Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Femoral arterielle og venøse Kateterisering for blodprøvetaking, Drug Administration og bevisst blodtrykk og hjertefrekvens målinger

Published: January 24, 2012 doi: 10.3791/3496

Summary

Kronisk kateterisering av blodkar i rotte er ofte nødvendig for administrasjon av stoffer, innhente blodprøve over en periode eller for direkte bevisst blodtrykksmålinger. Femoral arteriell kateterisering av rotte og tilsvarende målinger av blodtrykket i bevisst dyret vil bli demonstrert.

Abstract

I flere fagfelt, adgang til sirkulasjonssystemet i laboratoriestudier er nødvendig. Farmakologiske studier på rotter med kronisk implantert katetre tillater forsker å effektivt og humant administrere stoffer, utføre gjentatte blodprøvetaking og bistår i bevisst direkte målinger av blodtrykk og hjertefrekvens. Når kateteret er implantert langsiktig sampling er mulig. Patency og kateter liv avhenger av flere faktorer, blant annet låsen løsningen brukes, flushing diett og kateter materiale. Denne videoen vil demonstrere metodikk lårarterie og venøs kateterisering av rotte. I tillegg videoen vil demonstrere bruken av femoral venøse og arterielle katetre for blodprøvetaking, narkotika administrasjon og bruk av arteriekateter i å ta målinger av blodtrykk og puls i en bevisst fritt bevegelige rotter. En snor og sele festet til en svivel system vil tillate at dyret kan hobrukt og har prøver tatt av forskeren med et minimalt avbrudd for dyret. For å opprettholde patency av kateteret, er forsiktig daglig vedlikehold av kateteret nødvendig med lock-løsning (100 U / ml heparinisert saltvann), maskin-bakken butt tupp sprøyte nåler og bruk av sprøyte filtrene til å minimere potensiell forurensning. Med forsiktig aseptisk kirurgiske teknikker, riktig kateter materialer og forsiktig kateter vedlikehold teknikker, er det mulig å opprettholde patent katetre og friske dyr over lengre tid (flere uker).

Protocol

1. Før Starte Kirurgisk prosedyre

Merk: Før du begynner på et dyr prosedyrer sikre at du har fått nødvendig tillatelse gjennom din institusjon / organisasjon. Som med alle overlevelse surgeries, sørg for at operasjonen er utført under sterile forhold og de aktuelle smertestillende medisiner og antibiotika trengs er brukt for et vellykket resultat.

  1. Før du begynner kateterisering prosedyren vurdere kateter ved å skylle dem med sterilt saltvann for å sikre at de er patent.
  2. Anesthetize rotte.
  3. Klargjør rotte for den kirurgiske prosedyren.
    1. Shave pelsen fra det kirurgiske områder, som inkluderer baksiden av halsen (mellom skulderbladene) og den indre beinet regionen.
    2. Bruk Betadine og en 70% etanol skrubbe henholdsvis skrubb barbert kirurgiske regionene som starter i midten og gjør en sirkulær feie utover. Gjentadette 3 ganger for hver region, etterbehandling med en endelig rensing med 70% etanol.
    3. Plasser dyret på en steril overflate og legg sterile drapere over kirurgiske områder. (Bruken av Press-n-Seal er en ideell kirurgisk drapering slik at etterforsker for å overvåke dyret hele prosedyren.)
  4. Sørg for at alle kirurgiske verktøy for den kirurgiske prosedyren er blitt sterilisert.

2. Utarbeidelse av kirurgisk Områder for innsetting av kateter

  1. Med rotte ligge utsatt (på magen), gjør ca ½ tomme (12 mm) horisontalt snitt på baksiden av halsen på nivået av skulderbladene med saks eller en skalpell, deretter sløv dissekere en subkutan "lomme" i ryggen omtrent på størrelse med et kvartal. Dette vil bli brukt som et område for å plassere en liten mengde rør som vil kompensere for dyr vekst og / eller bevegelse, dvs. slik at kateteret ikke er trukket på og dermed fjernet fra arterien det var plassd i. (Alternativt dette trinnet kan utføres umiddelbart før tunneling kateteret.)
  2. Plasser rotte på ryggen (liggende stilling) og lage et snitt i inguinal området [omtrentlige ½ tommer (12 mm) snitt langs den naturlige vinkelen på bakben.
  3. Blunt dissekere å skille bindevev (figur 1) (kan bruke sløv-spiss saks, hemostats, bomullspinner, etc.) (typisk ved å holde sløv tippet saks og / eller bomullspinner i en 45 graders vinkel dette sikrer enklere lokalisering av regionen av interesse) inntil femoral arterie og vene er utsatt.
    1. Venen er mørk rød på farge og arterien blir klarere og klarere enn venen. Den nerven som går langs arterien er hvitaktig i tone.
  4. Blunt dissekere i leggen regionen for å lage en liten åpen område under huden (dvs. lomme, omtrent på størrelse med en fjerdedel) langs innsiden av leggen for plassering av en liten del av catheter (igjen for å ta hensyn til dyrs bevegelse og vekst av dyret hvis kronisk plassering).
  5. Plasser haker i snitt området slik at du fullt ut kan se arterie og vene.
  6. Bruk fin spiss tang forsiktig skille nerve (hvitaktig i farge) som er langs lårarterie bort fra arterie og vene. (Figur 2) Vær nøye med å ikke skjære eller skade nerve.
  7. Skill arterie og vene som en enhet, prøver å avsløre en ca ¼ tomme (5-7 mm) lengde delen av arterie / vene.
  8. Gjenta prosessen i å skille venen fra arterien. Hold kirurgiske instrumenter (dvs. fin spiss tang) vinkelrett på fartøy og skille fartøy i parallell. Dette bidrar til å unngå å rive, prikking eller skade skipene. Ved å plassere den fine tuppen pinsett forsiktig mellom arterien og venen fra undersiden og sakte åpne pinsett og gjenta dette, vil du sakte skille fartøy. Merk: Hvis du gjør tåre eller observere noenblødning bruke en steril bomullspinne og / eller 2 x 2 gasbind og legg press på området inntil blødningen har stoppet, og deretter fortsette med operasjonen.

3. Tunneling kateteret

  1. Plasser sterilt saltvann gjennomvåt 2 x 2 gasbind over snittet og slå dyret til magen sin.
  2. Plasser Rochester Pean pinsett (lang rett tang) i snitt på baksiden som ble gjort tidligere og veilede tang subkutant nedover tilbake til nivået av hoftene [sikre tips av hemostats er pekte opp, (ikke mot ryggraden ) for å unngå skade på ryggmargen]. Omtrent på hip-regionen snu hemostat spissen mot snittet som ble gjort i beinet regionen og presse spissen av hemostats ut av den tilberedte beinet snitt.
  3. Ta forsiktig tak i enden av kateter (ikke slutten som vil bli satt inn i arterie / vene) med pinsett og dra forsiktig kateter gjennom hulrom som ble gjortog til slutt ut halsen snitt.
  4. Plasser den aktuelle avstumpet-tip nål sprøyte fylt med 20 U / ml Heparin / saltvann på enden av de respektive kateter og fyll katetere (sikre at det ikke er luftbobler) med heparinisert / saltvann. Igjen sjekke at katetre er patent og ingen skade har kommet til kateter. La sprøyter festet til enden av kateteret linjer for å sikre at ingen luft kan komme inn kateteret linjene og ta rotta på ryggen igjen.

Fire. Innsetting av kateter inn i Femoral Vein og arteria (figur 3)

  1. Plasser en foldet stykke steril 4,0 silke / tråden under femoral vein, og deretter kutte silke på brettet slutten. Det vil nå være to stykker av silke under vein. Eller alternativt, plasserer 2 stk 4,0 silke under vein individuelt.
  2. Skill silke som du plassert under venen, ett stykke mot leggen (distal ende) og den andre mot kroppen. Tdvs en løs ligatur på siden nærmest kroppen, deretter bruke små hemostats, ta tak i silke og trekker lært men ikke stram knute. Trekk den andre delen av silke så langt som mulig mot leggen (distal ende) og knytte dette til en trippel knute, ta tak i silke med små hemostats og trekk læres. Denne metoden vil tillate venen til å fylles med blod, noe som gjør det lettere å gjøre det snittet som kreves for å sette inn kateter (trinn 4).
  3. Sett 1-2 dråper av lidokain på vein.
  4. Bruke Vanna mikro-dissekere saks, gjør et lite snitt i venen ca ¼ gjennom og i 45 graders vinkel.
  5. Plasser fine-tipped tang (45 tang) i snitt og bruke en annen pinsett, nøye fôr i venen kateteret. Forsiktig åpne pinsett som er plassert i venen, da dette vil gi forskeren å forsiktig plassere venekateter under tang og inn i venen.
  6. Når kateteret er satt helt inn (hensiktsx. 6-7 cm) (når gjør kateteret et merke er plassert på kateteret for å assistere kirurgen i å identifisere når kateteret er satt helt inn) (dette plasserer venekateter i buk vena cava), stram anterior ligaturen rundt venen og kateter, knytte en trippel knute (sikre at det ikke er tilstoppes venen). Bruk silke sutur nær leggen (posterior ligatur) å igjen sikre kateter (triple knop) og sikre plassering. Sakte trekke tilbake sprøyten til det er litt blod synlig i kateter, som bidrar til å sikre at sutur knop ikke er for stramme og at kateteret er funksjonell. Etter å sjekke, trykk ned stempelet til blodet ikke lenger er synlig i kateteret.
    Merk: Det er mulig å sette inn to kateter inn i femoral vein hvis nødvendig.
  7. Gjenta trinn 9-13 for å plassere en lårarterie kateter med følgende unntak:
    1. Tie den silke nærmest beinet (posterior) med en trippel knop og dra tauGHT før binde løs ligaturen nær kroppen (anterior) før du foretar snittet for kateteret plassering. Dette vil tillate arterien å fylles med blod å gjøre det enklere å kutte. Sørg for at proksimale sutur trekkes lært å occlude arterien før kutte arterien. Dette vil unngå blodtap når kuttet er gjort.
    2. Sett arteriekateter ca 5 cm fra lårarterie (dette setter kateter i abdominal aorta).
    3. Når sikre kateteret med sutur, sørg for at sutur ikke er for stram og tilstoppes kateteret.

5. Kirurgisk Wrap-up

  1. Foreta en krone til kvartal størrelse loop i katetre og plasser på innsiden av benet (løkken skal passe i området som var sløv dissekert tidligere). Etter å ha plassert både katetre, sikre dem med 1-2 sting of 5.0 kirurgisk sutur i muskelen lag.
  2. Lukk snittet med 4,0 Ethilon med ikke-kontinuerlig sutures.
  3. Snu rotte på magen sin og foreta en ny løkke i katetre omtrent på størrelse med en fjerdedel og plass i lommen dissekert i ryggen. Lukk snittet med sutur.
  4. Ved hjelp av en dråpe vetbond, sikre kateter i ryggen.
  5. Klem kateter nær ryggen snitt med polstret hemostats og fjern sprøytene fra endene.
  6. Monter rotte med en tjor-type jakke, lue kateter (for å opprettholde heparin lås), og fjern polstrede hemostats.

- For langsiktig vedlikehold erstatte kateter saltløsning med 20 U / ml heparin / saltvann.

Seks. Vedlikehold av kateter (Sterile hansker skal brukes under prosedyren)

  1. Clamp kateteret med polstret tang.
  2. Fjern kateteret pluggen.
  3. Plasser en stump tippet sprøyte med lås løsning på kateteret.
  4. Unclamp på tang.
  5. Fyll kateteret med låsen løsningen (volumet er pre-Determined-typisk 0,3 ml).
  6. Klem kateteret mens spyling for å forhindre tilbakestrømning av blod inn i kateterspissen og fjern sprøyten.
  7. Bytt kateteret pluggen.
  8. Unclamp det pinsett og skyv pluggen i litt for å sikre at ingen blod er i spissen av kateteret.

7. Blood Sampling (Sterile hansker skal brukes under prosedyren)

Clamp kateteret med polstret tang.

  1. Fjern kateteret pluggen.
  2. Sakte trekke lock-løsning med en butt spiss sprøyte og kast.
  3. Fest prøvetaking sprøyten til kateteret og sakte trekke prøven.
  4. Clamp kateteret med polstret tang og plasser en sprøyte med lås løsning på kateteret og re-fill kateteret med låsen løsningen.
  5. Klem kateteret mens re-fylling kateteret med løsningen.
  6. Sett inn kateteret pluggen.
  7. Fjern polstret pinsett og trykk forsiktig t han plugg i litt lenger.

8. Drug Infusion

  1. Clamp kateteret med polstret tang.
  2. Fjern kateteret pluggen.
  3. Sakte trekke lock-løsning med en butt spiss sprøyte og kast.
  4. Fest stoffet sprøyte til kateteret og sette mot stoffet i dyret.
    • man kan bruke en 3 veis stoppekran samt et mellomliggende hvis flere injeksjoner er nødvendig, og dermed krever mindre væske infusjon i dyret.
    • Man kan også legge ved en konstant infusjon sprøytepumpe med en steril filter for kontinuerlige infusjoner.
  5. Clamp med polstret tang og plasser en sprøyte med lås løsning på kateteret og re-fill kateteret med låsen løsningen.
  6. Klem kateteret mens re-fylling kateteret med løsningen.
  7. Sett inn kateteret pluggen.
  8. Fjern polstret pinsett og skyv pluggen i litt lenger.
e "> 9. blodtrykk og hjertefrekvens Sampling

  1. Klem arteriekateter med polstret pinsett og fjerne kateteret pluggen.
  2. Fest arterielle linje til trykkmåleomformer.
  3. Følg produserer instruksjoner for bruk av programvare for blodtrykket samlingen.
  4. Ved avslutningen av blodtrykket overvåking periode, bruker polstret tang klemme kateteret og koble fra svingeren.
  5. Skyll kateteret med låsen løsningen og erstatte kateteret pluggen som beskrevet ovenfor.

10. Representant Resultater

En representant blodtrykk tiltaket var hentet fra en bevisst fritt bevegelige dyr og er presentert i Figur 4. Fenylefrin (3 ug / kg, iv), en alfa 1 adrenerge reseptor agonist, ble administrert i femoral vein linje for å øke blodtrykket, og samtidig måle blodtrykk fra femoral arterielle linjen. Phentolamine (4 mg / kg, iv),en ikke-selektive alfa-adrenerge antagonist, ble deretter gitt til lavere blodtrykk.

Figur 1
Figur 1. Blunt disseksjon av vev. Med rotte på ryggen, vil du ha gjort omtrent en ½ tommers (12 mm) snitt på vinkelen på bakben og bruke sløv saks eller hemostats du vil sløv dissekere bindevevet å avdekke femoral arterie og vene.

Figur 2
Figur 2. Separation of femoral arterie og vene fra bindevev.

Figur 3
Figur 3. Kateter plassering. Ved hjelp av Vanna mikro-dissecting saks plassere et lite snitt ca ¼ av veien gjennom fartøyet i en 45 graders vinkel (øverst) og plasser fin-tipped tang inn the snitt og bruke en annen pinsett mate kateter inn i skipet (i midten). Til slutt, ved gjennomføring av plassering av kateter sutur kateteret på plass (nederst).

Figur 4
Figur 4. Representative blodtrykk måle tatt fra en bevisst fritt bevegelige dyr.

Discussion

Arterielle og vene kateterisering har historisk blitt brukt til både akutt og kronisk overvåke blodtrykk, smake blod og levere stoffer i eksperimentelle rotter dyremodell 1-4. En stor fordel med disse kirurgiske besetninger er at det tillater overvåking prosedyrer, inkludert blodprøvetaking, narkotika administrasjon og blodtrykket overvåking, skal utføres med minimal forstyrrelse og / eller stress til dyret 1. Tallrike forskere har skrevet protokoller og har spesifikke metoder som deres Laboratoriet utfører den kirurgiske prosedyren 5-8. Videoen og illustrasjoner vise hva vårt laboratorium har funnet å være vellykket med hensyn til femoral arterielle og venøse kateterisering prosedyre.

Rotter blir ofte brukt i laboratoriet for en rekke vitenskapelige studier på grunn av sin lille størrelse og bekvemmelighet i håndtering. Det er flere steder hvor en kroniskkateter kan plasseres innenfor et dyr, inkludert vena jugularis, abdominal aorta, carotisar og lårarterie, for å nevne noen. Rotte femoral sted for kronisk kateterisering resulterer i økt lengde av kateter patency og hadde den raskeste gjenvinning av pre-kirurgisk dyr vekt i forhold til andre kateter steder 9.

Tallrike forskere har brukt inneliggende kateter for akutte så vel som kronisk blodprøvetaking 1-5,11-13. I mange studier flere blod trekker kreves av et dyr og eksterne cannulation / kateterisering er en metodikk som er en fordel på grunn av sin ikke-traumatisk natur, dessuten kan det gjøres mens dyret er ved bevissthet, og dermed er ikke begrenset av effekten av anestetika og også dyret kan fritt bevege 1,10. Den beste metoden som å skaffe blodprøver og måle stresshormoner hos gnagere har vært lenge debattert 6,13. Med hensyn til farmakokinetiske Studies, tillater catheterization av forskningen dyret gjentatte blodprøver med minimal tilbakeholdenhet ved bruk av en kronisk implantert kateter system. I tillegg har studier vist redusert basal konsentrasjoner av adrenalin, noradrenalin og dopamin i plasma av fritt bevegelige rotter (jugulare kateter) sammenlignet med dyr som har blitt håndtert (30 sekunder) og eller tilbakeholdne (5 minutter) 14. En ekstra metoden som å skjelne økning i stress er ved å måle plasma Corticosterone nivåer. Tidligere ble det antydet at selv etter tre til fire dager av kirurgisk utvinning ganger at plasma Corticosterone nivåer ble forhøyet i kroniske cannulated rotte 15. Imidlertid har de siste forbedringer i metodikk fastslått at det ikke er noen forskjeller i baseline plasma Corticosterone nivåer i vena jugularis cannulated rotter sammenlignet med uncannulated rotter 16 år. I tillegg HPLC metode for Corticosterone analyse viser også at corticosteren nivåer er forhøyet ved tilbakeholdenhet stresset, men stabil etter jugulare kateterisering 16.

En ytterligere bruk av kronisk catheterization er måling av blodtrykk og puls hos gnagere. Det finnes flere metoder som benyttes for å måle blodtrykk og puls hos rotter, og disse inkluderer ikke-invasive hale cuff metoder, radiotelemetry prosedyrer og direkte inneliggende katetre. Hver metode har sine fordeler og ulemper som er beskrevet i detalj i andre publikasjoner. Inneliggende væskefylte katetre kan implanteres i flere arterier i rotte. Den lårarterie er, men en arterie som kan brukes for dette tiltaket. For blodtrykk / puls tiltak, er den distale enden av kateteret kobles til en kalibrert trykkmåleomformer. Kateteret kan bli plassert i en beskyttende våren som er koblet til en svivel å tillate fri bevegelse av dyr, eller festet til en knapp oganistisk implantert til dyret. Inneliggende katetre har fordelen av å minimere den langsiktige belastningen på dyret 17,18. I tillegg materialene er billig, er kalibrering enkelt for press tiltak og kontinuerlig langsiktige tiltak kan fås under forhold med relativt lavt stress for mange uker 19. Vi ville være sannferdig om vi ikke nevne at det finnes ulemper til denne teknikken, blant annet, er det en kirurgisk invasiv teknikk, er vedlikehold av kateteret som kreves for å opprettholde patency, skade arterien grunn av implantasjon av kateteret og potensial av smitte for å nevne noen.

For kroniske tiltak av blodtrykket direkte opptak fra kronisk-implantert arteriell katetre er mer teknisk utfordrende, men er mer nøyaktig og kan gjøres fortløpende uten å forstyrre dyret. Tail-cuff målingene er mindre nøyaktige, men de ikke krever kirurgi og kan også gjentaed. Tail-cuff metoder krever håndtering samt oppvarming av dyret å strekke halen fartøyene til rette for påvisning av pulsen 20. Håndtering og den ekstra varmen stress kan påvirke blodtrykket målinger, og dermed ikke å gi helt nøyaktige mål. Dessuten gjør den ikke-direkte tail-cuff metoden ikke tillater lett samtidig blodprøvetaking eller narkotika administrasjon.

En ekstra metoden som direkte mål kan oppnås er å bruke telemetrisk metodikk. Telemetri muliggjør høykvalitets opptak av blodtrykk (og andre tiltak) kontinuerlig i lange perioder i bevisst fritt bevegelige dyr uten tvang eller anestetika 18 år. Men, telemetri enheter mens ideelle er svært kostbare. Sammenlignet med telemetri, kateterisering fordeler inkluderer: redusert "setup" og operasjonelle kostnader, muligheten til å lett administrere medisiner og enkelt ta blodprøver i bevisst fritt bevegelige dyr. Den administration av legemidler og stoffer, og innhenting av blodprøver fra forskningen dyret kan gjøres mens minimalt forstyrrende dyret, og dermed minimere stress til dyret og åpner for et mer nøyaktig mål.

Disclosures

Produksjon og fri tilgang i denne video-artikkelen er sponset av ADInstruments.

Acknowledgments

Forfatterne ønsker å erkjenne Dr. Andrew King, PhD og Katrina King for bidraget av illustrasjonene. NIH stipend: R00HL087927.

Materials

Name Type Company Catalog Number Comments
Arterial Catheter Consumable SAI Infusion RFA-01
Venous Catheter Consumable Scientific Commodities Inc. BB518-20 & BB31785-V/2
27g 1/2" Blunt Needle Equipment Integrated Dispensing Solutions, Inc. 9991113
23g 1/2" Blunt Needle Equipment Integrated Dispensing Solutions, Inc. 9991109
PowerLab/8SP Equipment ADInstruments ML765
Quad Bridge Equipment ADInstruments ML118
LabChart 7.2 Software ADInstruments
BP Transducer with stopcock & Cable Equipment ADInstruments MLT844
Single Channel Swivel Equipment Instech Laboratories, Inc 375/22PS
Single Axis-Counter Balance Swivel Mount Equipment Instech Laboratories, Inc CM375BP
Covance Infusion Harness Equipment Instech Laboratories, Inc CIH105
Table Top Isoflurane Anesthesia Unit Equipment Protech International, Inc. 61020
Rodent Anesthesia Mask Equipment Protech International, Inc. RAM-02
Rodent Induction Chamber Equipment Protech International, Inc. RIC-01
Anesthesia Gas Filter Canister Equipment Protech International, Inc. 80120
Tabletop Laminar Flow Hood Equipment Sentry Air Systems, Inc. SS-200-WSL
Oster Golden A5 Equipment Oster Professional Products 78005-140
Fiber Optic Light with Dual Gooseneck Guide Equipment LW Scientific, Inc. ILL-1502-DGG1
Deltaphase Isothermal Pad Equipment Braintree Scientific, Inc. 39DP
Cotton-Tipped Applicators Consumable Solon Manufacturing Company 36200
Gauze Sponges 2"x2" Consumable Kendall 2146
5-0 Nylon Suture Consumable Ethicon Inc. 661G
4-0 Silk Suture Consumable Deknatel 8-S, 136075-0208
Tissue Adhesive Consumable 3M 1469SB
Splinter & Fixation Forceps Equipment George Tiemann & Co. 160-55
Student Tissue Forceps Equipment Fine Science Tools 91121-12
Micro Forceps/Bracken Forceps Equipment George Tiemann & Co. 10-1942
Extra Fine Graefe Forceps Equipment Fine Science Tools 11152-10
Olsen-Hegar Needle Holder Equipment Fine Science Tools 12002-12
Student Halsted-Mosquito Hemostat Equipment Fine Science Tools 91308-12
Rochester Pean Forcep Equipment Biomedical Research Instruments 31-1640
Student Surgical Scissors Equipment Fine Science Tools 91402-12
Dumont Forceps Equipment Fine Science Tools 11251-35
Micro Dissecting Scissors Equipment George Tiemann & Co. 160-210
Strabismus Scissors Equipment Fine Science Tools 14075-11
Hartman Hemostat Equipment Fine Science Tools 13003-10
Tissue Scissors Equipment George Tiemann & Co. 160-150
Retractor Equipment Custom Made

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Tabata, Y., Chang, T. M. Intermittent vascular access for extracorporeal circulation in conscious rats: a new technique. Artif. Organs. 6, 213-215 (1982).
  2. Chester, J. F., Weitzman, S. A., Malt, R. A. Implantable device for drug delivery and blood sampling in the rat. J. Appl. Physiol. 59, 1665-1666 (1985).
  3. Koeslag, D., Humphreys, A. S., Russell, J. C. A technique for long-term venous cannulation in rats. J. Appl. Physiol. 57, 1594-1596 (1984).
  4. Hall, R. I., Ross, L. H., Bozovic, M., Grant, J. P. A simple method of obtaining repeated venous blood samples from the conscious rat. J. Surg. Res. 36, 92-95 (1984).
  5. Burt, M. E., Arbeit, J., Brennan, M. F. Chronic arterial and venous access in the unrestrained rat. Am. J. Physiol. 238, H599-H603 (1980).
  6. Cocchetto, D. M., Bjornsson, T. D. Methods for vascular access and collection of body fluids from the laboratory rat. J. Pharm. Sci. 72, 465-492 (1983).
  7. Rigalli, A., E, D. L. V. Experimental surgical models in the laboratory rat. CRC Press. New York. (2009).
  8. Waynforth, H. B. F.P.A. Experimental and surgical tehcnique in the rat. Elsevier Academic Press. Burlington. (2007).
  9. Yoburn, B. C., Morales, R., Inturrisi, C. E. Chronic vascular catheterization in the rat: comparison of three techniques. Physiol. Behav. 33, 89-94 (1984).
  10. Staub, J. F., Coutris, G. A technique for multiple, high-rate blood samplings via an external cannula in rats. J. Appl. Physiol. 46, 197-199 (1979).
  11. Steffens, A. B. A method for frequent sampling of blood and continuous infusion of fluids in the rat without disturbing the animal. Physiol. Behav. 4, 833-836 (1969).
  12. Thrivikraman, K. V., Huot, R. L., Plotsky, P. M. Jugular vein catheterization for repeated blood sampling in the unrestrained conscious rat. Brain. Res. Brain. Res. Protoc. 10, 84-94 (2002).
  13. Vahl, T. P. Comparative analysis of ACTH and corticosterone sampling methods in rats. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 289, E823-E828 (2005).
  14. Buhler, H. U., da Prada, M., Haefely, W., Picotti, G. B. Plasma adrenaline, noradrenaline and dopamine in man and different animal species. J. Physiol. 276, 311-320 (1978).
  15. Fagin, K. D., Shinsako, J., Dallman, M. F. Effects of housing and chronic cannulation on plasma ACTH and corticosterone in the rat. Am. J. Physiol. 245, E515-E520 (1983).
  16. Ling, S., Jamali, F. Effect of cannulation surgery and restraint stress on the plasma corticosterone concentration in the rat: application of an improved corticosterone HPLC assay. J. Pharm. Pharm. Sci. 6, 246-251 (2003).
  17. Fink, G. D., Bryan, W. J., Mann, M., Osborn, J., Werber, A. Continuous blood pressure measurement in rats with aortic baroreceptor deafferentation. Am. J. Physiol. 241, H268-H272 (1981).
  18. Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Antic, V., Schnyder-Candrian, S., Montani, J. P. Direct and indirect methods used to study arterial blood pressure. J. Pharmacol. Toxicol Methods. 44, 361-373 (2000).
  19. Wang, J., Tempini, A., Schnyder, B., Montani, J. P. Regulation of blood pressure during long-term ouabain infusion in Long-Evans rats. Am. J. Hypertens. 12, 423-426 (1999).
  20. Bunag, R. D. Facts and fallacies about measuring blood pressure in rats. Clin. Exp. Hypertens. A. 5, 1659-1681 (1983).
Femoral arterielle og venøse Kateterisering for blodprøvetaking, Drug Administration og bevisst blodtrykk og hjertefrekvens målinger
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements. J. Vis. Exp. (59), e3496, doi:10.3791/3496 (2012).More

Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements. J. Vis. Exp. (59), e3496, doi:10.3791/3496 (2012).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter