Garantir a preparação para a gravação do nervo que contém o nervo sensorial MRO. - Os feixes nervosos que será utilizado para gravar a partir de correr ao longo da borda lateral próxima à cutícula (Figura 7). (Pode ser necessário para soprar sobre a preparação ou queda de solução salina no banho usando um conta-gotas para localizar o nervo por seu movimento)
Nota:
Cada segmento abdominal tem dois conjuntos de operações principais de refinanciamento de forma rápida e lenta adaptação à hemisegments direita e esquerda. Os feixes nervosos associados correr ao longo da borda lateral próxima à cutícula. Este é o feixe de nervos que uma será a gravação. Uma pessoa não será capaz de ver a OPR, porque eles estão localizados sob a DEL1 músculos e 2 (Figuras 1 e Apêndice 2). Figura 8 fornece uma visão geral das dissecções a ser feita, a fim de isolar o abdômen.
Figura 8: Visão geral da dissecção para isolar abdômen. A, B e C são a série de etapas na dissecção de lagostim.
3) RESULTADOS
Gravação 3,1)
Generalizada respostas obtidas a partir da lenta e rápida adaptação OPR durante o alongamento e manutenção de um trecho estão representados na Figura 9. Neste exercício será uma gravação de ambas as operações principais de refinanciamento junto como seus axônios estão contidos no pacote mesmo nervo.
Figura 9: A lagosta tem dois tipos de neurônios do MRO. O fásica, que são inervadas por axônios rápido motor, ea tônica que são inervadas por axônios motores lentos. (A) Quando um receptor é estimulado tônica que se adapta lentamente ao estímulo e continua um padrão de disparo contínuo de potenciais de ação. (B) Quando um receptor é estimulado fásico adapta-lo rapidamente ao estímulo e é acionado somente um padrão curto de potenciais de ação.
O nervo todo, que contém os neurônios motores e sensoriais é gravado a partir de (Figura 10). No entanto, um só irá detectar os neurônios sensoriais como o acionamento do motor foi cortado do cordão nervoso ventral do animal.
Figura 10: O feixe de nervos para ser sugado para dentro do eletrodo de registro. (A) O nervo livre é mostrado flutuando sobre o abdome dissecado. (B) descreve o feixe nervoso eo fechamento de plástico eletrodo de sucção pelo nervo. (C) O nervo segmentar é puxado para o eletrodo de sucção, que é descrito em azul.
Um já está pronto para gravar as respostas elétricas do OPR.
- Coloque a preparação no âmbito de dissecação e preparar o set de gravação para cima.
- Eletricamente chão da banheira, colocando um fio terra cloreto de prata-na banheira e outra extremidade a um terreno comum. Nota: Às vezes isso pode causar ruído elétrico durante a gravação. Se isso acontecer não aterrar o banho.
- Usar o microscópio para encontrar a coragem de ser gravado
Nota: Olhe para o segmento com o nervo mais acessível. O nervo é branco, e pode ser visto usando a pipeta para pulverizar salinas ao redor do nervo ou levemente soprando sobre a preparação. Isso faz com que o nervo para se mover e torna mais fácil de identificar. - Agora que o nervo foi identificado colocar o eletrodo de sucção do micromanipulador diretamente sobre o nervo (Figura 10).
- Gentilmente puxe a seringa para desenhar o nervo para o eletrodo (pode-se ver o nervo que está sendo sugado para dentro do eletrodo com o uso do microscópio).
- Pressione o botão iniciar em Labscope7.
- Usando a pinça suavemente move a cauda do crustáceo cima e para baixo de 180-45 e 90 ângulos. Observe a diferença nas gravações em cada ângulo diferente. (Quando mudando a posição dos ângulos certifique-se observar o ângulo muda com a atividade neuronal relevantes na tela. Isto pode ser feito estar usando o marcador de comentário no software.)
- Gravar os movimentos de resposta a vários movimentos estáticos na tabela abaixo.
- Segure a cauda lagostas em 45 º por quinze segundos.
- Empurre parar na tela LabChart7. Registrar o número de potenciais de ação que ocorreu durante o último segundo gravado.
- Segure a cauda lagostas em 45 ° por um minuto.
- Empurre parar na tela LabChart7. Registrar o número de potenciais de ação que ocorreu durante o último segundo gravado.
Gráfico 1:
| Ângulo (°) | # De potenciais de ação em 1 segundo após 3 segundos | # De potenciais de ação em 1 segundo após 10 segundos |
| 180 ° (flat) | ||
| 45 ° | ||
| 90 ° | ||
Perguntas para pensar durante a realização desses experimentos são: Existe um padrão consistente de resposta e para a extensão e os movimentos de flexão da articulação? Que tipo de respostas são evocados por pinagem ou segurar o telson em várias posições fixas? É que a resposta consistente quando repetida?
Faça anotações cuidadosas dos tipos de respostas observadas. Assim que estiver satisfeito com suas observações, fazer um registro permanente desta atividade, salvando os arquivos de dados. Uma vez satisfeito com as observações que você fez no segmento 3, passar para gravações mais longe nervos em segmentos de 4 ou 5 ou do outro lado do segmento de 3 a observar a atividade.
Pode-se desejar determinar se neuromoduladores (octopamina, serotonina e proctolin) ou outros compostos ou um composição alterada na natureza iônica da solução salina produz respostas variaram entre os obtidos no soro fisiológico definido.
Coloração 3,2) com azul de metileno
Pode-se ser capaz de dissecar o músculo (ver anexo) para ver a OPR com uma técnica de coloração. Leve a preparação e despeje a solução salina para fora lagostim. Coloque cerca de 5 mL de solução de azul de metileno na preparação e rode suavemente o prato por alguns minutos. Em seguida, despeje o excesso de azul de metileno no recipiente e despeje soro fresco para a preparação. Agora coloque o prato sob o microscópio para começar a dissecar o músculo para ver a OPR. Cortar o segmento ao longo da costela (lateral a médio sagital), colocando uma parte da tesoura sob o músculo e puxar para cima como você corte ao longo do músculo. Uma vez que o DEL 1 e 2 músculos são cortadas, em seguida, descasque as costas muscular e uma fina camada de músculo (SEM) devem ser observados. As OPR são as duas últimas fibras medial paralelo ao músculo hélice (figura 11).
"Alt =" Figura 11 "/>
Figura 11: O esquema de um segmento abdominal ilustra os grupos musculares (A) e uma preparação corados com azul de metileno (B) ajuda a delinear os grupos musculares em uma preparação intacta. A área delineada em A é mostrado em B com uma visão alargada. No B, o DEL1 e 2 grupos musculares não são cortados, como mostrado na metade inferior do esquema, conforme mostrado em A.
Para os exercícios de um aluno pode desejar que os alunos responder às seguintes perguntas:
- O que é um receptor interoceptivos?
- Como se relacionam com receptores interoceptivos proprioceptores?
- Explique adaptação sensorial e como ele pode relacionar com este laboratório.
- O que é fracionamento de gama? O que é permitir que o CNS para fazer?
- É o neurônio que você gravou um neurônio tipo fásica ou tônica? Por quê?
(Dica: O que você postular a atividade do neurônio motor seria semelhante em relação à atividade dos neurônios sensoriais dentro de um animal intacto) - Em uma folha de papel separada desenhar um gráfico do ângulo da cauda lagostas versus a freqüência de AP.
- Explicar qualquer tendência que você pode observar no gráfico
Discussion
Os detalhes fornecidos no filme e texto associados deram passos fundamentais para suficientemente registrar a atividade no MRO do crustáceo in situ. Um dos objetivos do nosso relatório é aumentar a consciência do potencial de elaboração no aluno executar laboratórios de investigação para ensinar conceitos fundamentais na fisiologia sensorial. Os preparativos são muito robustas da viabilidade ao ser banhado em uma solução salina mínimo.
O controle motor dos músculos MRO foi identificado, mas a regulação da transmissão e do potencial de plasticidade sináptica, bem como a eficácia da transmissão para os neurônios excitatórios e inibitórios continua a ser um espaço aberto para a investigação (Elekes e Florey, 1987a, b; Florey e Florey, 1955; Kuffler, 1954; Kuffler e Eyzaguirre, 1955).
Esta preparação pode ser usado para investigar uma série de condições experimentais, bem como a área natural de locomoção dentro do animal para melhor compreender a biologia do MRO para pesquisa primária, bem como fins de demonstração. As propriedades biofísicas destes neurônios sensoriais foi em parte abordado em sua natureza de adaptação na atividade neural com um estímulo mantido (Brown et al, 1978; Edwards et al, 1981;. Purali, 1997; Rydqvist e Purali, 1991; Rydqvist e Swerup, 1991). No entanto, apenas um endereço de neuromodulação alguns relatórios sobre esses receptores sensoriais e fibras musculares associados (Cooper et al, 2003;. Pasztor e Macmillan, 1990). Os relatórios de lidar com apenas alguns dos muitos compostos que são conhecidos para estar presente na hemolinfa. Moduladores muitos e cocktails de moduladores ainda precisam ser examinados no complexo MRO (músculos e neurônios). Pasztor e Macmillan (1990) fez examinar os neuromoduladores 5-HT e octopamine sobre a actividade da OPR entre várias espécies de crustáceos e observou que existem diferenças de espécies. Eles não examinar em detalhe as influências de longo prazo desses neuromoduladores nem os efeitos sobre a atividade em diferentes posições estáticas da MRO.
Este tipo de preparação pode ajudar na compreensão da base da percepção sensorial e regulação do processamento neural que é importante na reabilitação e gestão da doença para seres humanos com anormalidades unidade motora (Patel et al, 2009;. Rabin et al, 2009;. Marino et al ., 2010). Os vários tipos de entrada e padrões de disparo para monitorar movimentos articulares na acessíveis preparações invertebrados podem ser usados em robótica / prótese (Macmillan e Patullo, 2001). Há ainda muitas perguntas à espera de respostas nesta preparação que pode ser benéfica em um número de maneiras.
Disclosures
Não há conflitos de interesse declarados.
Acknowledgments
Apoiada pela Universidade de Kentucky, Departamento de Biologia, Instituto de Estudos de Graduação e Faculdade de Artes e Ciências.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| PowerLab 26T |  ADInstruments |
||
| LabChart 7 | ADI Instruments, Colorado Springs, CO, USA |
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