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Biology

Passagierung humaner neuraler Stammzellen

Published: August 22, 2007 doi: 10.3791/263

Summary

Die Fähigkeit, menschliche neurale Stammzellen / Vorläuferzellen (hNSPCs) in vitro zu manipulieren, um ihre Eignung als Zelltransplantaten für therapeutische Zwecke zu untersuchen und für die menschliche Entwicklung des Nervensystems zu erforschen. Dieses Protokoll stellt eine Methode zur Kultivierung und Passagierung hNSPCs in der Hoffnung, steigende Reproduzierbarkeit der Forschung mit menschlichen Stammzellen.

Abstract

Die Fähigkeit, menschliche neurale Stammzellen / Vorläuferzellen (hNSPCs) in vitro zu manipulieren bietet ein Mittel, um ihren Nutzen als Zell-Transplantationen für therapeutische Zwecke zu untersuchen sowie viele grundlegende Prozesse des menschlichen neuronalen Entwicklung und Pathologie zu erkunden. Dieses Protokoll stellt eine einfache Methode zur Kultivierung und Passagierung hNSPCs in der Hoffnung, die Standardisierung dieser Technik und die Reproduzierbarkeit erhöht der Forschung mit menschlichen Stammzellen. Die hNSPCs wir wurden von Leichen postnatalen Gehirn Kortex durch die National Human Neural Stem Cell Ressourcen isoliert und gezüchtet als adhärente Kulturen auf Flaschen mit Fibronektin (Palmer et al, 2001..; Schwartz et al, 2003) beschichtet. Wir Kultur unserer hNSPCs in DMEM: F12 serum-freien Medien mit EGF, FGF und PDGF ergänzt und Passage ihnen 01.02 etwa alle 7 Tage. Mit diesen Bedingungen halten die Mehrheit der Zellen in der Kultur eine bipolare Morphologie und auszudrücken Marker für undifferenzierte neurale Stammzellen (wie Nestin und Sox2).

Protocol

Hinweis: Für die routinemäßige Kultivierung unserer hNSPCs, ändern wir 50-100% der Medien jeden zweiten Tag und in der Regel Durchgang ihnen 01.02 einmal pro Woche. Die Kulturmedien enthält 20% BIT-9500, 1X Antibiotikum / Antimykotikum, und Wachstumsfaktoren (EGF, FGF und PDGF jeweils bei 40 ng / ml) in DMEM: F12 Basis-Medien.

Vorbereiten des Coated Flask und Dissoziation der Zellen

  1. Um neue Flaschen für die passagiert Zellen, Mantel T25-Kolben mit 10 pg / ml humanem Fibronectin in EMEM für 4 Stunden oder über Nacht in einem 37 ° C Gewebekultur-Inkubator vorzubereiten. Kurz vor Passage der Zellen, entfernen Sie die Fibronektin-Lösung und spülen Sie die Flaschen mit PBS.
  2. Übertragen Sie die alte "konditioniert" Medien aus den Zellen an die neuen Fibronektin-beschichteten Kolben (so dass die Hälfte der Endvolumen von Medien für jede Flasche die "konditioniert" Medien) passagiert werden. Diese Kultivierungsbedingungen helfen diese Zellen im undifferenzierten Zustand.
  3. Sobald alle Medien aus den Zellen zu passagiert werden entfernt ist, waschen Sie die Zellen einmal mit PBS. Achten Sie darauf, nicht austrocknen der Zellen.
  4. Add Zelldissoziation Buffer (CDB) direkt auf die Zellen (1,0-1,5 ml für eine T25 Flasche). Inkubieren Zellen in den Puffer für etwa 5 Minuten bei Raumtemperatur. Leichtes Antippen der Flasche wird zur Beschleunigung Zellablösung.

Zentrifugieren, Resuspendieren und Plating Cells

  1. Add serumhaltigem Medium (DMEM: F12 mit 10% Hitze-inaktiviertes fötales Rinderserum) (Einsatz ~ 3X das Volumen der CDB) in den Kolben mit abgelösten Zellen. Entfernen Sie die Medien und die Zellen in ein 15 ml konischen Rohr. Mit einem kleinen Volumen von frischem Serum-haltigen Medien in den Kolben gespült und wieder Residualzellen.
  2. Centrifuge die Medien und die Zellen bei 1000 rpm (~ 200xg) für 5 Minuten.
  3. Absaugen des Serum-haltigen Medien und Zellen in frischem Kulturmedium, und Abpipettieren eine homogene Zellsuspension zu machen.
  4. Übertragung der Hälfte der resuspendierten Zellen in jede neue Flasche für einen 1:2 aufgeteilt. Beachten Sie die neue Passage-Nummer auf der Flasche.

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Discussion

Wir haben festgestellt, dass dieses Protokoll zuverlässig Kulturen hNSPCs bietet. Ein kritischer Faktor für unsere Zellen ist, dass sie als ziemlich dichte Kulturen gehalten werden und kann nicht bis zu dem Punkt, dass die Zellen spärlich sind passagiert werden müssen. In unseren Händen, wachsen spärlich Kulturen nur sehr langsam oder endgültig einzustellen Division. Aus diesem Grund haben wir in der Regel aufgeteilt unseren Kulturen 1:2 oder 1:3, wenn eine Kultur ist extrem dicht. Die Beschichtung der Oberfläche einer Kulturschale mit Fibronektin ist wichtig, da es gute Zelladhäsion und Migration fördert, aber im Gegensatz Laminin, es erlaubt auch den Einsatz von Cell Dissociation Buffer (CDB), um Zellen zu lösen. Zell-Bindung an Laminin ist zu stark und erfordert den Einsatz eines proteolytischen Enzyms (zB Trypsin) für Zellablösung. Nicht-enzymatische CDB ist bevorzugt, Trypsin seit proteolytische Spaltung von Zelloberflächen-Proteine ​​zu morphologischen Veränderungen in hNSPCs im Laufe der Zeit führen kann. Außerdem hilft Kultivierung hNSCPs in konditionierten Medien halten diese Zellen im undifferenzierten Zustand.

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Acknowledgments

Die Autoren danken Dr. Philip H. Schwartz des National Human Neural Stem Cell Ressourcen an der Kinderklinik, Orange County Forschungsinstitut für die Bereitstellung hNSPCs und Einweisung in deren Kultivierung.

Materials

Name Type Company Catalog Number Comments
BIT-9500 (BSA, Insulin, Transferrin) Reagent Stem Cell Technologies 09500
Antibiotic-Antimycotic Reagent Invitrogen 15240-062
DMEM:F12 (1X) Reagent Invitrogen 11330-032
EMEM (1X) Reagent Mediatech, Inc. MT-10-010-CV Distributed by Fisher under the indicated catalog #
Fetal Bovine Serum Reagent Invitrogen 10437-028
FGF, human basic recombinant Reagent PeproTech Inc 100-18B
PDGF-AB Reagent PeproTech Inc 100-00AB
EGF, human recombinant Reagent BD Biosciences CB40052 Distributed by Fisher under the indicated catalog #
Cell Culture Flask, 25 cm2 Tool Corning 10-126-28 Distributed by Fisher under the indicated catalog #
Fibronectin, human, natural Reagent BD Biosciences CB40008A Distributed by Fisher under the indicated catalog #
Human Neural Stem/Precursor Cells Cells National Human Neural Stem Cell Resource
Cell Dissociation Buffer Reagent Invitrogen 13150-016

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References

  1. Flanagan, L. A., Rebaza, L. M., Derzic, S., Schwartz, P. H., Monuki, E. S. Regulation of human neural precursor cells by laminin and integrins. J. Neurosci. Res. 83, 845-856 (2006).
  2. Nethercott, H. N., Maxwell, H., Schwartz, P. H. Neural stem cell culture. Human Stem Cell Manual: A Laboratory Guide. Loring, J. F., Wesselschmidt, R. W., Schwartz, P. H. , Elsevier/Cell Press. (2007).
  3. Palmer, T. D., Schwartz, P. H., Taupin, P., Kaspar, B., Stein, S. A., Gage, F. H. Cell culture. Progenitor cells from human brain after death. Nature. 411, 42-43 (2001).
  4. Schwartz, P. H., Bryant, P. J., Fuja, T. J., Su, H., O'Dowd, D. K., Klassen, H. Isolation and characterization of neural progenitor cells from post-mortem human cortex. J Neurosci Res. 74, 838-851 (2003).

Tags

Grundlegende Protokolle Heft 7 Stem Cells Cell Culture Zellzählung Hämozytometer
Passagierung humaner neuraler Stammzellen
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Cite this Article

Marchenko, S., Flanagan, L.More

Marchenko, S., Flanagan, L. Passaging Human Neural Stem Cells. J. Vis. Exp. (7), e263, doi:10.3791/263 (2007).

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