Summary
Cathétérisme chronique des vaisseaux sanguins chez le rat est souvent nécessaire pour l'administration de substances, d'obtenir un échantillon de sang sur une période de temps ou pour directement conscients de la pression artérielle. Cathétérisme artériel fémoral du rat et les mesures correspondantes de la pression artérielle chez l'animal éveillé sera démontrée.
Abstract
Dans plusieurs champs d'étude, l'accès au système circulatoire dans les études en laboratoire est nécessaire. Les études pharmacologiques chez des rats en utilisant des cathéters implantés chroniquement permettre à un chercheur de manière efficace et humaine administrer des substances, effectuer des prélèvements sanguins répétés et aide à conscientes des mesures directes de la pression artérielle et fréquence cardiaque. Une fois le cathéter est implanté de longue durée d'échantillonnage est possible. La perméabilité de vie et le cathéter dépend de multiples facteurs, y compris la solution de verrouillage utilisé, le schéma de rinçage et matériau du cathéter. Cette vidéo va montrer la méthodologie de l'artère fémorale et cathétérisme veineux chez le rat. En plus la vidéo sera de démontrer l'utilisation de l'veineuse fémorale et cathéters artériels pour le prélèvement sanguin, l'administration du médicament et l'utilisation du cathéter artériel en prenant des mesures de pression artérielle et fréquence cardiaque chez le rat dans une conscience libre-déplacement. Une sangle et harnais attaché à un système pivotant permet à l'animal de se houtilisés et ont des échantillons prélevés par le chercheur avec une perturbation minimale de l'animal. Pour maintenir la perméabilité du cathéter, prudent entretien quotidien du cathéter est nécessaire avec une solution de blocage (100 U / ml héparine salin), les machines-chaussée aiguilles émoussées seringue pointe et l'utilisation de filtres seringue pour minimiser la contamination potentielle. Avec attention asepsie des techniques chirurgicales, les matériaux du cathéter adéquate et judicieuse des techniques d'entretien du cathéter, il est possible de maintenir les cathéters de brevets et des animaux sains pour de longues périodes (plusieurs semaines).
Protocol
1. Avant de commencer la procédure chirurgicale
Remarque: Avant de commencer toute procédure d'animaux vous assurer que vous avez obtenu l'autorisation appropriée auprès de votre institution / organisation. Comme avec toutes les chirurgies de survie, assurez-vous que la chirurgie est effectuée dans des conditions stériles et les médicaments contre la douleur approprié et nécessaire des antibiotiques sont utilisés pour un résultat réussi.
- Avant de commencer la procédure de cathétérisme évaluer les cathéters en leur rinçage avec une solution saline stérile, pour s'assurer qu'ils sont patentes.
- Anesthésier les rats.
- Préparer le rat pour la procédure chirurgicale.
- Rasez les poils des régions chirurgicale, qui comprennent l'arrière du cou (entre les omoplates) et la région jambe intérieure.
- En utilisant la Bétadine et un gommage éthanol à 70%, respectivement, frottez les régions rasé chirurgicale à partir du centre vers l'extérieur et faire un balayage de circulaire. Répéterceci 3 fois pour chaque région, en finissant avec un nettoyage final avec 70% d'éthanol.
- Placez l'animal sur une surface stérile et drapent lieu stérile sur des zones chirurgicales. (L'utilisation de Presse-n-Seal est un drapage chirurgicale idéale permettant à l'enquêteur de suivre l'animal tout au long de la procédure.)
- S'assurer que tous les outils chirurgicaux pour la chirurgie ont été stérilisés.
2. Préparation de spécialités chirurgicales pour le positionnement du cathéter
- Avec le rat pose couché (sur le ventre), font environ une demi-pouce (12 mm) incision horizontale sur le dos de la nuque au niveau des omoplates avec des ciseaux ou un scalpel, puis émoussée disséquer un sous-cutanée «poche» dans le dos à peu près la taille d'un quart. Ceci sera utilisé comme un espace pour placer une petite quantité de tubes qui vont compenser la croissance des animaux et / ou le mouvement, c'est à dire de telle sorte que le cathéter n'est pas tiré sur et donc retiré de l'artère qu'elle était le lieud po (variante, cette étape peut être effectuée immédiatement avant le tunneling du cathéter.)
- Placez le rat sur son dos (position couchée) et faire une incision dans la région inguinale [approximativement ½ pouce (12 mm) incision le long de l'angle naturel de la patte arrière.
- Blunt décortiquer pour séparer le tissu conjonctif (figure 1) (peut utiliser émoussée pointe des ciseaux, pinces hémostatiques, des cotons-tiges, etc) (typiquement par la tenue de votre paire de ciseaux à pointe émoussée et / ou des tampons de coton à un angle de 45 degrés ce qui assure la meilleure localisation de la région d'intérêt) jusqu'à ce que l'artère et la veine fémorales sont exposés.
- La veine est de couleur rouge foncé et l'artère est plus claire et plus brillante que la veine. Le nerf qui longe l'artère est blanchâtre dans le ton.
- Blunt disséquer dans la région de la jambe pour faire une petite région ouverte sous la peau (poche soit environ la taille d'un trimestre) en suivant l'intérieur de la jambe pour le placement d'une petite section de la catheter (à nouveau pour prendre en compte et les mouvements des animaux croissance de l'animal si le placement chronique).
- Placez les écarteurs dans la zone d'incision afin que vous puissiez pleinement l'avis de l'artère et la veine.
- En utilisant une pince à pointe fine délicatement séparés du nerf (couleur blanchâtre) qui est le long de l'artère fémorale loin de l'artère et la veine. (Figure 2) Attention à ne pas couper ou endommager le nerf.
- Séparée de l'artère et la veine comme une seule unité, en essayant d'exposer une section d'environ ¼ pouces de longueur (5-7 mm) de l'artère / veine.
- Répétez le processus en séparant la veine de l'artère. Gardez vos instruments chirurgicaux (pinces à-dire à pointe fine) perpendiculaire aux navires et à séparer les vaisseaux en parallèle. Cela aide à éviter les déchirures, piquant ou d'endommager les vaisseaux. En plaçant la pince fine pointe doucement entre l'artère et la veine du dessous et lentement l'ouverture de la pince et en répétant cela, vous détachera lentement les vaisseaux. Remarque: si vous ne lacrymogènes ou d'observer une certainesaignements utiliser un coton-tige stérile et / ou 2 x 2 de la gaze et la pression placer sur la zone jusqu'à ce que le saignement s'est arrêté, puis continuer avec la chirurgie.
3. Tunneling le cathéter
- Placez salines stériles trempées 2 x 2 gaze sur l'incision et tourner à l'animal de son estomac.
- Placez la pince Rochester Pean (longue pince droite) dans l'incision sur le dos qui a été fait auparavant et guider la pince sous-cutanée en bas du dos au niveau des hanches [assurer le bout des pinces hémostatiques sont pointés vers le haut (pas vers la colonne vertébrale ) pour éviter de blesser la moelle épinière]. Vers la région de la hanche tour de la pointe hémostatique vers l'incision qui a été faite dans la région de la jambe et pousser la pointe de l'hémostatiques hors de l'incision jambe préparée.
- Saisir doucement la fin des cathéters (pas la fin qui sera inséré dans l'artère / veine) avec la pince et tirez doucement le cathéter dans la cavité qui a été faiteet finalement hors de l'incision du cou.
- Placez la seringue aiguille appropriée émoussé la pointe-rempli de 20 U / ml d'héparine / salée à l'extrémité des cathéters respectifs et remplir les cathéters (s'assurer qu'il n'ya pas de bulles d'air) avec l'héparine / salées. Une fois encore vérifier que les cathéters sont des brevets et qu'aucun dommage est venu de les cathéters. Laisser les seringues attaché à l'extrémité des lignes de sonde pour assurer l'air n'est pas en mesure d'obtenir dans les lignes de sonde et tourner le rat sur son dos une fois de plus.
4. Insertion des cathéters dans la veine fémorale et l'artère (figure 3)
- Placer un morceau plié de 4,0 stériles soie / fil sous la veine fémorale, puis couper la soie à l'extrémité pliée. Il y aura maintenant deux morceaux de soie sous la veine. Ou encore, placez 2 morceaux de 4,0 soie sous la veine individuellement.
- Séparée de la soie que vous avez placé sous la même veine, un morceau vers la jambe (extrémité distale) et l'autre vers le corps. Tsoit une ligature lâche sur le côté le plus proche du corps, puis à l'aide de petites pinces hémostatiques, saisir la soie et tirez enseigné, mais ne pas serrer le noeud. Tirez l'autre morceau de soie, autant que possible vers la jambe (extrémité distale) et une cravate dans un noeud de cette triple, saisir la soie avec de petites pinces hémostatiques et tirez enseigné. Cette méthode permettra la veine se remplir de sang, ce qui rend plus facile de faire l'incision de la ce qui est nécessaire pour insérer le cathéter (étape 4).
- Placer 1-2 gouttes de lidocaïne sur la veine.
- Utilisation de la micro-dissection Vanna ciseaux, faire une petite incision dans la veine d'environ ¼ à travers et à un angle de 45 degrés.
- Placez à pointe fine pince (45 forceps) dans l'incision et en utilisant une autre paire de forceps; attentivement l'alimentation dans le cathéter veineux. Ouvrez doucement les pinces qui sont placés dans la veine, car cela va permettre au chercheur de placer délicatement le cathéter veineux sous le forceps et dans la veine.
- Lorsque le cathéter est entièrement insérée (approx. 6-7 cm) (en faisant le cathéter une marque est placée sur le cathéter pour aider le chirurgien dans l'identification lorsque le cathéter est complètement inséré) (cette place le cathéter veineux dans la veine cave abdominale), serrer la ligature antérieure autour de la veine et le cathéter, un nœud triple (s'assurer qu'il n'est pas d'occlusion de la veine). Utilisez la suture de soie près de la jambe (ligature postérieure) à la fois sécuriser le cathéter (noeud triple) et assurer le placement. Lentement reculer la seringue jusqu'à ce qu'il y est un peu de sang visible dans le cathéter, ce qui contribue à garantir que les nœuds de suture ne sont pas trop serrés et que le cathéter est fonctionnel. Après vérification, appuyez sur le piston jusqu'à ce que le sang n'est plus visible dans le cathéter.
Remarque: il est possible d'insérer deux cathéters dans la veine fémorale, si nécessaire. - Répétez les étapes 9-13 pour placer un cathéter dans l'artère fémorale avec les exceptions suivantes:
- Attachez la plus proche de la soie à la jambe (postérieure) avec un noeud triple et tirez tauGHT avant d'attacher la ligature lâche près du corps (antérieure) avant de faire l'incision pour la pose du cathéter. Cela permettra l'artère se remplir de sang rend plus facile à couper. Assurer la suture proximale est tiré appris à obstruer l'artère avant de couper l'artère. Cela permettra d'éviter la perte de sang lorsque la coupe est faite.
- Insérer le cathéter artériel d'environ 5 cm de l'artère fémorale (cela place le cathéter dans l'aorte abdominale).
- Lors de la fixation du cathéter avec la suture, assurez-vous que la suture n'est pas trop serré et occlusion du cathéter.
5. Chirurgie Wrap-up
- Faire un centime à la boucle de taille trimestre dans les cathéters et les placer sur l'intérieur de la jambe (la boucle doit tenir dans la zone qui a été émoussée disséqué plus tôt). Après avoir placé deux cathéters, les sécuriser avec 1-2 points de suture chirurgicale 5,0 dans la couche musculaire.
- Fermer l'incision avec 4,0 Ethilon avec des non-continues Sutures.
- Tourner le rat sur son estomac et une autre boucle dans les cathéters de la taille d'un quart et la place dans la poche disséquée dans le dos. Fermer l'incision avec une suture.
- En utilisant une goutte de Vetbond, sécuriser les cathéters dans le dos.
- Fixer le cathéter à proximité de l'incision avec des pinces hémostatiques retour rembourré et enlever les seringues des extrémités.
- Monter le rat avec une veste de type rouleau, le plafond du cathéters (pour maintenir le verrou héparine), et retirez les pinces hémostatiques rembourré.
- Pour l'entretien à long terme remplacer la solution saline avec un cathéter 20 U / ml d'héparine / salées.
6. Entretien du cathéter (port de gants stériles devraient être portés durant la procédure)
- Fixer le cathéter avec une pince rembourrée.
- Enlevez le bouchon du cathéter.
- Placez une seringue avec une solution à pointe émoussée verrouiller sur le cathéter.
- Desserrer la pince.
- Remplir le cathéter avec la solution de blocage (le volume est pré-DETErmined-typiquement 0,3 ml).
- Fixer le cathéter tandis rinçage pour empêcher tout reflux du sang dans l'extrémité du cathéter et retirer la seringue.
- Remplacer le bouchon du cathéter.
- Desserrer la pince et poussez doucement le bouchon en un peu pour s'assurer qu'aucun sang est à la pointe du cathéter.
7. Prélèvement de sang (port de gants stériles devraient être portés durant la procédure)
Fixer le cathéter avec une pince rembourrée.
- Enlevez le bouchon du cathéter.
- Lentement retirer solution de verrouillage aide d'une seringue à pointe émoussée et le jeter.
- Attacher une seringue d'échantillonnage pour le cathéter et retirer lentement l'échantillon.
- Fixer le cathéter avec une pince rembourrée et le lieu d'une seringue avec une solution de verrouillage sur le cathéter et re-remplir le cathéter avec la solution de verrouillage.
- Fixer le cathéter tout en re-remplissage du cathéter avec la solution.
- Re-insérer la fiche du cathéter.
- Retirer les pinces rembourré et poussez doucement t Il brancher un peu plus loin.
8. La perfusion de médicaments
- Fixer le cathéter avec une pince rembourrée.
- Enlevez le bouchon du cathéter.
- Lentement retirer solution de verrouillage aide d'une seringue à pointe émoussée et le jeter.
- Attacher une seringue remplie de drogue au cathéter et laisser infuser la substance dans l'animal.
- on peut utiliser un robinet 3 voies ainsi que d'un intermédiaire si plusieurs injections sont nécessaires, ce qui nécessite une perfusion moins fluide dans l'animal.
- on peut aussi joindre une pompe à perfusion constante seringue avec un filtre stérile pour perfusions continues.
- Clamp avec une pince rembourrée et le lieu d'une seringue avec une solution de verrouillage sur le cathéter et re-remplir le cathéter avec la solution de verrouillage.
- Fixer le cathéter tout en re-remplissage du cathéter avec la solution.
- Re-insérer la fiche du cathéter.
- Retirer les pinces rembourré et poussez doucement le bouchon dans un peu plus.
- Fixer le cathéter artériel avec une pince rembourrée et enlever le bouchon du cathéter.
- Fixer la ligne artérielle au transducteur de pression.
- Suivez les instructions de fabrication pour utiliser le logiciel pour la collecte de pression artérielle.
- A l'issue de la période de surveillance de la pression artérielle, l'aide de pinces de serrage rembourré le cathéter et se déconnecter du transducteur.
- Rincer le cathéter avec la solution de verrouillage et de remplacer le bouchon du cathéter comme décrit ci-dessus.
10. Les résultats représentatifs
Une mesure de pression sanguine représentant a été prise à partir d'un animal conscient déplaçant librement et est présenté dans la Figure 4. Phényléphrine (3 ug / kg, iv), un alpha 1 agoniste des récepteurs adrénergiques, a été administré dans la veine fémorale en ligne pour augmenter la pression sanguine, tout en mesurant la pression artérielle de l'artère fémorale en ligne. Phentolamine (4 mg / kg, iv),un inhibiteur non sélectif alpha-adrénergiques antagonistes, a ensuite été administré à abaisser la tension artérielle.
Figure 1. Dissection du tissu. Avec le rat sur son dos, vous aurez fait environ un demi-pouce (12 mm) incision sur l'angle de la patte arrière et l'utilisation de ciseaux émoussés ou hémostatiques vous émoussée disséquer les tissus conjonctifs pour exposer l'artère et la veine fémorales.
Figure 2. Séparation de l'artère et la veine fémorales du tissu conjonctif.
Figure 3. Cathéter. L'utilisation de micro-dissection Vanna ciseaux place une petite incision d'environ ¼ de la manière à travers le vaisseau à un angle de 45 degrés (en haut) et le lieu à pointe fine pince dans ee et l'incision en utilisant une autre paire de pinces nourrir le cathéter dans le vaisseau (au milieu). Enfin, à la fin du placement de la sonde de suture le cathéter en place (en bas).
Figure 4. Représentant mesurer la pression artérielle prises à partir d'un animal conscient déplaçant librement.
Discussion
Artérielle et cathétérisme de la veine ont historiquement été utilisés à la fois aiguë et chronique de surveiller la pression artérielle échantillon de sang, et de livrer des substances dans le modèle animal de rats expérimentaux 1-4. Un avantage majeur de ces instrumentations chirurgicales est qu'il permet des procédures de surveillance, y compris la prise de sang l'administration du médicament et de la pression artérielle, qui sera réalisée avec des perturbations minimales et / ou de stress à l'animal 1. De nombreux chercheurs ont écrit des protocoles et des méthodologies spécifiques ont par lequel leur laboratoire effectue la procédure chirurgicale 5-8. La vidéo et des illustrations démontrent que notre laboratoire a trouvé le succès en ce qui concerne l'artère fémorale et à la procédure de cathétérisme veineux.
Les rats sont couramment utilisées en laboratoire pour une multitude d'études scientifiques en raison de leur petite taille et de la commodité de la manipulation. Il ya plusieurs endroits où une maladie chroniquecathéter peut être placé dans un animal, y compris la veine jugulaire, l'aorte abdominale, l'artère carotide et l'artère fémorale, pour n'en nommer que quelques-uns. L'emplacement de rats pour des résultats fémorale cathétérisme chronique dans la longueur accrue de perméabilité du cathéter et avait la récupération la plus rapide du poids des animaux pré-opératoire par rapport aux endroits autre cathéter 9.
De nombreux chercheurs ont utilisé cathéters pour le prélèvement sanguin aiguë ainsi que chronique 1-5,11-13. Dans de nombreuses études de sang tirages multiples sont nécessaires d'un animal et canulation externes / cathétérisme est une méthodologie qui est avantageux en raison de sa non-traumatique la nature, d'ailleurs il peut être fait alors que l'animal est conscient, n'est donc pas limitée par les effets des anesthésiques et aussi les animaux peuvent être librement déplacer 1,10. La meilleure méthode par laquelle pour obtenir des échantillons de sang et de mesurer les hormones de stress chez les rongeurs a été longtemps débattu 6,13. En ce qui concerne pharmacocinétiques studies, le cathétérisme de l'animal permet la recherche des prélèvements sanguins répétés avec retenue minimale lorsque vous utilisez un système de cathéter chroniquement implanté. En outre, des études ont montré une réduction des concentrations basales d'adrénaline, la noradrénaline et la dopamine dans le plasma des rats se déplaçant librement (cathéter jugulaire) par rapport aux animaux qui ont été traitées (30 secondes) et ou bloqués (5 minutes) 14. Une autre méthode permettant de déceler une augmentation du stress est de mesurer les concentrations plasmatiques de corticostérone. Auparavant, il a été suggéré que, même après trois à quatre jours de temps de récupération chirurgicale que les niveaux de corticostérone plasmatique était élevée chez le rat chronique canule 15. Toutefois, les récentes améliorations de la méthodologie ont déterminé qu'il n'y a pas de différences dans les taux plasmatiques de corticostérone de base chez les rats veine jugulaire une canule par rapport aux rats uncannulated 16. En outre, la méthodologie pour l'analyse HPLC corticostérone a également révélé que corticosterun niveaux sont élevés par le stress de retenue, mais stable après cathétérisme jugulaire 16.
Une utilisation supplémentaire de cathétérisme chronique est la mesure de la pression artérielle et fréquence cardiaque chez les rongeurs. Il ya de multiples méthodes qui sont utilisées pour mesurer la pression artérielle et fréquence cardiaque chez le rat, telles que la non-invasive des méthodologies coiffe la queue, les procédures de radiotélémétrie et direct cathéters. Chaque méthode a ses avantages et ses inconvénients, qui sont décrits en détail dans d'autres publications. Indwelling remplie de liquide cathéters peuvent être implantés dans des artères multiples au sein du rat. L'artère fémorale est une artère, mais qui peuvent être utilisées pour cette mesure. Pour les mesures de taux de pression artérielle / coeur, l'extrémité distale du cathéter est relié à un capteur de pression calibrée. Le cathéter peut être logé dans un ressort de protection qui est relié à un pivot pour permettre la libre circulation de l'animal, ou attaché à un bouton de Surgiquement implanté à l'animal. Les sondes à demeure ont l'avantage de minimiser le stress à long terme sur l'animal 17,18. De plus les matériaux sont peu coûteux, l'étalonnage est facile de prendre des mesures de pression et continue à long terme des mesures peuvent être obtenus dans des conditions de stress relativement faible pour de nombreuses semaines 19. Nous serions négligents si nous ne mentionnions pas qu'il ya des inconvénients à cette technique, y compris, il s'agit d'une technique chirurgicale invasive, l'entretien du cathéter est nécessaire pour maintenir la perméabilité, des dommages à l'artère due à l'implantation du cathéter et le potentielle d'infection pour en nommer quelques uns.
Pour les mesures de chronique de la pression artérielle des enregistrements directs chroniquement implantés cathéters artériels sont techniquement plus difficiles mais ils sont plus précis et peut être effectué en continu, sans déranger l'animal. Queue-coiffe des mesures sont moins précises, mais ils ne nécessitent pas de chirurgie et peuvent également être répétéeséd. Queue-coiffe des méthodologies ne nécessitent la manipulation ainsi que le chauffage de l'animal à dilater les vaisseaux de queue pour faciliter la détection de l'impulsion 20. Manipulation et le stress thermique ajoutée peuvent affecter les mesures de pression artérielle, ce qui ne fournissent pas de mesures vraiment précis. Par ailleurs, le non-directe queue coiffe méthode ne permet pas facilement de prélèvement sanguin simultané ou l'administration du médicament.
Une autre méthode par laquelle une mesure directe peut être réalisé en utilisant la méthodologie est télémétrique. Télémétrie permet de haute qualité des enregistrements de la pression artérielle (et d'autres mesures) en continu pendant de longues périodes de temps dans conscients animaux se déplacent librement, sans contrainte ou anesthésiques 18. Cependant, les dispositifs de télémétrie tout idéal sont très coûteux. Par rapport à la télémétrie, des prestations de cathétérisme comprennent: une diminution de "setup" et les coûts opérationnels, la capacité à facilement administrer des médicaments et de prendre facilement des échantillons de sang dans la conscience des animaux se déplacent librement. L'administions de drogues et substances, et l'obtention d'échantillons de sang de l'animal de recherche peut être effectuée pendant minimalement déranger l'animal, réduisant ainsi le stress à l'animal et en permettant une mesure plus précise.
Disclosures
Production et l'accès gratuit de cette vidéo article est sponsorisé par ADInstruments.
Acknowledgments
Les auteurs tiennent à remercier le Dr Andrew King, Ph.D. et Katrina Roi pour la contribution des illustrations. NIH: R00HL087927.
Materials
| Name | Type | Company | Catalog Number | Comments |
| Arterial Catheter | Consumable | SAI Infusion | RFA-01 | |
| Venous Catheter | Consumable | Scientific Commodities Inc. | BB518-20 & BB31785-V/2 | |
| 27g 1/2" Blunt Needle | Equipment | Integrated Dispensing Solutions, Inc. | 9991113 | |
| 23g 1/2" Blunt Needle | Equipment | Integrated Dispensing Solutions, Inc. | 9991109 | |
| PowerLab/8SP | Equipment |  ADInstruments |
ML765 | |
| Quad Bridge | Equipment | ADInstruments |
ML118 | |
| LabChart 7.2 | Software | ADInstruments |
||
| BP Transducer with stopcock & Cable | Equipment | ADInstruments |
MLT844 | |
| Single Channel Swivel | Equipment | Instech Laboratories, Inc | 375/22PS | |
| Single Axis-Counter Balance Swivel Mount | Equipment | Instech Laboratories, Inc | CM375BP | |
| Covance Infusion Harness | Equipment | Instech Laboratories, Inc | CIH105 | |
| Table Top Isoflurane Anesthesia Unit | Equipment | Protech International, Inc. | 61020 | |
| Rodent Anesthesia Mask | Equipment | Protech International, Inc. | RAM-02 | |
| Rodent Induction Chamber | Equipment | Protech International, Inc. | RIC-01 | |
| Anesthesia Gas Filter Canister | Equipment | Protech International, Inc. | 80120 | |
| Tabletop Laminar Flow Hood | Equipment | Sentry Air Systems, Inc. | SS-200-WSL | |
| Oster Golden A5 | Equipment | Oster Professional Products | 78005-140 | |
| Fiber Optic Light with Dual Gooseneck Guide | Equipment | LW Scientific, Inc. | ILL-1502-DGG1 | |
| Deltaphase Isothermal Pad | Equipment | Braintree Scientific, Inc. | 39DP | |
| Cotton-Tipped Applicators | Consumable | Solon Manufacturing Company | 36200 | |
| Gauze Sponges 2"x2" | Consumable | Kendall | 2146 | |
| 5-0 Nylon Suture | Consumable | Ethicon Inc. | 661G | |
| 4-0 Silk Suture | Consumable | Deknatel | 8-S, 136075-0208 | |
| Tissue Adhesive | Consumable | 3M | 1469SB | |
| Splinter & Fixation Forceps | Equipment | George Tiemann & Co. | 160-55 | |
| Student Tissue Forceps | Equipment | Fine Science Tools | 91121-12 | |
| Micro Forceps/Bracken Forceps | Equipment | George Tiemann & Co. | 10-1942 | |
| Extra Fine Graefe Forceps | Equipment | Fine Science Tools | 11152-10 | |
| Olsen-Hegar Needle Holder | Equipment | Fine Science Tools | 12002-12 | |
| Student Halsted-Mosquito Hemostat | Equipment | Fine Science Tools | 91308-12 | |
| Rochester Pean Forcep | Equipment | Biomedical Research Instruments | 31-1640 | |
| Student Surgical Scissors | Equipment | Fine Science Tools | 91402-12 | |
| Dumont Forceps | Equipment | Fine Science Tools | 11251-35 | |
| Micro Dissecting Scissors | Equipment | George Tiemann & Co. | 160-210 | |
| Strabismus Scissors | Equipment | Fine Science Tools | 14075-11 | |
| Hartman Hemostat | Equipment | Fine Science Tools | 13003-10 | |
| Tissue Scissors | Equipment | George Tiemann & Co. | 160-150 | |
| Retractor | Equipment | Custom Made |
References
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