Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

الفخذ قسطرة الشرايين والأوردة لاخذ عينات من الدم ، وإدراكا منها الدواء وضغط الدم وقياسات معدل ضربات القلب

Published: January 24, 2012 doi: 10.3791/3496

Summary

مطلوب في كثير من الأحيان قسطرة الأوعية الدموية المزمنة في الفئران لإدارة المواد ، والحصول على عينة من الدم على مدى فترة من الزمن أو لمباشرة اعية قياس ضغط الدم. سيظهر قسطرة الشرايين الفخذية القياسات الفئران وما يقابلها من ارتفاع ضغط الدم في الحيوانات واعية.

Abstract

في مجالات متعددة من الدراسة ، والوصول إلى نظام الدورة الدموية في الدراسات المخبرية الضرورية. الدراسات الدوائية في الفئران باستخدام القسطرة المزروع مزمنة تصريح الباحث على نحو فعال وإدارة المواد إنسانية ، نفذ المتكررة اخذ عينات من الدم ويساعد في القياسات المباشرة واعية من ضغط الدم ومعدل ضربات القلب. مرة واحدة هو مزروع القسطرة على المدى الطويل من الممكن أخذ العينات. سالكية القسطرة والحياة يعتمد على عوامل متعددة بما في ذلك تأمين الحل المستخدمة ، ونظام التنظيف والمواد القسطرة. وهذا الفيديو لشرح منهجية شريان الفخذ وقسطرة وريدية من الفئران. بالإضافة إلى ذلك في شريط فيديو تثبت استعمال القسطرة الوريدية والشريانية الفخذ لأخذ عينات الدم ، وإدارة المخدرات واستخدام القسطرة الشريانية في أخذ قياسات ضغط الدم ومعدل ضربات القلب في الفئران واعية بحرية الحركة. وهناك حبل وتسخير تعلق على قطب النظام تسمح للحيوان أن يكون حووقد استخدمت وأخذ عينات من قبل الباحث بأقل قدر من الانقطاع للحيوان. للحفاظ على سالكية من القسطرة ، مطلوب الصيانة اليومية حذرا من استخدام القسطرة حل القفل (100 U / مل heparinized المالحة) ، وآلة الأرض حقنة غيض الإبر كليلة واستخدام الفلاتر حقنة للحد من التلوث المحتملة. مع تقنيات جراحية دقيقة العقيم ، ومواد القسطرة السليم والدقيق تقنيات الصيانة القسطرة ، فمن الممكن للحفاظ على براءات الاختراع والقسطرة الحيوانات السليمة لفترات طويلة من الوقت (عدة أسابيع).

Protocol

1. قبل بدء العملية الجراحية

ملاحظة : قبل البدء في أي إجراءات الحيوان التأكد من الحصول على الإذن المناسب من خلال المؤسسة / المنظمة. كما هو الحال مع جميع العمليات الجراحية البقاء على قيد الحياة ، تأكد من أن يتم إجراء الجراحة تحت ظروف معقمة وتستخدم لعلاج الألم والمضادات الحيوية المناسبة اللازمة لتحقيق نتائج ناجحة.

  1. قبل البدء في إجراء قسطرة عن طريق القسطرة تقييم بيغ لهم ملحي معقم لضمان أن تكون البراءة.
  2. تخدير الفئران.
  3. اعداد الفئران لإجراء العمليات الجراحية.
    1. حلق الفراء من مناطق العمليات الجراحية ، والتي تشمل الجزء الخلفي من الرقبة (بين لوحي الكتف) ومنطقة الساق الداخلية.
    2. Betadine به وفرك الايثانول 70 ٪ على التوالي ، فرك المناطق حلق الجراحية بدءا من الوسط وجعل الخارج اكتساح دائرية. كررهذا 3 مرات لكل منطقة ، مع الانتهاء من التطهير النهائي مع الايثانول 70 ٪.
    3. وضع الحيوان على سطح معقمة وثنى مكان معقم فوق مناطق العمليات الجراحية. (استخدام الصحافة ن الختم هو اللف مثالية الجراحية يسمح للمحقق لمراقبة الحيوانات في جميع أنحاء الإجراء.)
  4. ضمان جميع الأدوات الجراحية لعملية جراحية تم تعقيمها.

2. التحضير للمناطق الجراحي لالتنسيب القسطرة

  1. مع الفئران المعرضة للوضع (على بطنه) ، وجعل ما يقرب من نصف بوصة (12 ملم) شق أفقي على الجزء الخلفي من الرقبة على مستوى الكتف مع مقص أو مشرط ، ثم تشريح حادة تحت الجلد "جيب" في الظهر تقريبا في حجم ربع النهائي. وسوف تستخدم هذه كمجال لوضع كمية صغيرة من الأنابيب التي سوف تعوض عن نمو الحيوان و / أو حركة ، لذلك أي أنه ليس على سحب القسطرة وإزالتها من الشريان وبالتالي كان المكاند بوصة (بدلا من ذلك يمكن أن يتم تنفيذ هذه الخطوة على الفور قبل نفق القسطرة).
  2. وضع فأر على ظهرها (موقف ضعيف) ، وإجراء شق في المنطقة الأربية [نصف بوصة تقريبا (12 ملم) شق على طول الزاوية الطبيعية من الساق الخلفية.
  3. تشريح حادة لفصل الأنسجة الضامة (الشكل 1) (يمكن استخدام معلومات سرية حادة مقص ، المرقأة ، مسحات القطن ، الخ) (عادة من خلال عقد المقص الخاص يميل كليلة و / أو مسحات القطن بزاوية 45 درجة هذا يضمن سهولة التطويع وتتعرض هذه المنطقة من الفائدة) حتى شريان الفخذ والوريد.
    1. السياق هو الأحمر الداكن اللون والشريان هو أكثر وضوحا وأكثر إشراقا من الوريد. العصب الذي يمتد على طول الشريان هو في لهجة بيضاء.
  4. تشريح حادة في منطقة الساق لجعل منطقة صغيرة مفتوحة تحت الجلد (جيب ، أي ما يقرب من حجم ربع) على طول الساق من الداخل لوضع مقطع صغير من catheteص (مرة أخرى على أن تأخذ في الاعتبار حركة الحيوان ونمو الحيوان إذا التنسيب المزمن).
  5. ضع الكامشات في منطقة شق بحيث يمكنك عرض كامل في الشريان والوريد.
  6. تلميح باستخدام ملقط غرامة منفصلة بلطف العصب (بيضاء اللون) التي يتم على طول شريان الفخذ بعيدا عن الشرايين والأوردة. (الشكل 2) احرص على عدم قطع أو تلف الأعصاب.
  7. فصل الشرايين والأوردة وحدة واحدة ، في محاولة لتكشف عن ما يقرب من ربع بوصة طول المقطع (مم 5-7) من الشريان / الوريد.
  8. كرر هذه العملية في فصل الوريد من الشريان. إبقاء الصكوك الخاص الجراحية (ملقط أي طرف غرامة) عمودي على السفن وفصل السفن بشكل متواز. هذا يساعد في تجنب تمزيق ، وخز أو إتلاف السفن. عن طريق وضع ملقط غيض غرامة بلطف بين الشريان والوريد من تحت وفتح ببطء ملقط وتكرار هذا ، سوف منفصلة ببطء السفن. ملاحظة : إذا كنت المسيل للدموع أو مراقبة بعضالنزيف استخدام ممسحة قطنية معقمة و / أو 2 × 2 والشاش ، والضغط على مكان المنطقة حتى توقف النزيف ، ثم يستمر مع الجراحة.

3. نفق القسطرة

  1. غارقة المالحة مكان معقم 2 × 2 الشاش على شق وتحويل الحيوان إلى المعدة لها.
  2. وضع الأنشودة روتشستر ملقط (ملقط طويل مستقيم) في شق في الجزء الخلفي الذي كان متخذا وتوجيه ملقط تحت الجلد أسفل الظهر إلى مستوى الوركين [ضمان أشار نصائح من المرقأة أعلى ، (وليس في اتجاه العمود الفقري ) لتجنب اصابة في الحبل الشوكي]. في حوالي المنطقة الورك بدوره غيض مرقئ نحو شق التي تمت في منطقة المحطة ودفع غيض من المرقأة من شق الساق المعدة.
  3. فهم بلطف نهاية القسطرة (وليس النهاية التي سيتم إدراجها في الشريان / الوريد) مع ملقط وبرفق القسطرة من خلال تجويف الذي أدلىوفي نهاية المطاف إلى شق الرقبة.
  4. المكان المناسب إبرة حقنة اضعافها معلومات سرية مليئة الهيبارين يو / 20 مل / المالحة في نهاية القسطرة منها وملء القسطرة (ضمان عدم وجود فقاعات الهواء) مع heparinized / المالحة. مرة أخرى تحقق من أن القسطرة والبراءات وأية أضرار قد حان لالقسطرة. ترك المحاقن التي تعلق على نهاية خطوط قسطرة لضمان عدم وجود هواء قادر على الوصول الى خطوط القسطرة وتحويل الفئران على ظهرها مرة أخرى.

4. ادخال قسطرة في الوريد الفخذي والشريان (الشكل 3)

  1. مكان قطعة مطوية من 4.0 العقيمة الحرير / الصفحات تحت الوريد الفخذي ثم قطع الحرير في نهاية مطوية. وسوف يكون هناك الآن قطعتين من الحرير تحت الوريد. أو بدلا من ذلك ، ضع 2 قطعة من الحرير 4.0 تحت الوريد بشكل فردي.
  2. فصل الحرير التي كنت قد وضعت تحت الوريد ، قطعة واحدة باتجاه المحطة (النهاية القاصية) والآخر في اتجاه الجسم. Tأي رباط فضفاضة على الجانب الأقرب إلى الجسم ، ثم استخدام المرقأة الصغيرة ، فهم الحرير والجذب ولكن لا تدرس تشديد عقدة. سحب قطعة أخرى من الحرير قدر الإمكان نحو الساق (النهاية القاصية) وربطة عنق هذا إلى عقدة الثلاثي ، فهم الحرير مع المرقأة الصغيرة وسحب تدريسها. وسوف تسمح هذه الطريقة لملء الوريد مع الدم ، مما يجعل من الأسهل لجعل شق على أن هناك حاجة لإدخال القسطرة (الخطوة 4).
  3. مكان 1-2 قطرات من يدوكائين على الوريد.
  4. باستخدام مقص تشريح الدقيقة فانا ، وجعل شق صغير في الوريد من خلال ما يقرب من ربع وبزاوية 45 درجة.
  5. مكان جيد يميل ملقط (45 ملقط) في شق واستخدام زوج آخر من ملقط ؛ تغذية بعناية في قسطرة الوريد. فتح بلطف ملقط التي يتم وضعها في الوريد ، وهذا سوف يسمح الباحث لوضع القسطرة الوريدية بلطف تحت ملقط والى الوريد.
  6. عندما يتم إدخال القسطرة تماما (approعاشرا الطول 6-7) (عند إجراء القسطرة يتم وضع علامة على قسطرة لمساعدة الجراح في تحديد متى يتم إدخال القسطرة بالكامل) (وهذا يضع قسطرة وريدية في الوريد الأجوف البطن) ، وتشديد على ربطة الأمامي حول الوريد والقسطرة ، وربط عقدة الثلاثي (تأكد من أنه ليس الاغلاق في الوريد). استخدام الخيط الحرير بالقرب من الساق (ربطة الخلفي) مرة أخرى لتأمين القسطرة (عقدة الثلاثي) وضمان التنسيب. لفت العودة ببطء الحقنة حتى يكون هناك قليلا من الدم وضوحا في القسطرة ، مما يساعد على ضمان أن لا عقدة خياطة ضيق جدا ، وأن القسطرة وظيفية. بعد التدقيق وكساد الغطاس حتى الدم لم تعد مرئية في القسطرة.
    ملاحظة : من الممكن إدراج 2 القسطرة في الوريد الفخذي إذا لزم الأمر.
  7. كرر الخطوات من 9-13 لوضع قسطرة الشريان الفخذي مع الاستثناءات التالية :
    1. ربطة عنق من الحرير أقرب إلى الساق (الخلفي) مع عقدة الثلاثي وسحب تاوght قبل ربط ربطة فضفاض بالقرب من الجسم (الأمامي) قبل اتخاذ شق لوضع القسطرة. سيسمح هذا الشريان لملء مع الدم مما يجعل من الاسهل للقطع. ضمان سحبها خياطة الداني يعلم أن تسد الشريان قبل قطع الشريان. هذا سوف تجنب فقدان الدم عندما يتم قطع.
    2. ادخال القسطرة الشريانية حوالي 5 سم من الشريان الفخذي (وهذا يضع القسطرة في الشريان الأورطي البطني).
    3. عند تأمين القسطرة مع خياطة ، تأكد من خياطة ليست ضيقة جدا والاغلاق القسطرة.

5. الجراحية ختامية

  1. جعل عشرة سنتات إلى حلقة الحجم في الربع القسطرة ومكان في الداخل من الساق (الحلقة ينبغي أن تندرج في المنطقة التي تم تشريح حادة في وقت سابق). بعد وضع كل من القسطرة وآمن لهم 1-2 غرز خياطة جراحية من 5.0 في طبقة العضلات.
  2. إغلاق شق مع 4.0 Ethilon المستمر مع المنظمات غير suturوفاق.
  3. بدوره على المعدة في الفئران ، وجعل آخر حلقة في القسطرة عن حجم ربع ومكان في جيب تشريح في ظهره. وثيق مع خياطة الجرح.
  4. استخدام قطرة من vetbond وتأمين القسطرة في الظهر.
  5. المشبك والقسطرة بالقرب من شق الظهر مع المرقأة مبطن وإزالة المحاقن من الغايات.
  6. تناسب مع الفئران الحبل سترة من نوع ، وكأب والقسطرة (للحفاظ على تأمين الهيبارين) ، وإزالة المرقأة مبطن.

-- على المدى الطويل حل محل صيانة القسطرة المالحة مع الهيبارين يو / 20 مل / المالحة.

6. صيانة القسطرة (يجب ارتداء القفازات المعقمة أثناء إجراء)

  1. المشبك القسطرة مع ملقط مبطن.
  2. إزالة المكونات القسطرة.
  3. مكان حقنة كليل يميل مع حل تلتحم القسطرة.
  4. Unclamp الملقط.
  5. ملء القسطرة مع الحل القفل (وحدة التخزين قبل تتدهورعادة rmined - 0.3 مل).
  6. المشبك القسطرة أثناء التنظيف لمنع أي ارتجاعي الدم في الطرف القسطرة وإزالة المحقنة.
  7. استبدال المكونات القسطرة.
  8. Unclamp الملقط ودفع برفق في سد قليلا لضمان عدم وجود الدم في طرف القسطرة.

7. أخذ عينات الدم (يجب ارتداء القفازات المعقمة أثناء إجراء)

المشبك القسطرة مع ملقط مبطن.

  1. إزالة المكونات القسطرة.
  2. سحب ببطء حل القفل باستخدام حقنة حادة الرؤوس وتجاهل.
  3. نعلق المحاقن أخذ العينات للقسطرة وسحب ببطء العينة.
  4. المشبك القسطرة مع ملقط مبطن ومكان حقنة حل تلتحم مع القسطرة وإعادة ملء القسطرة مع الحل القفل.
  5. المشبك القسطرة حين إعادة ملء القسطرة مع الحل.
  6. إعادة إدراج المكونات القسطرة.
  7. ملقط إزالة مبطن ودفع برفق ر انه سد العجز في مزيد قليلا.

8. تسريب المخدرات

  1. المشبك القسطرة مع ملقط مبطن.
  2. إزالة المكونات القسطرة.
  3. سحب ببطء حل القفل باستخدام حقنة حادة الرؤوس وتجاهل.
  4. نعلق حقنة المخدرات لشغل القسطرة ولبث في جوهر هذا الحيوان.
    • يمكن للمرء استخدام محبس 3 الطريقة فضلا عن وسيط an إذا كانت هناك حاجة الحقن متعددة ، مما يتطلب ضخ السائل إلى أقل من الحيوان.
    • يمكن للمرء أيضا إرفاق حقنة مضخة التسريب المستمر مع مرشح لحقن معقمة المستمر.
  5. المشبك مع ملقط مبطن ومكان حقنة حل تلتحم مع القسطرة وإعادة ملء القسطرة مع الحل القفل.
  6. المشبك القسطرة حين إعادة ملء القسطرة مع الحل.
  7. إعادة إدراج المكونات القسطرة.
  8. ملقط إزالة مبطن ودفع برفق سد العجز في مزيد قليلا.
ه "الدم> 9. الضغط والقلب قيم العينات

  1. المشبك القسطرة الشريانية مع ملقط مبطن وإزالة المكونات القسطرة.
  2. نعلق الخط الشرياني لمحول الضغط.
  3. اتبع تعليمات لتصنيع باستخدام برنامج لضغط الدم جمع.
  4. في ختام فترة مراقبة ضغط الدم ، وذلك باستخدام ملقط المشبك مبطن القسطرة وقطع من محول.
  5. تدفق القسطرة مع الحل قفل واستبدال المكونات القسطرة كما هو موضح أعلاه.

10. ممثل النتائج

وجرى قياس ضغط الدم ممثل من حيوان واعية تتحرك بحرية ويرد في الشكل 4. كانت تدار فينيليفرين (3 ميكروغرام / كغ ، والرابع) ، ومستقبلات ألفا الأدرينالية 1 ناهض ، في خط الوريد الفخذي لزيادة ضغط الدم ، بينما في الوقت نفسه قياس ضغط الدم الشرياني من خط الفخذ. فينتولامين (4 ملغ / كلغ ، والرابع) ،a غير انتقائية ألفا الأدرينالية خصم ، ثم كانت تدار على خفض ضغط الدم.

الشكل 1
الشكل 1. تشريح بلانت من الأنسجة. مع الفئران على ظهره ، وكنت قد قدمت ما يقرب من نصف بوصة (12 ملم) شق على زاوية من الساق الخلفية ، واستخدام مقص حادة أو غير حادة المرقأة سوف تشريح النسيج الضام لفضح شريان الفخذ والوريد.

الشكل 2
الشكل 2. الفصل بين الشريان والوريد الفخذي من النسيج الضام.

الشكل 3
الشكل 3. التنسيب القسطرة. فانا باستخدام مقص تشريح الدقيقة مكان تقريبا من خلال شق صغير السفينة من الطريق ¼ بزاوية 45 درجة (أعلى) ، ومكان جيد يميل إلى ملقط عشرشق ه واستخدام زوج آخر من ملقط تغذية قسطرة في الإناء (وسط). أخيرا ، عند الانتهاء من وضع القسطرة خياطة القسطرة في مكان (القاع).

الشكل 4
الشكل 4. الممثل قياس ضغط الدم مأخوذة من حيوان واعية تتحرك بحرية.

Discussion

تاريخيا قسطرة الشرايين والأوردة المستخدمة لسمية حادة ومزمنة رصد عينة الدم ضغط الدم ، وتسليم المواد في نموذج الفئران حيوانات التجارب 1-4. وهناك فائدة كبيرة من هذه العمليات الجراحية أدوات القياس هو أنه يسمح بإجراء إجراءات الرصد ، بما في ذلك ادارة الدم أخذ عينات المخدرات ، ومراقبة ضغط الدم ، مع الحد الأدنى من الاضطرابات و / أو الإجهاد على الحيوان 1. وقد كتب العديد من البروتوكولات والمحققين ومنهجيات محددة مختبرهم الذي ينفذ عملية جراحية 5-8. الفيديو والرسوم التوضيحية إظهار ما لدينا مختبر وجدت لتكون ناجحة فيما يتعلق الشرياني والوريدي الفخذ إجراء القسطرة.

ويشيع استخدام الفئران في المختبر لعدد وافر من الدراسات العلمية نظرا لصغر حجمها وسهولة في التعامل معها. هناك عدة مواقع حيث مزمنيمكن وضعها داخل القسطرة حيوان ، بما في ذلك حبل الوريد ، الشريان الأورطي في البطن ، والشريان السباتي وشريان الفخذ ، على سبيل المثال لا الحصر. وكان الموقع الفئران الفخذ لنتائج قسطرة المزمن في ازدياد طول سالكية القسطرة وأسرع الانتعاش من وزن الحيوان قبل العمليات الجراحية مقارنة مع المواقع الأخرى 9 القسطرة.

وقد استخدمت العديد من المحققين سكنى القسطرة لأخذ عينات الدم الحاد وكذلك 1-5،11-13 المزمنة. في توجه العديد من الدراسات مطلوبة الدم متعددة من الحيوانات وإقناء ؛ إدخال القنية الخارجية / قسطرة واحدة هي المنهجية التي من المفيد ، نظرا لطبيعة غير مؤلمة والخمسين ؛ وعلاوة على ذلك يمكن القيام به في حين أن الحيوانات واعية ، وبالتالي لا يقتصر من آثار التخدير وأيضا يمكن للحيوان أن تتحرك بحرية 1،10. كانت أفضل طريقة يمكن من خلالها الحصول على عينات من الدم وقياس هرمونات الاجهاد لدى القوارض 6،13 جدل لفترة طويلة. فيما يتعلق ستودي الدوائيةوفاق ، قسطرة للبحوث الحيوانية تصاريح المتكررة اخذ عينات من الدم مع الحد الأدنى من ضبط النفس عند استخدام نظام قسطرة مزروع مزمنة. بالإضافة إلى ذلك ، أظهرت الدراسات انخفاض تركيزات القاعدية الأدرينالين ، النورادرينالين والدوبامين في بلازما الفئران تتحرك بحرية (قسطرة الوريد) بالمقارنة مع الحيوانات التي تم التعامل معها (30 ثانية) وضبط النفس ، أو (5 دقائق) 14. طريقة إضافية يمكن من خلالها تمييز الزيادات في الإجهاد من خلال قياس مستويات البلازما الكورتيزون. واقترح في وقت سابق أنه حتى بعد ثلاثة أو أربعة أيام من أوقات الانتعاش الجراحية التي كانت مرتفعة في مستويات البلازما كورتيزون الفئران مقنى المزمنة 15. ومع ذلك ، فقد قرر التحسينات الأخيرة في المنهجية التي لا توجد اختلافات في مستويات خط الأساس كورتيزون البلازما في الفئران حبل الوريد مقنى مقارنة للفئران uncannulated 16. بالإضافة إلى ذلك ، HPLC منهجية لتحليل وكشف أيضا أن الكورتيزون corticosterone مستويات مرتفعة من الإجهاد ضبط النفس ، ولكن مستقرة بعد القسطرة الوداجي 16.

الاستخدام المزمن إضافية للقسطرة هو قياس ضغط الدم ومعدل ضربات القلب لدى القوارض. هناك العديد من المنهجيات التي تستخدم لقياس ضغط الدم ومعدل ضربات القلب في الفئران ، وهذه تشمل الكفة الذيل غير الغازية منهجيات وإجراءات القياسات اللاسلكية والمباشرة القسطرة سكنى. كل أسلوب له مزاياه وعيوبه ، والتي وصفها بالتفصيل في منشورات أخرى. يمكن زرعها سكنى مملوءة بسائل القسطرة في الشرايين متعددة داخل الفئران. الشريان الفخذي ما هو إلا أحد الشرايين التي يمكن استخدامها لهذا التدبير. تدابير لضغط الدم ومعدلات / قلب ، يتم توصيل نهاية البعيدة للقسطرة لمحول الضغط معايرة. يمكن أن يضم قسطرة في الربيع التي توفر الحماية متصلة قطب للسماح بحرية الحركة للحيوان ، أو تعلق على زر SURGIمزروع أتوماتيكيا للحيوان. القسطرة سكنى لها ميزة تقليل الإجهاد على المدى الطويل على الحيوان 17،18. بالإضافة إلى مواد غير مكلفة ، والمعايرة من السهل اتخاذ تدابير الضغط المستمر والتدابير طويلة الأجل ويمكن الحصول عليها تحت ظروف الضغط المنخفض نسبيا لعدة أسابيع 19. سنكون مقصرين إذا كنا لم يذكر أن هناك عيوب لهذه التقنية ، بما في ذلك ، بل هو أسلوب الغازية جراحيا ، مطلوب صيانة القسطرة للحفاظ على سالكية ، وتلف الشريان نتيجة لزرع القسطرة و المحتملة للعدوى على سبيل المثال لا الحصر.

لاتخاذ تدابير المزمنة التسجيلات ضغط الدم مباشرة من القسطرة الشريانية مزمن مزروع أكثر تحديا تقنيا ولكنها أكثر دقة ويمكن أن يتم من دون إزعاج مستمر الحيوان. الذيل الكفة القياسات أقل دقة ، إلا أنها لا تتطلب عملية جراحية ، ويمكن أيضا أن أكررأد. الذيل الكفة منهجيات لا تتطلب معالجة ، وكذلك التدفئة من الحيوان إلى تمدد في الأوعية الذيل لتسهيل الكشف عن نبض 20. يمكن التعامل مع الحرارة والضغط واضاف تؤثر قياسات ضغط الدم ، وبالتالي لا توفر مقاييس دقيقة حقا. وعلاوة على ذلك ، وعدم مباشرة الذيل الكفة الأسلوب لا تسمح سهلة اخذ عينات من الدم في وقت واحد أو إدارة المخدرات.

طريقة إضافية يمكن من خلالها قياس تحقيق المباشر باستخدام منهجية القياس عن بعد. القياس عن بعد يسمح عالية الجودة تسجيلات لضغط الدم (والتدابير الأخرى) بشكل مستمر لفترات طويلة من الزمن في الحيوانات واعية تتحرك بحرية دون قيد أو التخدير 18. ومع ذلك ، وأجهزة القياس عن بعد بينما المثالية هي مكلفة جدا. بالمقارنة مع القياس عن بعد ، واستحقاقات قسطرة ما يلي : انخفض "الإعداد" والتكاليف التشغيلية ، والقدرة على إدارة المخدرات بسهولة وسهولة أخذ عينات الدم في الحيوانات واعية تتحرك بحرية. وadministratويمكن القيام ايون المخدرات والمؤثرات ، والحصول على عينات دم من الحيوانات المزعجة البحوث بينما الحد الأدنى من الحيوان ، وبالتالي تقليل الإجهاد على الحيوان ، والسماح لقياس أكثر دقة.

Disclosures

وترعى الإنتاج وحرية الوصول من هذه المادة عن طريق الفيديو ADInstruments.

Acknowledgments

الكتاب نود أن ننوه الدكتور أندرو الملك ، والملك دكتوراه كاترينا للمساهمة في الرسوم التوضيحية. منحة المعاهد الوطنية للصحة : R00HL087927.

Materials

Name Type Company Catalog Number Comments
Arterial Catheter Consumable SAI Infusion RFA-01
Venous Catheter Consumable Scientific Commodities Inc. BB518-20 & BB31785-V/2
27g 1/2" Blunt Needle Equipment Integrated Dispensing Solutions, Inc. 9991113
23g 1/2" Blunt Needle Equipment Integrated Dispensing Solutions, Inc. 9991109
PowerLab/8SP Equipment ADInstruments ML765
Quad Bridge Equipment ADInstruments ML118
LabChart 7.2 Software ADInstruments
BP Transducer with stopcock & Cable Equipment ADInstruments MLT844
Single Channel Swivel Equipment Instech Laboratories, Inc 375/22PS
Single Axis-Counter Balance Swivel Mount Equipment Instech Laboratories, Inc CM375BP
Covance Infusion Harness Equipment Instech Laboratories, Inc CIH105
Table Top Isoflurane Anesthesia Unit Equipment Protech International, Inc. 61020
Rodent Anesthesia Mask Equipment Protech International, Inc. RAM-02
Rodent Induction Chamber Equipment Protech International, Inc. RIC-01
Anesthesia Gas Filter Canister Equipment Protech International, Inc. 80120
Tabletop Laminar Flow Hood Equipment Sentry Air Systems, Inc. SS-200-WSL
Oster Golden A5 Equipment Oster Professional Products 78005-140
Fiber Optic Light with Dual Gooseneck Guide Equipment LW Scientific, Inc. ILL-1502-DGG1
Deltaphase Isothermal Pad Equipment Braintree Scientific, Inc. 39DP
Cotton-Tipped Applicators Consumable Solon Manufacturing Company 36200
Gauze Sponges 2"x2" Consumable Kendall 2146
5-0 Nylon Suture Consumable Ethicon Inc. 661G
4-0 Silk Suture Consumable Deknatel 8-S, 136075-0208
Tissue Adhesive Consumable 3M 1469SB
Splinter & Fixation Forceps Equipment George Tiemann & Co. 160-55
Student Tissue Forceps Equipment Fine Science Tools 91121-12
Micro Forceps/Bracken Forceps Equipment George Tiemann & Co. 10-1942
Extra Fine Graefe Forceps Equipment Fine Science Tools 11152-10
Olsen-Hegar Needle Holder Equipment Fine Science Tools 12002-12
Student Halsted-Mosquito Hemostat Equipment Fine Science Tools 91308-12
Rochester Pean Forcep Equipment Biomedical Research Instruments 31-1640
Student Surgical Scissors Equipment Fine Science Tools 91402-12
Dumont Forceps Equipment Fine Science Tools 11251-35
Micro Dissecting Scissors Equipment George Tiemann & Co. 160-210
Strabismus Scissors Equipment Fine Science Tools 14075-11
Hartman Hemostat Equipment Fine Science Tools 13003-10
Tissue Scissors Equipment George Tiemann & Co. 160-150
Retractor Equipment Custom Made

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Tabata, Y., Chang, T. M. Intermittent vascular access for extracorporeal circulation in conscious rats: a new technique. Artif. Organs. 6, 213-215 (1982).
  2. Chester, J. F., Weitzman, S. A., Malt, R. A. Implantable device for drug delivery and blood sampling in the rat. J. Appl. Physiol. 59, 1665-1666 (1985).
  3. Koeslag, D., Humphreys, A. S., Russell, J. C. A technique for long-term venous cannulation in rats. J. Appl. Physiol. 57, 1594-1596 (1984).
  4. Hall, R. I., Ross, L. H., Bozovic, M., Grant, J. P. A simple method of obtaining repeated venous blood samples from the conscious rat. J. Surg. Res. 36, 92-95 (1984).
  5. Burt, M. E., Arbeit, J., Brennan, M. F. Chronic arterial and venous access in the unrestrained rat. Am. J. Physiol. 238, H599-H603 (1980).
  6. Cocchetto, D. M., Bjornsson, T. D. Methods for vascular access and collection of body fluids from the laboratory rat. J. Pharm. Sci. 72, 465-492 (1983).
  7. Rigalli, A., E, D. L. V. Experimental surgical models in the laboratory rat. CRC Press. New York. (2009).
  8. Waynforth, H. B. F.P.A. Experimental and surgical tehcnique in the rat. Elsevier Academic Press. Burlington. (2007).
  9. Yoburn, B. C., Morales, R., Inturrisi, C. E. Chronic vascular catheterization in the rat: comparison of three techniques. Physiol. Behav. 33, 89-94 (1984).
  10. Staub, J. F., Coutris, G. A technique for multiple, high-rate blood samplings via an external cannula in rats. J. Appl. Physiol. 46, 197-199 (1979).
  11. Steffens, A. B. A method for frequent sampling of blood and continuous infusion of fluids in the rat without disturbing the animal. Physiol. Behav. 4, 833-836 (1969).
  12. Thrivikraman, K. V., Huot, R. L., Plotsky, P. M. Jugular vein catheterization for repeated blood sampling in the unrestrained conscious rat. Brain. Res. Brain. Res. Protoc. 10, 84-94 (2002).
  13. Vahl, T. P. Comparative analysis of ACTH and corticosterone sampling methods in rats. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 289, E823-E828 (2005).
  14. Buhler, H. U., da Prada, M., Haefely, W., Picotti, G. B. Plasma adrenaline, noradrenaline and dopamine in man and different animal species. J. Physiol. 276, 311-320 (1978).
  15. Fagin, K. D., Shinsako, J., Dallman, M. F. Effects of housing and chronic cannulation on plasma ACTH and corticosterone in the rat. Am. J. Physiol. 245, E515-E520 (1983).
  16. Ling, S., Jamali, F. Effect of cannulation surgery and restraint stress on the plasma corticosterone concentration in the rat: application of an improved corticosterone HPLC assay. J. Pharm. Pharm. Sci. 6, 246-251 (2003).
  17. Fink, G. D., Bryan, W. J., Mann, M., Osborn, J., Werber, A. Continuous blood pressure measurement in rats with aortic baroreceptor deafferentation. Am. J. Physiol. 241, H268-H272 (1981).
  18. Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Antic, V., Schnyder-Candrian, S., Montani, J. P. Direct and indirect methods used to study arterial blood pressure. J. Pharmacol. Toxicol Methods. 44, 361-373 (2000).
  19. Wang, J., Tempini, A., Schnyder, B., Montani, J. P. Regulation of blood pressure during long-term ouabain infusion in Long-Evans rats. Am. J. Hypertens. 12, 423-426 (1999).
  20. Bunag, R. D. Facts and fallacies about measuring blood pressure in rats. Clin. Exp. Hypertens. A. 5, 1659-1681 (1983).
الفخذ قسطرة الشرايين والأوردة لاخذ عينات من الدم ، وإدراكا منها الدواء وضغط الدم وقياسات معدل ضربات القلب
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements. J. Vis. Exp. (59), e3496, doi:10.3791/3496 (2012).More

Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements. J. Vis. Exp. (59), e3496, doi:10.3791/3496 (2012).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter