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Immunology and Infection

生产的灭鼠疟疾寄生虫的遗传交叉议定书“

doi: 10.3791/2365 Published: January 3, 2011

Summary

啮齿类动物疟疾寄生虫的基因杂交进行喂养蚊子的两个基因的不同的寄生虫。克隆小鼠血液,让蚊虫叮咬感染小鼠后,重组的后代。本视频演示了如何产生遗传杂交

Abstract

在抗疟疾药物,疟疾寄生虫的致病性变异是生物和医疗的重要性。连锁图谱已经导致成功的基本在1-3啮齿类动物和人类4-6疟疾寄生虫的各种性状的基因或位点的识别。 氏疟原虫疟疾寄生虫是许多疟疾从非洲野生啮齿类动物中分离的物种之一,已经适应了在实验室中生长。该物种繁殖许多人类疟疾寄生虫的生物学特性,遗传标记,如微和扩增片段长度多态性(AFLP)标记也已开发的寄生虫 7-9 。因此,在啮齿类动物疟疾寄生虫的基因研究可以进行补充对恶性疟原虫的研究。在这里,我们展示的技术, 生产 P.遗传交叉约氏疟原虫 ,第一个率先由Drs。大卫Walliker,理查德卡特和他的同事在10爱丁堡大学。

体育的遗传杂交约氏疟原虫和其他啮齿类动物疟疾寄生虫是由一个包含了两个基因不同的克隆,在利益的表型,使蚊子感染小鼠感染后第4天的饲料不同配子体接种感染小鼠的小家鼠。小鼠血液中的男性和女性配子体的存在是微观喂奶前确认。喂奶后48小时内,在蚊子的中肠,单倍体的配子体分化为雌雄配子,施肥,并形成一个二倍体的合子(图1)。在发展成一个动合子受精卵,减数分裂发生11。如果通过基因的两个不同的寄生虫病,遗传交流(染色体重组和跨接一对同源染色体的非姐妹染色单体之间;图2)配子之间的相互交流中衍生的受精卵是可能发生的,在重组同源基因位点的遗传物质。每个受精卵经过连续两次核部门,导致4个单倍体核。一个动合子,进一步发展成一个卵囊。一旦卵囊的成熟,成千上万的孢子(跨后代)形成和释放到蚊子hemoceal。孢子是收获的唾液腺发生前红细胞和红细胞阶段发展到一个新的小鼠主机,的注入。红细胞形式的克隆和分类方面区分亲本遗传连锁映射之前的字符。个别家长克隆控制感染是在相同的方式作为一种遗传性的交叉的生产。

Protocol

无菌技术必须适用于所有材料将动物给药,以避免无意中引入到小鼠体内,可以混淆实验结果外源性感染制剂。

1。血液阶段的疟疾寄生虫感染的实验室小鼠

  1. 在室温下解冻,需要跨越两个小瓶冷冻血液阶段疟疾寄生虫。在这个例子中,两个鼠疟原虫株氏疟原虫约氏疟原虫氏疟原虫nigeriensis。
  2. 配合一个22-30号(G)的针头注射器,并绘制了400μL无菌,医药级PBS液(pH 7.4)。
  3. 使用同一注射器,吸取100μL解冻受感染的血液;倒置注射器和内容,直到均匀混合。 (可选:可以使用吸管转移到一个PBS和感染者的血液收集管前转移到一个注射器)。
  4. 注入200μL含有寄生虫,直接进入腹膜鼠标解决方案。当完成后,丢弃在一个锐器斌的注射器。 (见维修实验室老鼠的补充材料)。在一般情况下,标准尺寸的接种之间100-500μL,在原有的冷冻材料寄生虫感染水平而定。
  5. 注入的两个寄生虫两只老鼠越过株。小鼠将成为积极的微观注射后3至5天。当parasitemias达到1-5%之间,继续下一步。

2。混合克隆小鼠感染

  1. 混合克隆感染之前,收集从两个捐助者与Giemsa染色薄血涂片镜检(图3)不同的疟原虫株感染小鼠尾血,红血细胞密度的测量(见补充材料的详细程序) 。
  2. 计算了生理盐水(1.5%W / V二水枸橼酸三,0.85%W / V氯化钠),并须出示接种混合物的小鼠血液量,获得早期使用的原虫和红血细胞密度测量。
  3. 调整到最后一百万受感染的红细胞每100μL浓度的寄生虫解决方案。
  4. 从两个捐助者以1:1的比例合并感染者的血液,获得混合克隆接种。当父母的两个克隆增长速度的不同,一个调整的比例增长较快的父母到父母克隆一个增长较慢的1:2或1:5。
  5. 每个被感染的小鼠的腹膜注入100μL混合样品。 (见步骤3.9,以确定被注入小鼠)
  6. 使用这种方法,每个单身父母株感染两只老鼠。单克隆的感染将使两个亲株的成功传输的决心。

3。喂食蚊子

  1. 准备三个笼子里含有300-500成人(男性和女性)按蚊蚊子每5-7天,年龄从蛹后出现。扣除安全由塑料或金属盖的容器都覆盖着。两个笼子饲养父母克隆;第三笼是一种遗传交叉的准备。
  2. 开始克隆混合感染后4天,准备从被感染的小鼠的姬姆萨染色的薄血尾巴涂片检查。
  3. 检查涂片在显微镜下,在1000倍的放大倍率扫描至少50微观领域,并确定是否存在男性和女性配子体。
  4. 由于大液泡和大颗粒的存在(图3),男性和女性配子体可识别。 ,男性和女性配子体有粉色和蓝色的细胞质中,分别。如果配子体存在,请按照下列步骤3.6。
  5. 如果配子体均缺席,保持日常监测,直到它们出现。如果配子体存在,继续以下步骤。
  6. 注入50μL含有33毫克/毫升氯胺酮和3毫克/毫升的甲苯噻嗪鼠标麻醉每个感染小鼠(每20克鼠标体重)的腹膜的麻醉药物鸡尾酒。最终剂量的氯胺酮和甲苯噻嗪,分别为82.5和7.5毫克/公斤。
  7. 将小鼠正面朝下放在含有成年按蚊的蚊子已饿死的食糖供给24小时,让蚊子喂30分钟无间断的笼子的顶部。
  8. 标准条件下保持之间保持温度是24-26 ° C,还可以看到维护实验室蚊子的补充方法insectary蚊子。
  9. 每50-100雌性蚊子感染小鼠。立即安乐死颈椎脱位后喂养的老鼠,而老鼠仍然是在麻醉状态下。

4。解剖蚊MidgUTS和计数卵囊

  1. 9天的喂养后,蚊子将研究昆虫的中肠卵囊。单克隆感染小鼠的饲料,表明两个亲株配子体在蚊子的卵囊存在传染性。
  2. 解剖一只蚊子的中肠,使用吸引器连接到一个小容器,以收集从笼子里受感染的蚊子5至10。
  3. 使用CO 2气体,麻醉的蚊子,并转移到玻璃培养皿中,他们在冰上。独立和丢弃雄性蚊子。触角的男性与女性相比,明显bushier。
  4. 用PBS填写两个注射器和26计半英寸(G ½)针配合。存款约100μL的PBS从注射器到载玻片。
  5. 转嫁的PBS下降5至10麻醉雌性蚊子,并将其放置在解剖显微镜幻灯片。
  6. 使用相同的针,删除每个蚊子的翅膀和腿,然后,在昆虫的胸部和后腹部,拉除了身体,直到肠,一个白色的囊样的身体,被释放。分离的肠和丢弃身体的其余部分。
  7. 如果是干的幻灯片,添加更多的PBS中肠。中肠会变质,如果让干。放置一个盖在肠滑。
  8. 检查下一个在100倍放大倍率的光学显微镜下中肠。计数每肠卵囊的数量(图3)。卵囊厚壁的圆形结构,外表面的肠谎言识别。
  9. 完成后,处理的注射器,针头,和锐器斌在一个幻灯片。
  10. 如果卵囊在肠缺席,饲料蚊子较多的配子体感染小鼠,并给予较长的哺乳时间。温度是这一步的关键。确保设置的温度是在24日至26 ° C。

5。收集离心蚊虫孢子

  1. 孢子收集管准备如下:削减一个干净的0.5 mL离心管的盖子,并拳打在使用一个火烧19 G针管底部的一个孔(直径0.1-0.2毫米)。
  2. 填充玻璃棉管的1 / 3。过滤管插入1.5 - 2ml收集管(一管就足够了〜100蚊子收获孢子)
  3. 在后17天喂养,从笼子里收集到一个小容器使用一个抽吸的蚊子(步骤4)。
  4. 使用CO 2气体麻醉蚊子。
  5. 独立女性的雄蚊。将麻醉雌性蚊子从容器玻璃的Petri冰盘。
  6. 准备用26克充满针头,用PBS两个注射器。存款约100μL的PBS从注射器到载玻片。
  7. 转移到载玻片的蚊子。在解剖显微镜下取出蚊子的头部,翅膀,腿和腹部。
  8. 用细尖镊子转移到0.5 mL的PBS中的1.5 ml匀浆器(研钵)thoraxes。商店冰thoraxes(孢子仍然为2-3小时感染)。
  9. 均质冰thoraxes从唾液腺释放孢子体(见图3),并转移到填充玻璃棉使用玻璃吸管(步骤5.1-5.2)管的细胞裂解液(匀浆)。
  10. 离心机在1000转速在室温为10至20秒。
  11. 收集的流量通过(纯化的孢子悬浮液)使用与22-30 G针注射器。 (可选:掉落10-50μL流通过一个微小的幻灯片上,将盖玻片和一个标准的光学显微镜,400X的放大倍率下可视化的活孢子,请参阅图3)
  12. 注入到小鼠体内(高达200,000寄生虫可以从一个单一的蚊子收获;见文献12)的孢子悬浮IP 0.1-0.5毫升。在一个成功的案例,将成为72小时注射后感染的动物。

6。用有限稀释克隆后代

  1. 孢子注射后73个小时,收集从两个捐助者与薄血涂片,姬姆萨染色后镜检和红血细胞密度的测量不同的疟原虫株(见补充材料的详细程序)感染小鼠尾血。
  2. 选择一个鼠标,显示0.1至1%,原虫,其受感染的血红细胞中含有克隆过程的捐助者多为单发的寄生虫。重复步骤6.1接下来的日子里,如果老鼠微观负​​。 14天之内,如果动物不感染,重复步骤2至5,确定的孢子在步骤5.11)。
  3. 收获的尾巴血液稀释1:1小牛血清和哺乳动物的林格氏液(氯化钾2.7毫米,1.8毫米氯化钙,154毫米氯化钠)在寒冷的解决方案,从而达到一个反面0.6对中,每100μL1感染的红血细胞,并储存在冰接种。在这种方式下,个别鼠标应该会收到一个或零寄生虫。
  4. 静脉注射注入100μL稀释50至100只老鼠,每年感染者的血液。
  5. 五到七天后,屏幕上的小鼠研究姬姆萨染色薄血涂片血阶段寄生虫。在一个成功的实验中,有20-50%的老鼠受到感染,将显示在感染后第8天原虫0.1-5.0%。

7。利用遗传标记后代的表征

  1. 收集在1.5毫升的离心管中,含有0.2毫升冷冻的生理柠檬酸盐溶液,旋涡简要,并在3000 rpm到颗粒的血细胞在室温下3分钟离心的20%到40μL鼠尾血。立即提取DNA,或保持在-80 ° C。颗粒
  2. 准备使用任何标准的DNA提取方法的寄生虫的DNA。迅速隔离的DNA,使用一个高的纯PCR模板制备试剂盒(罗氏应用生物科学)。
  3. 重组后代确定后,利用微卫星(MS)或不同的染色体上,可以区分两个父母的遗传交叉菌株的单核苷酸多态性(SNP)基因分型。一个简化的方法,使用荧光标记的引物的质谱基因分的体育单可以使用约氏疟原虫 (见文献8,9)。

8。血液阶段的疟疾寄生虫的冷冻保存

  1. 收集从5-20%5-10毫升原虫麻醉小鼠心脏穿刺的感染者的血液0.5-1毫升生理盐水溶液冷冻。
  2. 在室温下在2000 RPM离心5分钟。弃上清。
  3. 添加到血颗粒落明智的Glycerolyte 57解决方案的2倍量(Fenwal实验室),拌匀。
  4. 将暂停cryotubes(0.2-0.5毫升每管)。
  5. 商店,在-80℃(长达1个月)或液氮冻存的血液。

9。代表性的成果:

在一个成功的实验,克隆线的5-10%将独立重组的后代。

图1
图1。一个生命周期,在一个遗传交叉基因重组事件的示意图。在发展早期阶段的蚊子进行基因重组事件。继“单倍体”的男性和女性不同的遗传背景,在蚊子的中肠配子受精,“二倍体”受精卵的形成。受精卵构成寄生虫的生命周期只有二倍体阶段;减数分裂如下受精12小时内,蚊子和哺乳动物中的所有后续阶段仍然单倍体。产生的受精卵发育成ookinetes和卵囊。每个卵囊的生长和有丝分裂产生成千上万的孢子,这是蚊子“hemoceal发布。唾液腺迁移到这些孢子是传染给哺乳动物的主机,肝脏和红细胞阶段的发展发生的位置。一些寄生虫的红血细胞周期的过程中,可以分化成成熟的男性和女性配子体。寄生虫的生命周期完成时,这些配子体是由另一蚊子,延续传输。

图2
图2。疟疾寄生虫和生产重组后代的核基因的继承。可以通过染色体重组或交叉事件产生的基因重组。生产相同的父母克隆1或2(A和D),分别配子之间自交纯合后代。二)由两个不同的家长的克隆,重组细胞核(蓝色椭圆形)仅由染色体重组形成的配子之间的相互交流产生的杂合后代。三)从两个不同父克隆,重组核同源染色体的非姐妹染色单体之间的交叉形成红色椭圆形配子之间的相互交流产生的杂合子后代。

图3
图3。啮齿动物疟原虫约氏疟原虫的形态。成熟的雄性配子体一)环滋养体阶段,二),C),裂殖体,D)的裂殖子,E)不成熟的雄性配子体,F)的,G)的未成熟的雌性配子体,高)的成熟女性配子体,我)第10天,后肠卵囊喂养(用箭头表示的成熟卵囊; 200X的放大倍率),J)的蚊子的唾液腺(100倍的放大倍率),K)的孢子(400倍的放大倍率)。

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Discussion

我们展示的技术,生产的灭鼠疟疾氏疟原虫,这也适用于其他啮齿类动物malarias的遗传杂交生产中的遗传交叉。单身父母克隆小鼠的感染通常以确定父母寄生虫的成功传输,以确保父母在生产前进行跨功能的配子主管。

成功传输通过蚊子是由多种因素,包括温度insectary,用于灭鼠疟疾寄生虫的种类,和血阶段寄生虫的剂量​​(接种量)的影响。虽然体育疟原虫的传播通常达到19-21 ° C 13,P的传输约氏疟原虫和体育chabaudi进行例行在23-25 ​​° C 14。 Ookinetes的P.疟原虫未能发展成卵囊,在温度低于16 ° C或更高的超过24 ° C 15 。除了温度,接种量的大小可以影响血液中疟原虫的繁殖率。虽然一个大的接种量(5 × 10 6 iRBC或以上)的注射,将产生更高原虫感染的早期阶段,它并不一定会导致更大的数字配子体或更高的传染性蚊子。加兹比和其他人(2009年)16表明,P. chabaudi阿达米配子体是目前从3天到第20天(13天峰)在1 × 10 6 iRBC血液后感染,但感染后第6天唯一一天后,蚊子被感染。此外,管理一个大的接种量的快速增长和致命的寄生虫,如克隆N67(nigeriensis),17XL和ym P.约氏疟原虫, 克隆体育安卡株疟原虫 ,P. chabaudi阿达米克隆局副局长,结果往往是严重的贫血和小鼠的病理,从而导致的小鼠体温明显下降。因此,小鼠成为感染蚊子少(未发表意见)。不过已进行了一个标准的接种量(10 6 iRBC),啮齿类动物疟疾寄生虫传播。人们已经发现,P. 疟原虫P.约氏疟原虫蚊子是传播至5天3阶段诱导小鼠17的血后感染,而P. chabaudi chabaudi和P. chabaudi阿达米只传染给蚊子阶段引起的血液感染小鼠16,18后第6天。

重组后代生产的影响因素,包括两个父母在小鼠品系配子体的比例。从理论上讲,重组后代的最大生产发生时父母克隆男女配子体在同等数量和自体受精和交叉受精发生在相同的频率。在这种情况下,所产生的受精卵的一半将是混合动力车,其余的将包括比例相等的两个亲本的克隆线。重组子代克隆的生产将大大减少时,配子体的比例是偏向一个家长的克隆,导致不相称的自体受精。此外,寄生虫往往有不同的增长率,并可能有不同的能力,在产生配子体16, 19。因此,它是必要的,以优化在父母的寄生虫的蚊子喂养的老鼠注射的混合比例。

克隆蚊子喂养后的血液寄生虫的时间也是一个重要的考虑因素。最好是到原虫之间的0.1-1.0%(血液中的太多的复制周期之前),以避免克隆复制克隆时,克隆后代的遗传交叉。快速或缓慢增长的寄生虫可能会大量在一定时间内,与具有相同表型的克隆和克隆快速或缓慢增长的寄生虫的高峰将结束。

总之,执行使用灭鼠疟疾寄生虫的基因十字架是相对容易,比执行的人类疟疾寄生虫 P.遗传交叉便宜得多恶性疟原虫 ,这需要一个非人灵长类动物感染。重组的遗传杂交后代的遗传连锁图谱的建设和疟疾的重要特征,包括寄生虫的发展,耐药性和毒力的映射是非常有用的工具。

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Disclosures

因为作者是政府雇员,这是一个政府工作,工作是在美国的公共领域。尽管有任何其他的协议,美国国立卫生研究院提供的工作PubMedCentral,展示和使用公共有权,并PubMedCentral可能标记或修改其习惯做法的工作保持一致。您可以建立的美国主题之外的政府使用许可权。

Acknowledgments

我们感谢批判性阅读的手稿,罗宾博士兰迪埃尔金Kastenmayer,特德托里,丹帕Tovi雷曼。这项工作是由院内研究司院内研究计划,国家过敏和传染病,美国国立卫生研究院研究所,由中国国家973基础研究项目,#2007CB513103支持。我们感谢援助NIAID的壁间编辑布伦达李博马歇尔。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Glyerolyte 57 solution Cenmed 4A7833
Mouse Mus musculus Charles River Laboratories Female, inbred, strain Balb/C
Heat-inactivated calf serum Invitrogen 26010-066
Phosphate buffered saline (PBS) solution Invitrogen 10010-072 pH 7.4; Cell Culture grade
Malaria parasite Plasmodium y–lii y–lii 17XNL(1.1) MR4 MRA-593 deposited by DJ Carucci
Malaria parasite Plasmodium y–lii nigeriensis N67 MR4 MRA-427 deposited by W Peters, BL Robinson, R Killick Kendrick
Mosquito Anopheles stephensi MR4 MRA-128 deposited by MQ Benedict
Cellometer automatic cell counter Nexcelom Bioscience Cellometer Auto T4
Cellometer CP2 disposable hemacytometer Nexcelom Bioscience Cellometer CP2
High Pure PCR template preparation kit Roche Group 11 796 828 001
Calcium chloride Sigma-Aldrich C5670 Cell culture tested; insect cell culture tested
Giemsa stain, modified Sigma-Aldrich GS500
Ketamine hydrochloride Fort Dodge Animal Health NDC 0856-2013-01 Pharmaceutical grade; concentration to 100 mg/mL
Potassium chloride Sigma-Aldrich P5405 Cell culture tested; insect cell culture tested
Sodium chloride Sigma-Aldrich S5886 Cell culture tested; insect cell culture tested
Trisodium citrate dihydrate Sigma-Aldrich S4641
Xylazine Akorn Inc 4811-20ml Pharmaceutical grade; concentration to 20 mg/mL
Glass wool VWR international 32848-003
Glass capillary (1 μL) VWR international 53440-001
Hemocytometer VWR international 15170-168 Complete chamber set
Homogenizer VWR international KT749520-0090 Pestle with matching tube, 1.5 mL

SUPPLEMENTARY MATERIALS:

  • Maintenance of laboratory mice
  • Maintenance of laboratory mosquit–s
  • Microscopic examination of thin blood smears stained with Giemsa stain
  • Measurement of red blood cell density

Maintenance of laboratory mice

Females of inbred laboratory mouse strain BALB/c, aged 5 to 8 weeks old, are used in the study. Mice are housed in a standard solid-bottom polycarbonate cage with wire-bar lid, equipped with feeder and a water bottle. Mice are maintained at a constant temperature (25 ± 1°C) on 12:12 hour light:dark cycle. Mice are allowed to feed on 2018S Harlan Teklad Global 19% protein extruded rodent diet (sterilizable; from Harlan-Teklad) and supplied with acidified drinking water ad libitum. Experiments on animals are performed in accordance with the guidelines and regulations set forth by the Animal Care and Use Committee at the National Institute of Allergy and Infectious Disease under protocol LMVR11E (National Institutes of Health, Bethesda, Maryland).

Maintenance of laboratory mosquit–s

Mosquit–s are from a laboratory-bred colony of Anopheles stephensi. The adults are maintained in nylon cages kept in a temperature- and humidity-controlled room (23 to 25°C for Plasmodium y–lii and Plasmodium chabaudi, and 19 to 21°C for Plasmodium berghei; 80 to 95% humidity; on 12:12 hours light:dark cycle). Adult mosquit–s are fed with 10% glucose and 2.00% para-aminobenzoic acid (PABA) supplemented water solution. To obtain high-quality adults, 500 larvae are grown in a low-density condition in 1 L of distilled water in a 1,000-cm3 open dish supplied with approximately 1 mg of sodium bicarbonate. After hatching, the larvae are given tetramin powder (PETCO) until they develop into the pupa stage and are transferred to the adult mosquito cages for emerging.

Microscopic examination of thin blood smears stained with Giemsa stain

Using clean scissors snip off the tip (1.0 mm) of the infected mouse’s tail. Place one drop (0.5-1.0 μL) of tail blood onto a clean specimen slide. Mouse will stop bleeding in 1-2 min. Place a clean spreader slide on top of the blood drop, maintaining it at a 45° angle relative to the specimen slide, and allow the blood to adsorb to the entire width of the spreader. Hold the specimen slide and push forward the spreader slide rapidly and smoothly to produce a thin smear. Let the blood film dry, and then immerse the slides in absolute methanol. Allow the slide to air dry once more before covering it with Giemsa stain (10% Giemsa dye in distilled water). After incubating the thin blood films for 10-15 min at room temperature, carefully rinse the slides with tap water and let it air dry. Examine the number of infected red blood cells (iRBC; see Figure 3 for morphology of infected RBC) under a light microscope with immersion oil at 1000x magnification (with 100x objective lens) and calculate parasitemia (the number of iRBC per 100 RBC counted). Different strains of malaria parasites vary in growth rate and pathogenicity. Monitoring of blood stage parasitaemias can be performed 24hrs after injections, depending on the dose of the blood stage malaria parasites. For example, mice will be microscopically positive 24 hrs when injected with 107 infected RBC intraperitoneally or 106 infected RBC intravenously.

Measurement of red blood cell density

Like the levels of parasitaemias, red blood cell (RBC) density in infected mice varies throughout the course of infection. RBC density should be measured within 1-2 hrs before the start of the single- and mixed-clone infection and the cloning experiments. There are two methods for measurement of RBC density: a manual counting using Neubauer hemocytometer and an automatic counting using a Cellometer (Nexcelom Bioscience). In both methods, withdraw 1 μL of mouse tail blood using a glass capillary (VWR) and dilute in 10 mL of PBS and mix well. To use a Neubauer hemocytometer, load 20 μL of the suspension onto the hemacytometer. Place the hemacytometer on a light microscope with 10x objective lens. The hemacytometer contains a grid divided into 9 large squares, and 4 large squares at the corner are further divided into 16 small squares. Count the total number of cells in each of the 16 small squares in the four corner squares. To avoid counting bias or counting cells that overlap a grid line, count a cell as "in" if it overlaps the top or right lines and "out" if it overlaps the bottom or left lines. Estimate the number of cells per one small square and divide by 0.00625 (the volume of one small square is 6.25 nL). This yields the number of cells per microliter (μL). From this data, calculate the final red blood cell density by multiplying with 10,000 (a dilution factor). Rinse the cover slip and counting chamber with distilled water and 70% ethanol; air dry. Alternatively, load 20 μL of the suspension onto a Cellometer counting chamber slide. Insert the slide into a Cellometer slide chamber (the reader). Start the Cellometer software, select the "red blood cell" option, and enter a dilution factor of 10,000. Record the RBC density.

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References

  1. Hayton, K., Ranford-Cartwright, L. C., Walliker, D. Sulfadoxine-pyrimethamine resistance in the rodent malaria parasite Plasmodium chabaudi. Antimicrob Agents Chemother. 46, 2482-2489 (2002).
  2. Cravo, P. V. Genetics of mefloquine resistance in the rodent malaria parasite Plasmodium chabaudi. Antimicrob Agents Chemother. 47, 709-718 (2003).
  3. Hunt, P., Cravo, P. V., Donleavy, P., Carlton, J. M., Walliker, D. Chloroquine resistance in Plasmodium chabaudi: are chloroquine-resistance transporter (crt) and multi-drug resistance (mdr1) orthologues involved? Mol Biochem Parasitol. 133, 27-35 (2004).
  4. Yuan, J. Genetic mapping of targets mediating differential chemical phenotypes in Plasmodium falciparum. Nat Chem Biol. 5, 765-771 (2009).
  5. Su, X., Kirkman, L. A., Fujioka, H., Wellems, T. E. Complex polymorphisms in an approximately 330 kDa protein are linked to chloroquine-resistant P. falciparum in Southeast Asia and Africa. Cell. 91, 593-603 (1997).
  6. Hayton, K. Erythrocyte binding protein PfRH5 polymorphisms determine species-specific pathways of Plasmodium falciparum invasion. Cell Host Microbe. 4, 40-51 (2008).
  7. Pattaradilokrat, S., Cheesman, S. J., Carter, R. Congenicity and genetic polymorphism in cloned lines derived from a single isolate of a rodent malaria parasite. Mol Biochem Parasitol. 157, 244-247 (2008).
  8. Li, J. Hundreds of microsatellites for genotyping Plasmodium yoelii parasites. Mol Biochem Parasitol. 166, 153-158 (2009).
  9. Li, J. Typing Plasmodium yoelii microsatellites using a simple and affordable fluorescent labeling method. Mol Biochem Parasitol. 155, 94-102 (2007).
  10. Walliker, D., Carter, R., Morgan, S. Genetic recombination in malaria parasites. Nature. 232, 561-562 (1971).
  11. Sinden, R. E., Hartley, R. H. Identification of the meiotic division of malarial parasites. J Protozool. 32, 742-744 (1985).
  12. Ozaki, L. S., Gwadz, R. W., Godson, G. N. Simple centrifugation method for rapid separation of sporozoites from mosquitoes. J Parasitol. 70, 831-833 (1984).
  13. Yoeli, M., Most, H., Bone, G. Plasmodium berghei: cyclical transmission by experimentally infected Anopheles quadrimachulatus. Science. 144, 1580-1581 (1964).
  14. Landau, I., Boulard, Y. Life cycles and Morphology. Academic Press. London/New York/San Franciso. (1978).
  15. Vanderbergh, J. P. Y., M, Effects of temperature on sporogonic development of Plasmodium berghei. J Parasitol. 52, 559-564 (1966).
  16. Gadsby, N., Lawrence, R., Carter, R. A study on pathogenicity and mosquito transmission success in the rodent malaria parasite Plasmodium chabaudi adami. Int J Parasitol. 39, 347-354 (2009).
  17. Pattaradilokrat, S., Culleton, R. L., Cheesman, S. J., Carter, R. G. ene encoding erythrocyte binding ligand linked to blood stage multiplication rate phenotype in Plasmodium yoelii yoelii. Proc Natl Acad Sci U S A. 106, 7161-7166 (2009).
  18. Pattaradilokrat, S., Cheesman, S. J., Carter, R. Linkage group selection: towards identifying genes controlling strain specific protective immunity in malaria. PLoS One. 2, e857-e857 (2007).
  19. Mackinnon, M. J., Read, A. F. Genetic Relationships between Parasite Virulence and Transmission in the Rodent Malaria Plasmodium chabaudi. Evolution. 53, 689-703 (1999).
生产的灭鼠疟疾寄生虫的遗传交叉议定书“
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Pattaradilokrat, S., Li, J., Su, X. Protocol for Production of a Genetic Cross of the Rodent Malaria Parasites. J. Vis. Exp. (47), e2365, doi:10.3791/2365 (2011).More

Pattaradilokrat, S., Li, J., Su, X. Protocol for Production of a Genetic Cross of the Rodent Malaria Parasites. J. Vis. Exp. (47), e2365, doi:10.3791/2365 (2011).

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