Summary
Fopius arisanus est un parasitoïde des œufs de larves de mouches des fruits Tephritidae qui est utilisé avec succès dans la lutte biologique contre ces ravageurs importants tropicales. Nous décrivons ici un protocole optimisé pour l'élevage de F. arisanus sur une petite échelle en utilisant des matériaux facilement disponibles.
Abstract
Fopius arisanus (Sonan) est un parasitoïde importante de mouches des fruits Tephritidae pendant au moins deux raisons. Premièrement, il est l'un des trois seuls parasitoïdes opiine connus pour infecter l'hôte lors de la phase 1 oeuf. Deuxièmement, il a une large gamme de potentiels hôtes mouche des fruits. Peut-être en raison de son histoire de vie, F. arisanus a été utilisée avec succès pour le contrôle biologique des mouches des fruits dans plusieurs régions tropicales 2-4. Un obstacle à la large utilisation de F. arisanus pour le contrôle de la mouche des fruits, c'est qu'il est difficile d'établir une colonie de laboratoire stables 5-9. Malgré cette difficulté, dans les années 1990 chercheurs de l'USDA a développé une méthode fiable pour maintenir des populations de laboratoire de F. arisanus 10-12. Il ya un intérêt important dans F. arisanus biologie 13,14, en particulier quant à sa capacité à coloniser une grande variété d'hôtes Tephritidae 14-17; l'intérêt est surtout tirée par la propagation alarmante de ravageurs mouche des fruits Bactrocera vers de nouveaux continents dans la dernière décennie 18. Des recherches plus poussées sur F. arisanus et des déploiements supplémentaires de cette espèce comme agent de lutte biologique bénéficieront d'optimisations et des améliorations des méthodes d'élevage. Dans ce protocole et à l'article vidéo associée, nous décrivons une méthode optimisée pour l'élevage de F. arisanus basée sur une approche décrite précédemment 12. La méthode que nous décrivons ici permet l'élevage de F. arisanus dans une petite échelle, sans l'utilisation de fruits, en utilisant des matériaux disponibles dans les régions tropicales du monde entier et avec des exigences relativement faible du travail manuel.
Protocol
1. Préparer des oeufs d'hôte pour la mouche des fruits parasitisme
- Préparer un substrat pour les œufs de mouches des fruits pour être parasité par la préparation de gélose (alternativement, Gelcarin GP812, FMC Biopolymer, Ewing NJ; une option plus rentable) des plats remplis, 10 cm de longueur par côté et 1,5 cm de profondeur. Préparer agar à une concentration de 9 g par litre d'eau.
- Remplissez les plats à la jante avec de l'agar liquide (environ 70ml), et les laisser refroidir et se solidifier (au moins 45 minutes).
- Une fois les blocs de gélose sont solides, appliquer une seule couche de papier de soie (une seule nappe de tissu batch "préférence" Georgia Pacific), couvrant la partie supérieure de chaque bloc. Le tissu devrait s'en tenir facilement à l'agar-agar en raison de l'humidité de surface.
- Appliquez un volume de 0,5 ml d'oeufs mouche des fruits en suspension dans l'eau à la surface du tissu recouvert de blocs de gélose. Dans notre insectarium, ce qui équivaut à environ 6000 oeufs de Bactrocera dorsalis (12000 œufs par ml).
- Utilisez un 2,5 cm large pinceau propre trempé dans de l'eau pour répandre les oeufs mouche des fruits uniformément sur la surface du tissu.
- Placez les oeufs mouche des fruits dans l'écran du bas de la cage pour permettre parasitoïde ponte. Appuyez sur le dessous de l'écran du bas pour enlever les parasites morts qui peuvent obstruer les oeufs. Il est préférable que l'écran du bas ne touche pas les oeufs.
- Autoriser les parasites à pondre pendant la nuit et la journée suivante, environ 21 heures. C'est un temps suffisant pour un pourcentage élevé des œufs d'être parasité. Une exposition plus longue risques superparasitization.
2. D'incubation et la nymphose de fruits hôte parasité mouches
- Préparer culture en conteneur en plaçant des blocs de 3 à 3,5 agar préparé des œufs parasités par 1,25 litres d'alimentation mouche des fruits avec des œufs 19 vers le haut.
- Placez le récipient régime alimentaire avec des oeufs sur une colonne montante sur une couche de 1,5 cm de profondeur de vermiculite catégorie fine ou le sable lavé dans un récipient plus grand nymphose. Couvrez le récipient avec un couvercle nymphose et bande les bords du ruban de masquage avec. La vermiculite peut être réutilisée après tamisage (voir ci-dessous).
- S'assurer qu'il ya suffisamment d'espace entre le haut du conteneur alimentation et le couvercle du réservoir pour les larves de la nymphose mouche des fruits à ramper hors et 'pop' 20 dans le vemiculite ci-dessous.
- Déplacer les contenants nymphose à une salle à 27 ° C et 80% d'humidité relative (HR) pour une semaine. Conteneurs Couvrir avec un linge sombre pour les quatre premiers jours puis retirez le chiffon pour les jours restants.
- Retirez l'alimentation des larves au bout d'une semaine, une fois les larves ont surgi et entra dans la vermiculite pour la nymphose. S'il ya des larves dans la vermiculite, de leur permettre de se nymphoser nuit.
- Tamiser les nymphes de la vermiculite. Commencez avec un tamis grossier (environ 3 mm) puis utilisez un tamis manuel pour enlever les grumeaux restants de la vermiculite.
3. Tri et sélection
- Pupa contenant F. arisanus peut être partiellement séparé de mouches des fruits parasités par taille. Recueillir nymphe entre 1,65 et 2,26 mm de diamètre, car elles seront enrichies pour les mouches parasitées. 12 pupes qui sont plus petits contiennent principalement des parasitoïdes trop petits, les grands nymphe contiennent principalement des mouches. Notez également que pour les pupes parasitées le pourcentage de femmes est corrélée positivement avec la taille 12.
- Une variété de méthodes peuvent être employées pour trier par taille des pupes. Nous allons décrire une méthode mécanique utilisant un format personnalisé trieuse 21.
- Placez les pupes dans l'entonnoir au sommet d'un chargeur de vibrations qui se nourrit lentement la trieuse de taille.
- Nourrissez les pupes dans la trieuse de taille, qui se compose d'une paire de barres de roulement légèrement divergentes à un angle de 30 °. La baisse des pupes individuellement par la taille dans un tableau de fentes qui se déversent dans dix récipients séparés à travers un entonnoir.
- Recueillir les nymphes de la tasse dans la gamme de taille de 1,65 à 2,26 mm et les placer dans une cage d'émergence de 7 jours plus jusqu'à ce que la plupart des mouches ont émergé de la pupe parasités.
- Ensuite, utilisez un ventilateur de séparer pupariums vide de ces insectes contenant encore.
4. F. l'émergence et le maintien arisanus
- Pour maintenir la colonie de F. arisanus utiliser une cage parasitoïde tenant avec une façade en verre amovible, d'environ 25 cm de longueur par côté. La cage a 1mm 2 de dépistage sur le haut et deux de ses côtés. L'arrière de la cage est couverte d'une feuille de caoutchouc avec un trou de 9 cm pour y accéder. Le fond de la cage a une découpe couvertes à l'intérieur avec de 1-2mm 2 écran suffisamment grand pour permettre le placement de deux blocs de gélose avec des œufs de mouches des fruits pour la ponte des parasitoïdes.
- Les cages devraient également avoir une partie teintée le long du quart inférieur de la façade en verre pour minimiser la lumière qui peut créer surpeuplement parasitoïde le long du front de la cage, ce qui entraîne une mortalité élevée.
- Placer environ 11 g de ces sélectionsTed pupes dans des contenants de plastique d'environ 9 cm de diamètre. Cela devrait produire environ 600 à 700 parasites par cage. Sélection de la taille devrait se traduire par environ 60% de femmes.
- Fixez les couvercles au crible pour les conteneurs. Les couvercles doivent être recouverts de 2 mm 2 de dépistage, ce qui permettra adulte F. arsianus de laisser les conteneurs sur l'émergence, mais contiendra toutes les mouches à fruits restants.
- Maintenir les parasites à 24 ° C et environ 45% HR avec une ventilation 12:12 photopériode et bon. Si une mortalité élevée est observée, le déplacement des cages à l'extérieur pour quelques heures par jour ou augmentant la ventilation peut le réduire. Les parasites doivent être prêtes à pondre en une semaine supplémentaire et ne devraient être productif pour les deux semaines de plus.
- Streak pur miel filé le long du haut de la cage au moins trois fois par semaine ou chaque fois que le miel disponible est sec. Appliquer le miel filé en filets minces en utilisant un doigt. Notez que si les stries sont trop lourds le miel goutte à goutte dans la cage; si trop de lumière le miel se dessèchent rapidement et nécessitent une nouvelle application fréquente.
- Placez les blocs de gélose (10 cm x 10 cm x 4 cm) sur les sommets des cages de fournir l'humidité pour les parasites. Celles-ci doivent être changés deux fois par semaine.
5. Les résultats représentatifs:
Nous rapportons ici les résultats de procédures de contrôle qualité effectué sur la F. USDA-ARS opération de l'élevage arisanus à Hilo, Hawaï entre Janvier 5 et Juin 22, 2010. L'élevage à l'endroit de Hilo sur l'échelle décrite dans cet article la vidéo et le protocole a été initié en août 2009, et les problèmes initiaux et les réglages avec le nouvel emplacement a été pour la plupart résolus par Janvier. Par conséquent, ces données sont représentatives des résultats d'autres chercheurs pourraient obtenir à partir de leur colonie, si elles suivent le protocole tel que décrit et ont l'expérience d'élevage d'insectes en général. Durant cette période, nous étions maintenant une petite colonie de F. arisanus: 4 parasitoïde cages produites par semaine, l'équivalent d'environ 3600 F. arisanus.
Une vérification initiale des taux de parasitisme enrichi a été réalisée en prenant un échantillon de 2 g de pupes dans la gamme de taille de 1,65 à 2,26 mm (enrichi), avant une semaine supplémentaire de développement dans une cage (c'est à dire immédiatement après le régime alimentaire des larves a été enlevé et la pupes tamisée et la taille triés. Nous nous référons à ces comme «nymphes début»). Pendant les trois premiers mois de 2010, la proportion moyenne des parasites dans l'échantillon enrichi était de 0,46 (SD = 0,18). Au cours du trimestre suivant cette moyenne était de 0,58 (SD = 0,08), ce qui reflète la stabilisation de la colonie et les procédures de l'élevage au nouvel emplacement. Notez que les pupes enrichi qui ne sont pas parasités succès sont ceux qui ne produisent pas des émergents et ceux qui produit des mouches.
Après une semaine de plus dans la cage de l'enlèvement tenue d'un autre échantillon vides pupariums deux grammes a été prise ("nymphes fin»). Les mouches à fruits représenté moins de 1% de ce deuxième échantillon. Le faible pourcentage de mouches des fruits est partiellement due à la précédente apparition de mouches contre les parasites, donc la plupart des mouches est resté dans le récipient contenant.
Enfin, la figure 1 donne le rendement en masse de nymphes de Janvier à Juin 2010. Les rendements sont mesurés à partir de pupes enrichi dans la gamme de taille d'intérêts, 1,65 à 2,26 mm. La grande masse des «premières pupes» au début de l'année indique une forte proportion de mouches des fruits et des pupes non encore levés à cette époque, tandis que des ajustements ont été apportés à la nouvelle installation.
Figure 1. Rendement de l'uranium enrichi (diamètre de 1,65 nymphe 2.26mm) tôt (immédiatement après la sélection de la taille) et «tardif» (après la tenue d'une semaine et la suppression douilles vides) chrysalides à la colonie ARS-USDA F. ariasnus à Hilo, Hawaï , Janvier - Juin 2010
Discussion
Dans cet article, la vidéo qui accompagne le protocole et nous avons décrit et démontré un protocole optimisé pour l'élevage de F. ariasnus, un parasitoïde des mouches des fruits Tephritidae, dans un laboratoire. Ce protocole a été affiné au fil des ans afin de minimiser la quantité d'équipements de travail et spécialisée nécessaire pour maintenir une colonie. Nous notons que bien établie, une colonie productive et stable de mouches des fruits d'accueil est nécessaire pour toute tentative de parasitoïdes d'élevage. Dans notre insectarium nous utilisons Bactrocera dorsalis comme une mouche à fruit hôte, mais d'autres espèces se sont révélées être des hôtes compétents ainsi 14-17.
Plusieurs aspects de F. l'entretien colonie arisanus restent à explorer. Il s'agit notamment du taux d'adaptation de laboratoire dans cette espèce 10, les mécanismes de l'apprentissage des 22 et les changements génétiques qui pourraient survenir avec l'adaptation et les mécanismes qui peuvent être impliqués dans la plasticité volée hôte fruits.
Au cours des dix dernières années il ya eu de multiples exemples de la propagation des mouches Dacine travers le monde, en particulier ceux du genre Bactrocera: B. dorsalis en Polynésie française, B. carambolae dans certaines parties de l'Amérique du Sud, B. invadens en Afrique et B. zonata en Afrique et la Méditerranée du Nord. 3,23,18 Tester l'efficacité d'agents de lutte biologiques tels que F. arisanus contre les espèces Bactrocera d'autres devraient être une priorité élevée, et il est notre espoir que l'application des méthodes décrites dans ce protocole et l'article qui accompagne la vidéo, va accélérer la recherche sur F. arisanus dans une large variété d'emplacements 24. Enfin, des recherches plus poussées en utilisant cette méthode comme point de départ peut également fournir des informations importantes à la colonisation de parasitoïdes d'œufs roman 25,1
Disclosures
Nous n'avons pas de conflits d'intérêts à déclarer.
Acknowledgments
Nous tenons à remercier Keith Shigeteni d'assistance dans l'insectarium et Natasha Sostrom de l'aide pour l'informatique graphique. Ce travail a été financé par l'USDA-ARS. Les opinions, constatations, conclusions ou recommandations exprimées dans cette publication sont celles des auteurs et ne reflètent pas nécessairement les vues de l'USDA. L'USDA est un fournisseur de l'égalité des chances et l'employeur.
References
- Wang, X. G., Bokonon-Ganta, A. H., Ramadan, M. M., Messing, R. H. Egg-larval opiine parasitoids (Hym., Braconidae) of tephritid fruit fly pests do not attack the flowerhead-feeder Trupanea dubautiae (Dipt., Tephritidae. Journal of Applied Entomology. 128, 716-722 (2004).
- Vargas, R. I. Potential for areawide integrated management of Mediterranean fruit fly (Diptera : Tephritidae) with a braconid parasitoid and a novel bait spray. Journal of Economic Entomology. 94, 817-825 (2001).
- Vargas, R. I., Leblanc, L., Putoa, R., Eitam, A. Impact of introduction of Bactrocera dorsalis (Diptera : Tephritidae) and classical biological control releases of Fopius arisanus (Hymenoptera : Braconidae) on economically important fruit flies in French Polynesia. Journal of Economic Entomology. 100, 670-679 (2007).
- Harris, E. J. Suppression of melon fly (Diptera: Tephritidae) populations with releases of Fopius arisanus and Psyttalia fletcheri (Hymenoptera Braconidae) in North Shore Oahu, HI, USA. Biocontrol. 55, 593-599 (2010).
- Haramoto, F. H. The Biology of Opius oophilus Fullaway (Hymenoptera: Braconidae) [dissertation]. , University of Hawaii. Honolulu, HI. (1988).
- Chong, M. Production methods for fruit fly parasites. Proceedings of the Hawaiian Entomological Society. 18, 61-63 (1962).
- Snowball, G. J., Wilson, F., Lukins, R. G. Culture and consignment techiques used for parasites introduced against Queensland fruit fly (Strumeta tryoni (Frogg).). Australian Journal of Agricultural Research. 13, 233-248 (1962).
- Ramadan, M. M., Wong, T. T. Y., Beardsley, J. W. Reproductive Behavior of Biosteres arisanus (Sonan) (Hymenoptera:Braconidae), an Egg-Larval Parasitoid of the Oriental Fruit Fly. Biological Control. 2, 28-34 (1992).
- Ramadan, M. M., Wong, T. T. Y., McInnis, D. Reproductive biology of Biosteres arisanus (Sonan), an egg-larval parasitoid of the oriental fruit fly. Biological Control. 4, 93-100 (1994).
- Harris, E. J., Okamoto, R. Y. A Method for rearing Biosteres arisanus (Hymenoptera, Braconidae) in the laboratory. Journal of Economic Entomology. 84, 417-422 (1991).
- Bautista, R. C., Harris, E. J., Lawrence, P. O. Biology and rearing of the fruit fly parasitoid Biosteres arisanus: clues to insectary propagation. Entomologia Experimentalis Et Applicata. 89, 79-85 (1998).
- Bautista, R. C., Mochizuki, N., Spencer, J. P., Harris, E. J., Ichimura, D. M. Mass-rearing of the tephritid fruit fly parasitoid Fopius arisanus (Hymenoptera : Braconidae). Biological Control. 15, 137-144 (1999).
- Bautista, R. C., Harris, E. J., Vargas, R. I., Jang, E. B. Parasitization of melon fly (Diptera : Tephritidae) by Fopius arisanus and Psyttalia fletcheri (Hymenoptera : Braconidae) and the effect of fruit substrates on host preference by parasitoids. Biological Control. 30, 156-164 (2004).
- Rousse, P., Gourdon, F., Quilici, S. Host specificity of the egg pupal parasitoid Fopius arisanus (Hymenoptera : Braconidae) in La Reunion. Biological Control. 37, 284-290 (2006).
- Quimio, G. M., Walter, G. H. Host preference and host suitability in an egg-pupal fruit fly parasitoid, Fopius arisanus (Sonan) (Hym., Braconidae). Zeitschrift fur Angewandtes Entomologie. 125, 135-140 (2001).
- Calvitti, M., Antonelli, M., Moretti, R., Bautista, R. C. Oviposition response and development of the egg-pupal parasitoid Fopius arisanus on Bactrocera oleae, a tephritid fruit fly pest of olive in the Mediterranean basin. Entomologia Experimentalis Et Applicata. 102, 65-73 (2002).
- Montoya, P., Suarez, A., Lopez, F., Cancino, J. Fopius arisanus oviposition in four Anastrepha fruit fly species of economic importance in Mexico. Biocontrol. 54, 437-444 (2009).
- Vargas, R. I., Shelly, T. E., Leblanc, L., Piñero, J. C. Recent Advances in Methyl Eugenol and Cue-Lure Technologies for Fruit Fly Detection, Monitoring, and Control in Hawaii. Pheromones. 83, 575-595 (2010).
- Tanaka, N., Steiner, L. F., Ohinata, K., Okamoto, R. Low-cost larval rearing medium for mass production of oriental and Mediterranean fruit flies. Journal of Economic Entomology. 62, 967-968 (1969).
- Vargas, R. I. Mass production of tephritid fruit flies. World crop pests. Fruit flies: Their biology, natural enemies and control. 3, 141-151 (1989).
- Spencer, J. P., Mochizuki, N., McInnis, D. O., Liquido, N. J. Mechanical separation of parasitoid sexes based upon size of fruit fly host pupae. Abstracts of the 2nd meeting of the Working Group on Fruit Flies of the Western Hemisphere Vina Del Mar, Chile, , (1996).
- Dukas, R., Duan, J. J. Potential fitness consequences of associative learning in a parasitoid wasp. Behavioral Ecology. 11, 536-543 (2000).
- Drew, R., Tsuruta, K., White, I. A new species of pest fruit fly (Diptera: Tephritidae: Dacinae) from Sri Lanka and Africa. African Entomology. 13, 149-154 (2005).
- Argov, Y., Gazit, Y. Biological control of the Mediterranean fruit fly in Israel: Introduction and establishment of natural enemies. Biological Control. 46, 502-507 (2008).
- Bokonon-Ganta, A. H., Ramadan, M. M., Messing, R. H. Reproductive biology of Fopius ceratitivorus (Hymenoptera : Braconidae), an egg-larval parasitold of the Mediterranean fruit fly, Ceratitis capitata (Diptera : Tephritidae). Biological Control. 41, 361-367 (2007).
