Summary
Elastomerisk PGS ställningar med glatta muskelceller odlade på ett pulserande flöde bioreaktor kan leda till lovande liten diameter arteriell konstruktioner med infödda ECM produktion i ett relativt kort kultur period.
Abstract
Hjärt-kärlsjukdom är en av de ledande dödsorsaken i USA och framför allt ökar kranskärlssjukdom med en åldrande befolkning och ökande fetma 1. För närvarande bypass-operation med autologt fartyg allogent transplantat och syntetiska transplantat är kända som ett vanligen används för arteriell substitut 2. Men dessa transplantat har begränsad program när en inre diameter av artärer är mindre än 6 mm på grund av låg tillgänglighet, trombotiska komplikationer, efterlevnad mismatch, och sen intimans hyperplasi 3,4. För att övervinna dessa begränsningar har tissue engineering med framgång använts som ett lovande alternativ för att utveckla liten diameter arteriella konstruktioner som är nonthrombogenic, robust och kompatibel. Flera tidigare studier har utvecklat liten diameter arteriell konstruktioner med Tri-lamellstruktur, utmärkta mekaniska egenskaper och sprängtryck jämförbar med infödda artärer 5,6. Medan hög draghållfasthet och brast trycket genom att öka produktionen av kollagen från ett styvt material eller cell plåt schavotten hade dessa konstruktioner fortfarande låg elastin produktion och efterlevnad, vilket är ett stort problem att orsaka transplantat misslyckande efter implantation. Med tanke på dessa frågor, hypoteser vi att en elastometric biomaterial i kombination med mekanisk konditionering skulle ge elasticitet och bedriva mekaniska signaler mer effektivt för att vaskulära celler, vilket ökar extracellulära matrix produktion och support cellulära läggning.
Syftet med denna rapport är att införa en tillverkningstekniken av porösa tubulär byggnadsställningar och en dynamisk mekanisk conditioning tillämpningsföreskrifter för arteriella vävnadsteknik. Vi använde en biologiskt nedbrytbar elastomer, poly (glycerol sebacat) (PGS) 7 för att tillverka porösa rörformiga ställningar från saltet fusion metoden. Vuxen primära babian glatta muskelceller (SMC) var seedade i lumen av byggnadsställningar, som odlas i vårt utformade pulserande flöde bioreaktor i 3 veckor. PGS ställningar hade konsekvent tjocklek och slumpmässigt fördelade makro-och mikro-porer. Mekanisk luftkonditionering från pulserande flöde bioreaktor stöds SMC orientering och ökad ECM produktion i ställningar. Dessa resultat tyder på att elastomer byggnadsställningar och mekaniska konditionering av bioreaktor kulturen kan vara en lovande metod för arteriella tissue engineering.
Protocol
1. Tubular Scaffold Fabrication
- Förbered glasrör (längd = 70 mm, yttre diameter = 9,0 mm, tjocklek = 1,0 mm, små delar, Miramar, FL) som en form av byggnadsställning.
- Förbered 1,0 vikt / vol% hyaluronsyra (HA) (Sigma-Aldrich, St Louis, MO) genom att lösa 100 mg av HA i 10 ml avjoniserat vatten. Blanda med en rotator över natten tills det inte finns luftbubblor i lösningen.
- Häll 1,0% HA-lösning i början av glasrör. Låt den rinna sakta ner längs innervägg av mögel. Vänd över slangen när lösningen nått botten av formen med rotator och upprepa detta steg tills den inre väggen av formen är jämnt täckt av lösningen.
- Efter beläggning, torka alla glas slang i vakuumugnen vid 37 ° C i 24 h.
- Grind och sikt partiklar salt (size = 25-32 mikrometer) används som porogens.
- Montera ett glasrör (belagts med 1,0% HA-lösning inuti), dorn (rostfritt stål inneslutna av PTFE slang), värmekrympbara (HS) ärmen, och PTFE ring som beskrivits tidigare 8.
- Tillsätt salt partiklar i önskad storlek på glaset formen med hjälp av en spatel genom silikongummi tratt. Knacka formen försiktigt för att säkerställa en jämn fördelning av salt partiklar. Skrapa bort överflödigt salt partiklar överst i formen med hjälp av den sida av spateln.
- Slå på hybridisering inkubator för 30 minuter innan du överför salt-packade mögel. Stäng av hybridisering inkubator och sätta salt-packade mögel i hybridisering inkubator för salt fusion.
- Ta ut formarna ur hybridisering inkubator och torka dem i vakuumugnen vid 37 ° C i 24 h.
- Ta bort salt-packade formar från vakuumugnen och låt dem svalna i rumstemperatur. Ta bort den rostfria spindeln genom att trycka ner det med att hålla PTFE ringen. Om dorn är för tät för att formen, använd nålen tång för att dra ut den. Ta bort PTFE ring från botten av formen.
- Sätt formarna i ugnen vid 120 ° C i 5 min för att krympa HS ärmen. Kontrollera om HS ärmen är krympt. Ta bort HS ärmen från salt-packade formar och låt dem svalna i rumstemperatur. Håll formar i exsickatorn tills de används.
- Förbered PGS lösningen genom att lösa 3 g PGS i 15 ml tetrahydrofuran (THF) (Sigma-Aldrich, St Louis, MO) för att bilda ett 20 vikt / vol% lösning.
- Tillsätt PGS lösning till lumen av salt packade-formar genom att släppa den med en spoid i Hume huva. Luta glaset formen ca 45 ° och släppa PGS lösningen i inre lumen med roterande formen långsamt. Kontrollera om PGS lösningen rinner ner längs väggen av mögel. Om torr plats observeras, lägga till fler lösning.
- När du lagt till PGS lösningen, placera formarna i Hume huva i minst 30 minuter för avdunstning THF.
- Sätt formarna i vakuumugnen för förutbestämda härdning tid (ex. 24 / 36 / 48 h) vid 100 mTorr och 150 ° C för att bota PGS.
- Efter härdning, ta ut formarna och placera dem i rumstemperatur att svalna. Doppa varje form i avjoniserat vatten med vertikala läge långsamt. Inte doppa dem i vattnet snabbt, eftersom luftbubblor kan orsaka riva ställningen.
- Överför formar till vattenbadet försiktigt och placera dem i en vinkel i 1 h med kisel röret för att lösa upp HA lätt. Kontrollera om HA löses ut från den formen. Om ingen HA är från formen, tryck på ena änden av ställningen långsamt med hjälp av spateln för att frigöra den från formen. Upprepa detta i andra änden av ställningen och skaka formen och tillbaka långsamt i vattenbad. Kontrollera om ställningen flyttas inne i formen.
- Överför ställningen till en annan vattenbad med omrörare noggrant. Inte ta ställningen ordentligt, vilket kan spricka schavotten. Placera ställningen i vattenbad i minst 3 dagar med byta vatten för att läcka ut salt partiklar.
- Efter att lakas ut salt partiklar, överföring varje klätterställning till 15 ml centrifugrör fylld med avjoniserat vatten och placera dem i torr-is box för 1 h för att frysa. Sätt centrifugrör i frystorkning (alla rör hytter måste öppnas) och lyophilize dem för 2 dagar.
- Lägg alla ställningar i exsickatorn innan tills de används.
2. Scaffold Förberedelse för Cell Seeding
- Ta ut byggnadsställningar från exsickator och skär dem som 25-30mm i längd.
- Förbered två proppar silikongummi (diameter = 20 mm, tjocklek = 6,35 mm, i mitten håldiameter = 3 mm) och ansluta två PTFE slang (ytterdiameter = 3,97 mm, innerdiameter = 2,38 mm, tjocklek = 0,79 mm, längd = 60 mm och 40 mm) genom mitten hålen på varje propp.
- Skär ett HS ring som en 1,5 mm längd och lägg den ovanpå ena änden av ställningen. Tryck en PTFE slang (ansluten silikongummi propp) i ena änden av schavotten så små överlappande del som möjligt.
- Sätt ställningen och PTFE slang in i ugnen på 120 ° C i 10 min för att krympa HS ringen. Kontrollera om HS ringen är krympt och byggnadsställningar är anslutna till PTFE slang ordentligt.
- Ta ut ställningen och PTFE slang och placera dem i rumstemperatur att svalna. Sätt schavotten-PTFE slang montering i polykarbonat rör (yttre diameter = 15,5 mm, innerdiameter = 9 mm, längd = 50 mm) som en bioreaktor kammare.
- Anslut en annan i slutet av PTFE slang till schavotten som steg 2,3) och 2,4).
- Justera två proppar silikongummi för att fästa deras inre ytor för att båda ändarna av polykarbonat röret. Fäst båda yttre ytor av silikongummi proppar till två plattor aluminiumlegering (topp och botten, bredd = 20 mm, längd = 70 mm, tjocklek = 6,35 mm). Sätt två gängstänger in i sidan hålet i plattan och fäst polykarbonat röret (medföljer ställningen inuti) plattor genom att dra åt skruven tummen mutter på tallriken.
- Mät seedable längden på varje schavotten (en längd mellan två HS-ringar) och beräkna inre yta (π x inre diameter x seedable längd) på varje klätterställning för cell sådd.
- Vira en bioreaktor kammare enhet med aluminiumfolie och steriliseras i autoklav vid 120 ° C i 30 min. Sterilisera varje del (medium reservoar, pump slang-, gas-växlare, grenrör och nålventil) av bioreaktor i autoklav vid 120 ° C i 30 min och montera dem inne i cellodling huven.
- Förbehandla och skölj ställningar med en rad perfusion (70, 50 och 25% etanol för 1 h, fosfatbuffrad saltlösning (PBS, Mediatech, Herndon, VA) för 2 h, och SMC odlingsmedium i 24 timmar med hjälp av en peristaltiska pumpen på 1,0 ml / min i flödet kretsen.
3. Cell Sådd och kultur
- Isolera primära arteriella glatta muskelceller (SMC) från halspulsåder av unga manliga babianer (Papio Anubis) och karakterisera dem i två-dimensionella (2D) kultur innan passaging och sådd som beskrivits tidigare 9.
- Expandera SMC använder MCDB 131 medium (Mediatech, Herndon, VA) med 10% fetalt bovint serum (Lonza, Walkersville, MD), 1% L-glutamin (Mediatech), 50 mikrogram / ml askorbinsyra (Fisher Scientific, Fair Lawn, NJ) och en antibiotika-antimykotika lösning (10.000 IE / ml penicillin, 10.000 mikrogram / ml streptomycin, och 25 mikrogram / ml amfotericin B, Mediatech).
- Lossa varje bioreaktor kammare från flödet krets i bioreaktor. Seed SMC (passage 4-6) till schavotten med en densitet på 2x10 6 celler / cm 2 genom att injicera fjädring med 5 ml spruta in i lumen av byggnadsställningar efter kapning av både abluminal (inlopp) och luminala (utlopp) flöden.
- Lägg alla bioreaktor kamrarna i hybridisering inkubator vid 37 ° C och rotera dem vid 2 rpm i 4 timmar så att cellerna att jämnt sprida sig till schavotten.
- Ta ut bioreaktor kammare från hybridisering inkubatorn sätt tillbaka dem flöda krets av bioreaktor i huven. Överför alla bioreaktor systemet i cellodling inkubator.
- Anslut pumpen slang (innerdiameter = 1,6 mm) till Brosk i peristaltiska pumpar och last färska odlingsmedium i behållaren. Starta genom vägg perfusion (luminala till abluminal) på 1,0 ml / min i 15 min följt av luminala flödet bara.
- Öka flödet och trycket gradvis från 1,0 ml / min (luminala skjuvspänningen: 1,1 dynes / cm 2) och 20 mmHg på dag 1 till 14,2 ml / min (15,3 dynes / cm 2) och 120 mmHg på dag 21, respektive. Ändra pumpens slang (innerdiameter = 3,2 mm) på dag 4 och mediet en gång varje vecka.
4. Tissue Skörd och Provberedning för analys
- Efter 21-dagars kultur, stoppa pumpen och slang klämma (inlopp och utlopp) av mediet reservoaren. Lossa pumpens slang från Brosk i peristaltiska pumpar och överföra bioreaktor system i huven.
- Kläm in-och slang utlopp för varje bioreaktor kammare och ta bort den från flödesloop. Öppna inloppsslang och förbereda en Petri-skål vid utloppet slang för att samla odlingsmediet inne i polykarbonat röret. Öppna utlopp slangen långsamt och ta bort mediet från kammaren.
- Lossa abluminal nål och luminala silikonslang från kammaren och ta aluminiumplåtar genom att släppa tummen skruvar. Ta bort polykarbonat röret och koppla ena änden av vävnad bygga från PTFE slang.
- Förbered en Petri-skål fylld med 10 ml PBS och koppla andra änden av konstruktionen från PTFE slang. Sätt bygga in i PBS och skölj tre gånger.
- Skär konstruera med ett rakblad som 5-mm längd. Frys det vid -80 ° C frys för biokemisk analys eller överföra den till 15 ml centrifugrör fylld med 5 ml rent medium för mekanisk provning eller knäppa frysa i vävnaden-Tek optimal kapning temperatur förening (Sakura Finetek Inc., Torrance, Kalifornien ) för histologi / immunofluorescence färgning.
5. Representativa resultat:
Den tubulära PGS ställningar var fabricerade använda biologiskt nedbrytbara elastomer med salt fusion metod (Fig. 1A). Varje bioreaktor kammare som ställningar med både luminala och abluminal flöden och kan tas bort som en separat enhet från en huvudsaklig flödesloop (Fig. 1B). Bioreaktor systemet var utformat för odling fyra byggnadsställningar åt gången genom att kontrollera och övervaka flödet samt tryck (Fig. 1 C & D).
Schematisk bild av bioreaktor kultur visades i bild. 2. Efter sådd SMC var varje bioreaktor kammare roteras vid 37 ° C i 4 timmar att fördela celler jämnt i lumen i schavotten. Och sedan var pulserande flöde tillämpas på byggnadsställningar till dag 14 med gradvis ökande flöde (Fig. 2A) och tryck (Fig. 2B). Efter dag 14, höll flöde och tryck konstant fram till slutet av kultur (dag 21).
Yta morfologi PGS schavotten undersöktes av svepelektronmikroskop (SEM). Skanning elektron micrographs visade att schavotten hade konsekvent väggtjocklek (539 ± 18 mikrometer) (Fig. 3A) och slumpmässigt fördelade makro-och mikro-porer på luminala ytan (Fig. 3B). Morfometriska parametrar ställningen var mätt från microcomputed tomografi (mikro-CT) och bildanalys. Genomsnittlig porstorlek är 23,3 ± 3,9 ìm och pore samkörningsförmågan 99,4 ± 0,62%, vilket innebär att alla porer är fullständigt sammankopplade i schavotten. Porositet mätt med etanol förskjutningen är 75,6 ± 2,7%.
Cellulär morfologi PGS konstruera undersöktes av SEM (bild 4). Flerskiktade SMC täcks helt luminala ytan och de var vinkelrätt inriktad på flödesriktningen. Dessa resultat visar att mekaniska konditionering av pulserande flöde bioreaktor stöder SMC orientering i schavotten.
Förekomsten av extracellulära matrix (ECM) och elastiska fibrer har undersökts av H & E färgning och elastin autofluorescens (bild 5). H & E färgning visat att celler och ECM proteiner helt täckt lumen i PGS konstruera. Elastin autofluorescens visade också runt om, organiserad elastiska fibrerna vid luminala ytan av konstruktionen. Produktionen av ECM proteiner i PGS konstruktioner mättes från biokemiska analyser. De olösliga elastin och innehållet kollagen var 20,2 ± 9,1 mikrogram / mg vävnad och 6,3 ± 1,9 mikrog / mg vävnad, respektive.
Figur 1. Scaffold tillverkning och bioreaktor system. (A) Schematisk bild av tubulär schavotten tillverkning. (B) Bioreaktor kammare. Ställningar var kopplade till PTFE slang, placerad i polykarbonat rör, och fastställs av silikon gummipropp och aluminiumplåtar legering. Varje sektion har två flödesvägar: luminala (med silikonslang) och abluminal (med nål) flöden. (C) Bioreaktor systemet placeras inne i inkubatorn. Det omfattar medelstora reservoar, peristaltiska pumpar modul-, gas-växlare, tryckgivare, två grenrör (topp och botten), och nålventil. (D) Bioreaktor systemet placeras utanför inkubatorn. Den innehåller tryckvakt, flödesreglering enhet, datainsamlingssystem, och dator.
Figur 2. Schematisk i bioreaktor kulturen. (A) Kultur-protokollet. (B) Tillämpad trycket profiler för varje tidpunkt (dag 1, 4, 7 och 14).
Figur 3. Yta morfologi PGS schavotten. (A) tvärsnitt. (B) Lumen.
Figur 4. Cellular morfologi PGS konstruera. (A) Lumen. (B) Tvärsnitt av 45 ° skär. Pilar i både siffror representerar flödesriktning.
Figur 5. Histologi och elastin autofluorescens av PGS konstruera. (A) H & E färgning. (B) Motsvarande elastin autofluorescens. L: lumen. Förstoring: 40X. Skala bar: 50 ìm.
Discussion
Tillverkning teknik med hjälp av biologiskt nedbrytbara elastomer som beskrivs här har flera funktioner. (1) Vi använde oss av hyaluronsyra (HA) som formsläppmedel. Eftersom HA är vattenlösligt, var schavotten lätt frigörs från glaset formen efter att blötlägga den i vatten. I denna rapport har vi använt 1,0 vikt / vol% av HA-lösning eftersom låga koncentrationer (<0,5 vikt / vol%) av lösningen inte är trögflytande och rinner ner så fort när vi häller den på toppen av glasrör. Att belägga HA lösning enhetligt, bläddrade vi över glasrör när lösningen flög ner botten av slangen och upprepade detta steg. Detta HA beläggning är en avgörande för vår tillverkning förfarande för att frigöra sista ställningar. (2) Vi använde värmekrympbara (HS) ärmen för att behålla salter i glasrör. Eftersom salter var tätt packade i utrymmet mellan innervägg glasrör och HS ärmen, behöll HS ärmen salter efter borttagning dorn och PTFE ring i botten av slangen. Vi skulle kunna ta bort HS ärmen enkelt genom att sätta formen i en ugn vid 120 ° C i 5 minuter och sedan få tubulär salt mallar. (3) Vi använde metoden salt fusion. Det är välkänt att salt fusion metoden kan förbättra pore samtrafikförmåga och mekaniska egenskaper genom att variera fusion tid 10. Eftersom vi använde PGS, var makro-porer som produceras av salt partiklar under lakningsprocessen, medan mikro-porer sannolikt genererats av glycerol ånga bildas vid PGS härdning som vi beskrivit tidigare 11. Därför har denna metod en potential att tillverka porösa tubulär ställningar med olika makro-och mikro-strukturer genom att variera salt partiklar samt PGS bota skick.
Den mekaniska conditioning från bioreaktor har gett pulserande flöde perfusion (maximala genomsnittliga flöde = 14 ml / min, max skjuvspänning = 15,3 Dyne / cm 2, frekvens = 0,5 till 1,7 Hz) och fysiologiskt relevanta tryck med PGS schavotten, vilket ledde till SMC tillväxt och orientering (bild 4). Dessa resultat överensstämmer med tidigare studier rapporterar att cyklisk sträcka vid denna frekvens och skjuvspänning ökar SMC spridning 12, och ECM protein produktion 13,14. Förutom SMC tillväxt och orientering, konstruera PGS stött ECM protein produktion, särskilt runt om, organiserad elastiska fibrer (bild 5) inom 3-veckors kultur i bioreaktor. Några studier med en elastomer schavotten som en liten diameter arteriell konstruera har visat mekanisk hållfasthet och sprängtryck jämförbar med infödda artärer 15, och snabb SMC integration kompatibel ställningar med spinnare kolv 16,17, medan inga elastiska fibrer hittades i dessa konstruktioner. Våra resultat tyder på att cyklisk radiella buk från bioreaktor förbättrade mekaniska signaltransduktion mer effektivt för att SMC i PGS schavotten, vilket sannolikt bidrog till att elastin syntes och organisation.
Eftersom vaskulär SMC var de enda celler som produceras ECM proteiner i vår strategi och oföretagsam endotelet och förbättra mekanisk hållfasthet är nödvändig för att utveckla ett kliniskt framgångsrika liten diameter arteriella konstruktioner. Vi har rapporterat att endotelceller co-odlade med SMC genererade en konfluenta cellslager och stöds fenotyp proteinuttryck i vår kultur villkor och mekaniska konditionering 9. Därför, baserat på vår strategi som beskrivs här, modifiering av samarbete kultur experiment förhållanden skulle vara ett nästa steg för att förbättra funktioner resulterande konstruktioner och generera nonthrombogenic, robust och kompatibel arteriell konstruera liknar infödda artärer.
Disclosures
Inga intressekonflikter deklareras.
Acknowledgments
Författaren tackar Dr Jin Gao för PGS syntes, Dr Peter Crapo för insiktsfull diskussion om bioreaktor setup, Dr. Mohamed Ezzelarab och Wei Wu för explantation babian halspulsåder. Denna studie stöddes av ett bidrag från National Institutes of Health (R01 HL089658).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Hyaluronic acid sodium salt | Sigma-Aldrich | H7630 | |
| Tetrahydrofuran | Sigma-Aldrich | 401757 | |
| MCDB 131 | Mediatech, Inc. | 15-100-CV | |
| Fetal bovine serum | Lonza Inc. | BW14-502F | |
| L-glutamine | Mediatech, Inc. | 25-005-CV | |
| Ascorbic acid | Fisher Scientific | A62-500 | |
| Antibiotic-antimycotic solution | Mediatech, Inc. | 30-004-CI | |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | Mediatech, Inc. | 21-031-CV | |
| Tissue-Tek optimal cutting temperature compound, 4583 | Sakura Finetek | 25608-930 |
References
- The American Heart Association Statistics Committee Stroke Statistics Subcommittee. American Heart Association: Heart disease and stroke statistics-2009 update. Circulation. 119, 480-486 (2009).
- Isenberg, B. C., Williams, C., Tranquillo, R. T. Small-diameter artificial arteries engineered in vitro. Circ Res. 98, 25-35 (2006).
- Conte, M. S. The ideal small arterial substitute: a search for the Holy Grail. FASEB J. 12, 43-45 (1998).
- Wang, X., Lin, P., Yao, Q., Chen, C. Development of small-diameter vascular grafts. World J Surg. 31, 682-689 (2007).
- L'Heureux, N., Paquet, S., Labbe, R., Germain, L., Auger, F. A. A completely biological tissue-engineered human blood vessel. FASEB J. 12, 47-56 (1998).
- Niklason, L. E., Gao, J., Abbott, W. M., Hirschi, K. K., Houser, S., Marini, R., Langer, R. Functional arteries grown in vitro. Science. 284, 489-493 (1999).
- Wang, Y., Ameer, G. A., Sheppard, B. J., Langer, R. A tough biodegradable elastomer. Nat Biotechnol. 20, 602-606 (2002).
- Crapo, P. M., Gao, J., Wang, Y. Seamless tubular poly(glycerol sebacate) scaffolds: high-yield fabrication and potential applications. J Biomed Mater Res A. 86, 354-363 (2008).
- Gao, J., Ensley, A. E., Nerem, R. M., Wang, Y. Poly(glycerol sebacate) supports the proliferation and phenotypic protein expression of primary baboon vascular cells. J Biomed Mater Res A. 83, 1070-1075 (2007).
- Murphy, W. L., Dennis, R. G., Kileny, J. L., Mooney, D. J. Salt fusion: an approach to improve pore interconnectivity within tissue engineering scaffolds. Tissue Eng. 8, 43-52 (2002).
- Gao, J., Crapo, P. M., Wang, Y. Macroporous elastomeric scaffolds with extensive micropores for soft tissue engineering. Tissue Eng. 12, 917-925 (2006).
- Wilson, E., Mai, Q., Sudhir, K., Weiss, R. H., Ives, H. E. Mechanical strain induces growth of vascular smooth muscle cells via autocrine action of PDGF. J Cell Biol. 123, 741-747 (1993).
- Leung, D. Y., Glagov, S., Mathews, M. B. Cyclic stretching stimulates synthesis of matrix components by arterial smooth muscle cells in vitro. Science. 191, 475-477 (1976).
- Kim, B. S., Nikolovski, J., Bonadio, J., Mooney, D. J. Cyclic mechanical strain regulates the development of engineered smooth muscle tissue. Nat Biotechnol. 17, 979-983 (1999).
- Yang, J., Motlagh, D., Webb, A. R., Ameer, G. A. Novel biphasic elastomeric scaffold for small-diameter blood vessel tissue engineering. Tissue Eng. 11, 1876-1886 (2005).
- Stankus, J. J., Soletti, L., Fujimoto, K., Hong, Y., Vorp, D. A., Wagner, W. R. Fabrication of cell microintegrated blood vessel constructs through electrohydrodynamic atomization. Biomaterials. 28, 2738-2746 (2007).
- Nieponice, A., Soletti, L., Guan, J., Deasy, B. M., Huard, J., Wagner, W. R., Vorp, D. A. Development of a tissue-engineered vascular graft combining a biodegradable scaffold, muscle-derived stem cells and a rotational vacuum seeding technique. Biomaterials. 29, 825-833 (2008).
