Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Biology

Моделирование биологических мембранах с плат и измерения электрических сигналов в Аксоны: Упражнения студенческой лаборатории

Published: January 18, 2011 doi: 10.3791/2325

Summary

Это демонстрация того, как биологические мембраны могут быть поняты с помощью электрических моделей. Мы также продемонстрировать процедуры регистрации потенциалов действия от брюшной нервной цепочки из раков для студентов ориентированы лабораторий.

Abstract

Это демонстрация того, как электрические модели могут быть использованы для характеристики биологических мембран. Это упражнение также вводит биофизических терминологии, используемой в электрофизиологии. Такое же оборудование, используемые в мембранных моделей, как на живых препаратах. Некоторые свойства изолированного шнура нерва исследуются: нервные потенциалы действия, набор нейронов, и отзывчивость нерв шнур к факторам окружающей среды.

Discussion

Наша цель в режиме он-лайн видео-презентации и данной статьи является показать, что биофизические свойства клеток можно, в частности, быть смоделирована как электрических цепей. Кроме того, с живой нервной ткани, который относительно легко получить, основополагающие принципы скорости проведения, рефрактерных периодов и электрофизиологических методов записи возможны для студентов лаборатории студент со скромными инвестициями оборудования. Темы и основные парадигмы представлены может быть легко модифицирована для потребностей различных курсах.

Техническое обслуживание раков и их изобилие делает их привлекательными моделями для студентов управляемых экспериментов. Ракообразных вентральной нервные стволы, как правило, надежные и сохранять физиологическую целостность в минимальные физиологический раствор в течение часа, что достаточно для 3 часов студент лаборатории.

Учитывая, что некоторые из больших аксонов в VNC из раков подключены через щелевые контакты, дополнительные эксперименты на их вклад может быть проведен, а также различные свойства, чем в стандартной лягушки седалищный нерв подготовки может быть доказана. Седалищного нерва является классической моделью для решения соединения потенциалов действия и проводимости свойствами. Это могло бы даже быть интересным сравнительный эксперимент для студентов, чтобы сравнить свойства проводимости, аксон найма, и тугоплавких периоды между этими двумя препаратами.

Disclosures

Нет конфликта интересов объявлены.

Acknowledgments

Эти эксперименты были изменены из лаборатории руководство, которое было использовано в курсе, организованная доктором HL Этвуд, на кафедре зоологии Университета Торонто. Упражнения были также использованы и модифицированы от руководства, которое было произведено для "6-й ИНТЕНСИВНЫЙ СЕМИНАР ПО ОСНОВНЫМ МОИМ Neuroscience" и был проведен в Корейский университет, Сеул, Южная Корея в 1993 году (Cooper и соавт., 1993). Текущие изменения должны были использовать оборудование общего и по сей день студента направлены лабораторий в различных университетах. Поддержке Университета Кентукки, биологический факультет, Управление бакалавриата и колледж искусств и наук.

Materials

Circuit board

  1. Electronics listed below for the breadboard experiments can be obtained at an local electronics store such as Radio Shack.
  2. Bread board, resistors, capacitors, batteries and wires that can serve as junctions for the breadboard as outlined in the experiments.
  3. A common voltmeter (Wavetek Meterman voltmeter)
  4. A/D board for on line recording to a computer. Electrical signals are recorded on line to a PowerLab/4s interface (ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA). We use standard software from ADInstruments named Chart or Scope.

Physiology experiments

  1. Crayfish (Procambarus clarkii). Atchafalaya Biological Supply Co., Raceland, LA., USA.
  2. Standard crayfish saline: Modified from Van Harreveld's solution (1936). (in mM) 205 NaCl; 5.3 KCl; 13.5 CaCl22H2O; 2.45 MgCl26H2O; 5 HEPES and adjusted to pH 7.4. All saline chemicals were obtained from Sigma chemical company (St. Louis, MO).
  3. Dissection tools: Fine #5 tweezers, fine scissors, knife blade holder, #26002-20 insect pins (all obtained from Fine Science Tools (USA), Inc., 373-G Vintage Park Drive, Foster City, CA 94404-1139)
  4. A nerve chamber dish (ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA) to hold the nerve. The wires that come with the nerve chamber dish can be used to stimulate the nerve.
  5. A suction electrode is used to record the signals.
  6. The manipulator or a clamp on a ring stand will also serve as a holder for the suction electrode.
  7. Faraday Cage
  8. Dissecting Microscope
  9. High Intensity Illuminator (light source)
  10. Microscope Platform
  11. AC/DC Differential Amplifier (A-M Systems Inc. Model 3000)
  12. PowerLab 26T (AD Instruments)
  13. Extracellular amplifier (AD Instruments)
  14. LabChart 7 (ADI Instruments)
  15. Dissecting tools
  16. A ring stand and clamp to serve as a holder for the recording suction electrode

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Bennett, M. V. L., Barrio, L. C., Bargiello, T. A., Spray, D. C., Hertzberg, E., Sdez, J. C. Gap junctions: new tools, new answers, new questions. Neuron. 6, 305-320 (1991).
  2. Bernardini, G., Peracchia, C., Peracchia, L. L. Reversible effects of heptanol on gap junction structure and cell-to-cell electrical coupling. European Journal of Cell Biology. 34 (2), 307-312 (1984).
  3. A report on the, "SIXTH INTENSIVE IBRO WORKSHOP ON BASIC NEUROSCIENCE". Cooper, R. L., Chang, J. J., Ito, M. July 1993, Seoul, South Korea, , Society for Neuroscience. 116-116 (1985).
  4. Cragg, B. G., Thomas, P. K. The relationship between conduction velocity and the diameter and internodal length of peripheral nerve fibers. Journal of Physiology. 136, 606-614 (1957).
  5. Erlanger, J. G. asser, S, H., Bishop, G. H. The compound nature of the action current of nerves as disclosed by the cathode ray oscillograph. American Journal of Physiology. 70, 624-666 (1924).
  6. Furshpan, E. J., Potter, D. D. Transmission at the giant motor synapses of the crayfish. Journal of Physiology. 145 (2), 289-325 (1959).
  7. Johnston, M. F., Simon, S. A., Ramrn, F. Interaction of anesthetics with electrical synapses. Nature (Lond). 286, 498-500 (1980).
  8. Loewenstein, W. R. Permeability of membrane junctions. Annual NY Academy of Sciences. 137, 441-472 (1966).
  9. Meda, P., Bruzzone, R., Knodel, S., Orci, L. Blockage of cell-to-cell communication within pancreatic acini is associated with increased basal release of amylase. Journal of Cell Biology. 103 (2), 475-483 (1986).
  10. Peracchia, C. Increase in gap junction resistance with acidification in crayfish septate axons is closely related to changes in intracellular calcium but not hydrogen ion concentration. Journal of Membrane Biology. 113 (1), 75-92 (1990).
  11. Peracchia, C., Dulhunty, A. F. Low resistance junctions in crayfish: structural changes with functional uncoupling. Journal of Cell Biology. 70, 419-439 (1976).
  12. Peracchia, C., Bernardini, G., Peracchia, L. L. Is calmodulin involved in the regulation of gap junction permeability. Pfügers Arch. 399, 152-154 (1983).
  13. Peracchia, C., Lazrak, A., Peracchia, L. L. Molecular models of channel interaction and gating in gap junctions. Handbook of Membrane Channels. Molecular and Cellular Physiology. Peracchia, C. , Academic Press. San Diego. 361-377 (1994).
  14. Spray, D. C., Harris, A. L., Bennett, M. V. L. Gap junctional conductance is a simple and sensitive function of intracellular pH. Sciences NY. 211, 712-715 (1981).
  15. Spray, D. C., Harris, L. L., Bennett, M. V. L. Comparison of pH and Ca dependence of gap junctional conductance. Intracellular pH: Its Measurement, Regulation, and Utilization in Cellular Functions. Nuccitelli, R., Deamer, D. , Alan R. Liss. New York. 445-461 (1982).
  16. Spray, D. C., White, R., De Carvalho, C., Harris, A. L., Bennett, M. L. V. Gating of gap junction channels. Journal of Biophysics. 45, 219-230 (1984).
  17. Watanabe, A., Grundfest, H. Impulse propagation at the septal and commissural junctions of crayfish lateral giant axons. Journal of General Physiology. 45, 267-308 (1961).
  18. Wiersma, C. A. G., Hughes, G. M. On the functional anatomy of neuronal units in the abdominal cord of the crayfish, Procambarus clarkii. Journal of Comparative Neurology. 116, 209-228 (1961).

Tags

Основные протоколы выпуск 47 беспозвоночных раков моделирование студенческая лаборатория Нервные шнур
Моделирование биологических мембранах с плат и измерения электрических сигналов в Аксоны: Упражнения студенческой лаборатории
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Robinson, M. M., Martin, J. M.,More

Robinson, M. M., Martin, J. M., Atwood, H. L., Cooper, R. L. Modeling Biological Membranes with Circuit Boards and Measuring Electrical Signals in Axons: Student Laboratory Exercises. J. Vis. Exp. (47), e2325, doi:10.3791/2325 (2011).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter