Summary
Nous fournir des informations utiles pour les chirurgiens qui apprennent le processus d'implantation d'électrodes d'enregistrement chroniques neural. Techniques de systèmes d'électrodes à la fois pénétrantes et de surface sont décrits dans un modèle animal rongeur.
Abstract
Le succès à long terme des enregistrements électrophysiologiques dépend souvent de la qualité de la chirurgie d'implantation. Ici, nous fournir des informations utiles pour les chirurgiens qui apprennent le processus d'implantation de systèmes d'électrodes. Nous démontrons la procédure d'implantation à la fois une pénétration et une électrode de surface. Le processus chirurgical est décrit à partir de début à la fin, y compris des descriptions détaillées de chaque étape tout au long de la procédure. Il convient également de noter que ce guide est axé vers la vidéo des procédures menées dans des modèles de rongeurs et d'autres modèles de petits animaux. Les modifications des procédures décrites sont réalisables pour d'autres modèles animaux.
Protocol
1. Pré-implantaire Procédures (commune)
- Rasage sommet de la tête de l'animal à partir entre les yeux pour bien derrière les oreilles. Utilisez une tondeuse électrique coiffeur pour se raser la tête. Frotter la tête la première avec de l'alcool isopropylique, puis bétadine (répéter 3x). Appliquer un lubrifiant oculaire.
- Monter l'animal dans les bars oreille stéréotaxiques. Diriger la pointe fixe de la barre de l'oreille droite stéréotaxique dans le conduit auditif de l'oreille droite de l'animal en se déplaçant latéralement les têtes contre le canal. Un soin extrême doit être pris pour assurer que chaque embout-bar est correctement positionné dans le conduit auditif. Ensuite, appuyez sur la barre de l'oreille gauche desserré dans le conduit auditif et appliquer une légère pression vers l'intérieur. Saisissez le nez de l'animal et il se tortillent en arrière fermement. Si l'animal est correctement monté la tête se sentent monté de façon rigide.
2. Chirurgie pré-implantatoire (commune)
- Avec une paire de ciseaux fins, couper deux circ moitiéles médianes des vers l 'extérieur, enlever partiellement le cuir chevelu
- Gratter et enlever le tissu conjonctif du périoste qui adhère à l'os. Grattant avec un bord émoussé comme le dos d'une lame de scalpel ou la pointe d'un coton-tige stérile minimiser les saignements parce que la capillaires seront écrasés plutôt que de couper en douceur. Saignements osseux de contrôle utilisant de la cire d'os ou d'un fer à cautériser.
- Désinfecter et nettoyer la surface de l'os à l'aide de peroxyde d'hydrogène. Sécher l'os pour faire les sutures crâniennes plus clairement visible. Le Bregma et les points lambda doit être noté et utilisé pour niveler la tête. L'emplacement de la craniotomie et l'implant d'électrode doit être mesurée par rapport à Bregma et peut être temporairement marquée avec un stylo ou en perçant superficiellement dans la surface. L'emplacement craniotomie dépendra des objectifs expérimentaux de l'étude (c.-à-moteur, des expériences sensorielles) 1.
- Percer trous de vis dans l'os et placer le sol et la stabilisation séquipages. Toujours utiliser de l'acier inoxydable ou des vis en titane. Bijoutier Small vis (par exemple # 2-56, 00-80 ou #) avec autant de threads par pouce que possible est souhaitable.
3. Procédures de silicium électrode implant
- Percer la craniotomie après l'implantation vis. Percez quatre marques pilotes peu profonds pour les coins de la craniotomie. Utilisation de marques pilotes comme un guide percer le périmètre de la craniotomie. Retirez le centre de masse de l'os qui n'a pas été foré à l'aide d'une paire de pinces robustes. Le bord de la craniotomie ouverte peut être nécessaire de nettoyer avec d'autres forages. Pièces minces d'os peut être découpé avec une paire de microrongeurs. Planifiez votre chirurgie avec soin pour éviter les principaux vaisseaux sanguins tels que le sinus longitudinal, qui peuvent apparaître dans les 0,5 mm de la suture médiane longitudinale 1. La ponction du sinus sagittal peut provoquer des saignements importants. Dure-mère exposée devrait être maintenu hydraté avec aCSF ou une solution saline.
- À percer la dure-mèrevous aurez besoin à la mode un petit crochet à l'aide d'une aiguille hypodermique stérile de petit calibre (par exemple, <jauge 28). Prenez le biseau de l'aiguille et appuyer à plat contre une surface dure (comme la partie plate d'un scalpel) basculant légèrement pour former un coude à 90 degrés au point. Utilisation ce crochet de capture à la surface de la dure-mère, et tirer vers le haut depuis la surface du cerveau. La dure-mère peut être coupé avec des ciseaux ou micro peut être déchiré par des mouvements latéraux du crochet-mère. Prenez soin d'éviter les vaisseaux sanguins sur la surface du cerveau lors de l'utilisation du crochet-mère. Vous devriez remarquer CSF fuite quand mère est réséqué et une différence de couleur de la surface de la dure-mère.
- Fixez soigneusement le fil de terre de l'électrode de silicium autour de la base de la vis de terre, et de tact en place avec du ciment dentaire. Les électrodes de silicium doivent être placés avec soin afin que les fils électrodes câbles sont arqués au cours de la craniotomie.
- Implants sera placé en utilisant un moteur linéaire actionneur placed sur un appareil de stéréotaxie. À fixer l'électrode au dispositif d'insertion, de polyéthylène glycol (PEG) est chauffé avec un fer à souder et appliqué à l'insertion de tige et l'électrode d'enregistrement.
- Avec l'électrode fixée, manuellement abaisser la pointe de l'électrode à l'emplacement souhaité stéréotaxique sur la surface du cerveau.
- Utilisation de l'interface logicielle à l'actionneur linéaire, déplacer l'électrode dans la profondeur désirée dans le tissu cérébral.
- Fixez l'électrode d'enregistrement dans le cerveau en attachant PEG à partir d'une vis à côté de la câble de l'électrode. Vous pouvez maintenant supprimer l'électrode de l'appareil d'insertion par l'ajout de sérum physiologique pour dissoudre le PEG lié. Soulever le dispositif d'insertion loin de la craniotomie et répéter pour chaque électrode.
- Couvrir la craniotomie exposée avec Gelfoam imbibé solution saline. Un polymère de silicone est ensuite utilisée pour couvrir le câble de l'électrode et le protéger de l'acrylique dentaire. Placez le connecteur dans la finaleemplacement, puis appliquer acrylique dentaire pour faire une coiffe robuste.
4. MicroECoG procédures d'implantation des électrodes
- L'implantation de l'électrode microECoG impliquera une craniotomie légèrement plus grand. Pour un dispositif 5 x 5 mm, une craniotomie 6 x 6 mm doit être faite. Avant de percer la craniotomie, à séchage UV acrylique dentaire est appliqué à la périphérie du site craniotomie alors qu'il est encore sec et ne risque pas de toucher la mère ou pie.
- Une perceuse chirurgicale stérile est utilisé avec une fraise n ° 107 de percer hors de la surface de l'os dans la forme générale de la craniotomie. Le plus petit N ° 106 bavure peut alors être utilisé pour percer le reste de l'os vers le bas pour une couche mince et transparente. Rongeurs sera alors en mesure de soulever le morceau restant de l'os. Le microECoG peut être implanté par voie péridurale ou sous-durale. Encore une fois, gardez la dure-mère bien hydraté avec le LCR artificiel ou Saline.
- Afin d'implanter le microECoG, placez un bras stéréotaxique sur l'OPEcrâne n, et fixer l'électrode sur le bras de l'aide de ruban stérile. L'électrode peut maintenant être abaissée dans la craniotomie. Assurez-vous que les sites d'électrodes sont orientés vers le bas et sera en contact avec la dure-mère ou surface piale. Si maintenu humide, l'électrode doit glisser sur le tissu et restera en place.
- Le fil de terre est reliée à la vis de terre par enroulement autour d'au moins trois fois sur et sous elle-même. La vis de terre peut être n'importe quel vis qui a été en contact avec la dure-mère. Le fil de référence est également lié à la vis de référence de la même manière.
- De petits morceaux de Gelfoam imbibé solution saline doit être placé autour de l'électrode où il ya pia-mère ou exposés. Une petite quantité de solution saline Gelfoam imbibé devrait également couvrir la partie supérieure de l'électrode à couche mince. Acrylique durcissable aux UV dentaire peut être appliquée à la partie supérieure de la Gelfoam et peut être utilisé pour créer un capuchon de tête stables. Le acrylique est appliquée directement sur la couche mince câble Covering jusqu'à ce que le connecteur est atteinte. Soyez prudent de ne pas couvrir au-delà du fond de la protection du connecteur.
- Alternativement, l'implantation de la microECoG en 4.3 peut être immédiatement suivie par l'implantation d'une matrice de microélectrodes de silicium (étapes 3.2-3.6) par de petits trous qui sont fabriqués dans le substrat microECoG. Cela permet pour l'enregistrement simultané de deux unités simples à différentes profondeurs le long avec des enregistrements de haute résolution sur le terrain de la surface du cerveau environnant.
5. Récupération post-opératoire
- Après que le ciment a complètement durci, suturer la peau étroitement autour de la tête-de plafonnement et d'enlever l'animal de la cadre de stéréotaxie.
- Appliquer la poudre antiseptique ou une pommade antibiotique copieusement autour de la plaie. S'il ya un saignement des oreilles, placer une partie bien aux antibiotiques dans le canal auditif.
- Gardez l'animal au chaud que les barbituriques empêcher l'animal de maintenir sa chaleur corporelle. Maison each implantés chroniquement animal dans une cage séparée. Il prend habituellement de quatre à sept jours pour l'animal de se remettre complètement de la chirurgie.
6. Les résultats représentatifs
Une chirurgie réussie de silicium électrode implant aura l'enregistrement des sites avec des impédances de mesure entre 500kohm-2MOhm, et en couches minces électrodes entre 10kOhm-50kOhm (à 1kHz). Le signal neuronal peut être vérifiée immédiatement après la chirurgie ainsi. Vous devriez être capable de voir des pointes sur les électrodes implantées et voir les oscillations d'ondes lentes sur l'électrode de surface du film mince (Figure 1).
Figure 1. Les résultats représentatifs de l'activité seule unité, et les oscillations ECOG. A) à large bande de données à partir de 6 canaux simultanément enregistrées d'une électrode de silicium chronique implanté dans le néocortex. Notez que les pointes peuvent souvent être vus à travers les sites d'enregistrement. b) EOscillations CoG de 6 canaux d'un 16-canal à film mince à groupement d'électrodes uECoG sur la surface du cerveau. La moyenne de tous les signaux 16 ont été retirés de chaque trace (référencement moyenne commune), et une 500 Hz filtre numérique passe-bas a été appliquée.
Discussion
Il ya un intérêt croissant pour l'utilisation et la surface intracorticales interfaces d'enregistrement multicanaux pour la recherche 2 le fonctionnement du cerveau, fournissant microstimulation 3, ou des signaux de contrôle pour les systèmes de neuroprothèses 4,5. Les méthodes décrites dans cette vidéo montrent comment implanter chroniques systèmes d'électrodes de pénétration et de surface. Alors que d'autres systèmes de silicium d'électrodes chroniques existent 6, nous nous sommes concentrés sur l'implantation d'électrodes planes développées par NeuroNexus Technologies 7,8. Techniques pour l'implantation de systèmes d'électrodes en d'autres varient considérablement.
Parmi les étapes chirurgicales décrites, de montage de l'animal dans les barres d'oreilles stéréotaxiques peut être la plus difficile et la plus importante étape dans la détermination de la précision de placement des électrodes implantées. Un soin extrême doit être prise, par conséquent, à supposer que chaque embout-bar est correctement positionné dans le conduit auditif. Après Assurance que le sommet de l'épi-bar est dans le conduit auditif de l'oreille droite de l'animal, relâchez le cou de l'animal avec votre main droite pendant que votre pouce gauche et l'index continuer à soutenir la tête et appliquer une pression de la tête contre le sommet de l'épi-bar. Avec votre main droite, pousser la barre oreille gauche desserré dans le conduit auditif et appliquer une légère pression vers l'intérieur. Déplacer le côté gauche de la tête de l'animal vers le bas et vers l'avant et tout autour de jusqu'à ce que vous pouvez sentir le glissement pointe l'oreille gauche-bar dans le conduit auditif. Avec votre main droite, continuer à faire pression sur la barre de l'oreille gauche. Relâchez la tête de l'animal et, avec votre main gauche maintenant libre, serrer la vis de réglage de la barre de l'oreille gauche.
Disclosures
DRK est en partie propriétaire de Technologies NeuroNexus.
Acknowledgments
Ce travail a été financé par le Centre pour les technologies de la communication neuronale (CNCT), un Centre de ressources P41 financée par l'Institut national d'imagerie biomédicale et de bio-ingénierie (NIBIB, P41 EB002030) et soutenu par le National Institutes of Health (NIH). Les auteurs tiennent à remercier Rio Vetter des Technologies NeuroNexus pour le développement de techniques chirurgicales, et Paras Patel, de l'Université du Michigan pour la compilation de la liste du matériel utilisé lors d'interventions chirurgicales.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bone Screw - #2-56 x 3/16, phillips pan head, 18-8 S/S | BoltDepot | 7650 | |
| Bone Screw - #2-56 x 1/8, phillips pan head, 18-8 S/S | BoltDepot | 9617 | |
| Large Oxygen Tank - Size K | Cryogenic Gases | OXKME | |
| Small Oxygen Tank - Size E | Cryogenic Gases | OXYE-AL | |
| Vannas-Tubingen Spring Scissors - 2.5mm Blade, Angled | Fine Science Tools | 15002-08 | |
| Dumont #5 Forceps, Teflon | Fine Science Tools | 11626-11 | |
| Dumont #5 Forceps, Dumostar | Fine Science Tools | 11295-10 | |
| Student Vannas Spring Scissors | Fine Science Tools | 91500-09 | |
| Adson Forceps | Fine Science Tools | 11006-12 | |
| Friendman-Pearson Ronqeur, Curved | Fine Science Tools | 16221-14 | |
| Iris Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-11 | |
| Vannas-Tubingen Spring Scissors - 5mm Blade, Straight | Fine Science Tools | 15003-08 | |
| Scalpel Handle | Fine Science Tools | 10003-12 | |
| Plastic Sterilization Box | Fine Science Tools | 20810-02 | |
| Stainless Steel Ruler | Fine Science Tools | 30086-15 | |
| Probe & Spatula - Straight 14cm | Fine Science Tools | 10090-13 | |
| Hemostat Straight | Fine Science Tools | 13002-10 | |
| Hemostat Curved | Fine Science Tools | 13003-10 | |
| Micro Drill Stainless Steel Burrs - 0.7mm | Fine Science Tools | 19008-07 | 10/Pack |
| Micro Drill Stainless Steel Burrs - 0.5mm | Fine Science Tools | 19007-05 | 10/Pack |
| Self-Tapping Bone Screws - 1.17mm (diam) - 4.7mm (length) | Fine Science Tools | 19010-00 | 100/Pack |
| Artificial Tears | Fisher Scientific | NC9860842 | Each |
| Betadine | Fisher Scientific | 19-066452 | Bottle |
| F-AIR Carbon Filters | Fisher Scientific | NC9112250 | Canister |
| Applicator Cotton Tipped, Non Sterile | Materiel Services | 1104 | 10Pack/Case |
| Gauze 2" x 2" | Materiel Services | 1630 | 25Pack/Case |
| Needle tip, 23 GA x 1" | Materiel Services | 39412 | Sold by Case |
| Needle tip, 27 GA x 1.25" | Materiel Services | 25251 | |
| Needle tip, 30 GA x 0.5" | Materiel Services | 22023 | 10Box/Case |
| Ointment, Triple Antibiotic 0.6g | Materiel Services | 2528 | |
| Pouch, Self Seal Sterilization Pouches, 3.5" x 8" | Materiel Services | 1023 | 10Box/Case |
| Ringers Solution 1000ml | Materiel Services | 5263 | 12Bag/Case |
| Scalpel Blade disposable sterile #15 | Materiel Services | 1975 | 3Box/Case |
| Suture, Nylon w/P-3 Needle, 5-0, 18in. | Materiel Services | 4618 | 12/Box |
| Underpad, Disposable 23" x 36" | Materiel Services | 2545 | 15Pack/Case |
| Lubricant, Jelly Surgical Sterile | Materiel Services | 2538 | 12Box/Case |
| Absorbable Foam Gel 2cmx6cmx7mm | Materiel Services | 3107 | |
| Six Piece Set-Screw Screwdriver Set | National Jewelers Supplies | ETSCR98001 | |
| Kwik Sil Adhesive | World Precision Instruments, Inc. | KWIK-SIL | |
| Kwik Sil Tubes | World Precision Instruments, Inc. | 600009 | |
| Chronic silicon electrodes 16 to 64 sites | NeuroNexus Technologies | Varies on Probe Design | |
| Chronic thin film surface electrodes (micr–CoG) 16 to 32 sites | NeuroNexus Technologies | Varies on Probe Design |
References
- Paxinos, G. A. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , Sixth Edition, Academic Press. (2007).
- Fujisawa, S. A. Behavior-dependent short-term assembly dynamics in the medial prefrontal cortex. Nat. Neurosci. 11 (7), 823-833 (2008).
- Merrill, D. B. Electrical stimulation of excitable tissue: design of efficacious and safe protocols. J. Neurosci. Methods. 141, 171-171 (2005).
- Gage, G. J. Naive coadaptive cortical control. J. Neural Eng. 2, 52-52 (2005).
- Marzullo, T. L. Development of Closed-Loop Neural Interface Technology in a Rat Model: Combining Motor Cortex Operant Conditioning With Visual Cortex Microstimulation. IEEE Trans. Neur. Sys. and Rehab. Eng. 18 (2), 117-126 (2010).
- Maynard, E. N. The Utah intracortical electrode array: a recording structure for potential brain-computer interfaces. Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 102, 228-239 (1997).
- Kipke, D. V. Silicon-substrate intracortical microelectrode arrays for long-term recording of neuronal spike activity in cerebral cortex. IEEE Trans. Neural Syst. Rehab. Eng. 11 (2), 151-155 (2003).
- Vetter, R. W. Chronic neural recording using silicon-substrate microelectrode arrays implanted in cerebral cortex. IEEE Trans. Biomed. Eng. 51 (6), 896-904 (2004).
