Summary
Wir geben Ihnen nützliche Informationen für Chirurgen, die das Erlernen der Prozess der Implantation von chronischen neuronalen Aufnahme Elektroden werden. Techniken für beide durchdringenden und der Oberflächenelektrode sind in einem Nagetier-Modell beschrieben.
Abstract
Der Erfolg der langfristigen elektrophysiologischen hängt oft von der Qualität der Implantation Chirurgie. Hier haben wir nützliche Informationen für Chirurgen, die das Erlernen der Prozess der Implantation von Elektroden-Systeme sind. Wir zeigen die Implantation von sowohl einem durchdringenden und einer Oberflächenelektrode. Das chirurgische Verfahren ist von Anfang bis zum Ende beschrieben, darunter auch detaillierte Beschreibungen der einzelnen Schritte während des gesamten Verfahrens. Es ist auch anzumerken, dass dieses Video Guide zu Verfahren in Tiermodellen und anderen kleinen Tiermodellen durchgeführt wird, fokussiert werden. Modifikationen der beschriebenen Verfahren sind machbar für andere Tiermodelle.
Protocol
1. Pre-Implantationen (Allgemein)
- Rasieren Sie den oberen Teil den Kopf des Tieres aus zwischen die Augen zu und hinter den Ohren. Benutzen Sie elektrische Barbier Clippers, um den Kopf rasieren. Schrubben mit dem Kopf voran mit Isopropylalkohol, dann Betadin (3x wiederholen). Bewerben Auge Schmiermittel.
- Montieren Sie das Tier im stereotaktischen Ohr Bars. Richten Sie die feste Spitze des rechten Ohres stereotaktischen bar in den Gehörgang des Tieres rechten Ohr durch Bewegen des Kopfes seitlich gegen den Kanal. Besondere Vorsicht ist nötig, um sicherzustellen, dass jedes Ohr-bar Spitze richtig im Gehörgang positioniert werden. Als nächstes drücken Sie den gelockerten linken Ohr bar in den Gehörgang und mit leichtem Druck nach innen. Fassen der Nase des Tieres und wackeln hin und her fest. Wenn das Tier richtig montiert ist der Kopf fühlt sich starr montiert.
2. Pre-Implantation Chirurgie (Allgemein)
- Mit einer feinen Schere, schnitt zwei halbe circles von der Mittellinie nach außen, teilweise Entfernen der Kopfhaut
- Kratzen und entfernen Sie das Periost Bindegewebe, das bis auf die Knochen haftet. Schaben mit einem stumpfen Kante wie der Rücken eines Skalpellklinge oder der Spitze eines sterilen Wattestäbchen wird Blutungen zu minimieren, weil die Kapillaren werden gequetscht und nicht geschnitten werden reibungslos. Control-Knochen mit Knochen Blutungen Wachs oder eine Kauterisieren Eisen.
- Desinfizieren und Reinigen der Knochenoberfläche mit Wasserstoffperoxid. Trocknen Sie die Knochen, die Schädelnähte besser sichtbar zu machen. Bregma und Lambda-Punkte sind zu beachten und werden verwendet, um die Kopfhöhe. Der Standort für Kraniotomie und Elektrode Implantat sollte in Bezug auf Bregma gemessen werden und kann vorübergehend mit einem Stift oder durch Bohren flach in die Oberfläche geprägt werden. Die Kraniotomie Standort wird von den experimentellen Ziele der Studie (dh motorische, sensorische Experimente) 1 abhängen.
- Bohren Sie Schraublöcher in den Knochen und setzen Sie den Boden und die Stabilisierung sBesatzungen. Verwenden Sie immer aus Edelstahl oder Titan-Schrauben. Kleine Juwelier-Schrauben (zB # 2-56 oder # 00 bis 80) mit so vielen Fäden pro Zoll wie möglich sind wünschenswert.
3. Siliziumelektrode Implantationen
- Bohren Sie das Kraniotomie nach der Implantation Schrauben. Bohren Sie vier flachen Pilot Mark für die Ecken der Kraniotomie. Mit Pilot Mark als ein Führer bohren Sie die Perimeter der Kraniotomie. Entfernen Sie die mittlere Masse von Knochen, die nicht gebohrt wurde mit einem Paar robuste Zange. Der Rand der Kraniotomie müssen möglicherweise mit weiteren Bohrungen gereinigt werden. Dünne Knochen kann mit einem Paar von microrongeurs abgeschnitten. Planen Sie Ihre Operation sorgfältig zu großen Blutgefäßen wie der Sinus sagittalis, die innerhalb von 0,5 mm von der Mittellinie in Längsrichtung Naht 1 erscheinen können, zu vermeiden. Punktion des Sinus sagittalis kann dazu führen, umfangreiche Blutungen. Freigelegte Dura sollte gehalten hydratisiert mit aCSF oder Saline werden.
- Zum Durchstoßen der Dura materSie benötigen, um Mode einen kleinen Haken mit einer sterilen Injektionsnadel von kleinen Messgerät (zB <28 Gauge). Nehmen Sie die Abschrägung der Nadel und drücken Sie sie flach gegen eine feste Unterlage (zB dem flachen Teil eines Skalpells) leicht kippen, um eine 90 Grad Kurve an dem Punkt zu bilden. Verwenden Sie diese Haken, um die Oberfläche der Dura zu fangen, und nach oben von der Hirnoberfläche. Die Dura schneiden kann mittels Micro Schere werden oder zerrissen mit seitlichen Bewegungen der Dura Haken werden. Achten Sie auf die Blutgefäße auf der Oberfläche des Gehirns zu vermeiden, wenn Sie die Dura Haken. Sie sollten bemerken CSF entweicht, wenn Dura reseziert und ein Unterschied in der Farbe von der Oberfläche der Dura.
- Sorgfältig Verbinden Sie den Erdungsleiter des Silizium-Elektrode um die Basis der Erdungsschraube, und Taktgefühl an Ort und Stelle mit Zahnzement. Die Silizium-Elektroden sollten sorgfältig so platziert werden, dass die Elektroden-Kabel führt über die Kraniotomie sind gewölbt.
- Implantate platziert unter Verwendung eines linearen Stellantrieb PLA werdenCed auf einem stereotaktischen Vorrichtung. Um die Elektrode an der Einführungsvorrichtung zu befestigen, wird Polyethylenglycol (PEG) mit einem Lötkolben erhitzt und auf Einsetzstange und der Aufzeichnungselektrode.
- Mit der Elektrode befestigt, manuell regeln die Spitze der Elektrode auf die gewünschte stereotaktischen Stelle auf der Oberfläche des Gehirns.
- Mit der Software-Schnittstelle zu den Linearantrieb, bewegen Sie die Elektrode in die gewünschte Tiefe innerhalb des Hirngewebes.
- Sichern der Aufnahme Elektrode in das Gehirn durch Anbringen PEG von einer benachbarten Schraube des Elektrodenkabels. Jetzt können Sie die Elektrode aus der Einschubvorrichtung durch Zugabe von Kochsalzlösung, um die PEG gebunden aufzulösen. Heben Sie das Gerät vor Einsetzen der Kraniotomie und wiederholen Sie für jede Elektrode.
- Decken Sie die ausgesetzt Kraniotomie mit Kochsalzlösung getränkte Gelfoam. Ein Silikon-Polymer wird dann verwendet, um das Elektrodenkabel decken und schützen es vor der zahnärztlichen Acryl. Positionieren Sie den Stecker in der letztenStandort, dann wenden Sie Dentalacryl, um eine robuste Kopfbedeckungsgegenstand machen.
4. MicroECoG Elektroden-Implantationen
- Die Implantation der microECoG Elektrode beinhalten einen geringfügig größeren Kraniotomie. Für eine 5 x 5 mm Einrichtung, muss eine 6 x 6 mm Kraniotomie werden. Vor dem Bohren des Kraniotomie, ist UV-härtende Dentalacryl an die Peripherie der Kraniotomie Stelle aufgebracht, während es noch trocken und nicht in Gefahr, Berühren der Dura oder Pia.
- Sterile, chirurgische Bohrer mit einem # 107 Grat zum Bohren von der Oberfläche des Knochens in der allgemeinen Form der Kraniotomie. Je kleiner Nr. 106 Grat kann dann verwendet, um zu bohren, den Rest des Knochens bis zu einer dünnen transparenten Schicht werden. Rongeure wird dann in der Lage, heben Sie die verbleibenden Stück Knochen. Die microECoG können epidural oder subdural implantiert werden. Auch hier halten die Dura gut hydriert mit künstlichem CSF oder Saline.
- Um die microECoG implantieren, platzieren Sie einen stereotaktischen Arm über die OPEn Schädel, und sichern Sie die Elektrode auf den Arm mit sterilen Band. Die Elektrode kann nun nach unten in die Kraniotomie gesenkt werden. Sicherstellen, dass die Elektrode Standorte sind nach unten gerichtet und werden den Kontakt mit der Dura oder Pia-Oberfläche. Wenn feucht gehalten, sollte die Elektrode auf das Gewebe gleiten und damit es nicht verrutschen.
- Die Erdung wird mit der Erdungsschraube durch Umschlingung mindestens dreimal über und unter sich verbunden sind. Der Boden Schraube kann eine Schraube, die in Kontakt mit der Dura gekommen ist sein. Die erste Draht kann auch auf die Referenz-Förderschnecken in der gleichen Weise verbunden werden.
- Kleine Stücke von Kochsalzlösung getränkt Gelfoam sollte die Elektrode umgibt platziert werden, wo es Dura oder Pia ausgesetzt. Eine kleine Menge Kochsalzlösung getränkte Gelfoam sollten auch die Spitze der Dünnschicht-Elektrode. UV-härtende Dentalacryl kann auf der Oberseite des Gelfoam angewendet werden und kann verwendet werden, um eine stabile Kopfkappe zu erstellen. Die Acrylsäure ist direkt mit dem dünnen Film aufgebracht Kabel Covering, bis der Verbinder erreicht ist. Achten Sie darauf, über die Unterseite des Steckers Mütze bedecken.
- Alternativ kann die Implantation der microECoG in 4,3 sofort durch die Implantation eines Silizium-Mikroelektroden-Anordnung (Schritte 3,2-3,6) durch kleine Löcher, die in der microECoG Substrat hergestellt werden, gefolgt werden. Dies ermöglicht eine gleichzeitige Aufnahme beider einzelne Einheiten in verschiedenen Tiefen mit hoher Auflösung Field Recordings aus der umgebenden Oberfläche des Gehirns.
5. Postoperativen Erholung
- Nachdem der Zement völlig ausgehärtet ist, nähen die Haut eng um den Kopf ab und legen Sie das Tier von der stereotaktischen Rahmen.
- Bewerben antiseptischen Pulver oder antibiotische Salbe reichlich um die Wunde herum. Wenn es eine Blutung aus den Ohren, legen Sie einige Antibiotika gut in den Gehörgang.
- Halten Sie das Tier warm wie Barbiturate, das Tier daran hindern, die Aufrechterhaltung ihrer Körperwärme. Haus EACh chronisch implantierten Tier in einem separaten Käfig. Es dauert in der Regel vier bis sieben Tage für das Tier, wieder ganz gesund aus der Chirurgie.
6. Repräsentative Ergebnisse
Eine erfolgreiche Siliziumelektrode Implantat-Chirurgie wird eine Aufnahmefunktion Standorte mit Impedanzen messen zwischen 500kOhm-2MOhm, und Dünnfilm-Elektroden, zwischen 10kOhm-50kOhm (bei 1 kHz). Das neuronale Signal kann sofort nach der Operation kontrolliert sowie werden. Sie sollten in der Lage, Spikes auf die implantierten Elektroden zu sehen und sehen, langsame Welle Schwingungen auf der Oberfläche Dünnschicht-Elektrode (Abbildung 1).
Abbildung 1. Repräsentative Ergebnisse der einzelnen Einheit Aktivität und ECoG Schwingungen. A) Wide-Band-Daten von 6 Kanäle gleichzeitig aufgezeichnet von einer chronischen Silizium-Elektrode in der Großhirnrinde implantiert. Beachten Sie, dass Spitzen oft in Aufnahmestellen gesehen werden. b) ECoG Schwingungen von 6 Kanälen eines 16-Kanal-Dünnschicht-uECoG Elektrodenanordnung auf der Oberfläche des Gehirns. Der Mittelwert aller 16 Signale wurden von jeder Spur (gemeinsamen Mittelwert Referenzierung) entfernt und ein 500 Hz digitalen Tiefpaßfilter angelegt.
Discussion
Es gibt eine zunehmende Interesse an der Nutzung intrakortikale Oberfläche und Mehrkanal-Aufnahme-Schnittstellen für die Erforschung von Hirnfunktionen 2, die Bereitstellung Mikrostimulation 3 oder Steuersignale für neuroprothetische Systeme 4,5. Die Methoden in diesem Video zeigen, wie skizziert, um chronische und durchdringenden Oberflächenelektrode Systeme implantieren. Während andere Silizium chronischen Elektrodensysteme 6 existieren, haben wir über die Implantation planaren Elektroden von 7,8 NeuroNexus Technologies entwickelt konzentriert. Techniken zur Implantation anderer Elektrodensysteme variieren beträchtlich.
Der chirurgischen Schritte beschrieben, kann die Montage des Tieres in den stereotaktischen Ohr Bars der schwierigste und wichtigste Schritt bei der Bestimmung der Genauigkeit der Platzierung der implantierten Elektroden zu sein. Ist äußerste Vorsicht geboten, deshalb müssen davon ausgehen, dass jedes Ohr-bar Spitze richtig im Gehörgang positioniert. Nach Assurance, dass das Ohr-bar Spitze in den Gehörgang des Tieres rechte Ohr ist, lassen Sie den Hals des Tieres mit der rechten Hand, während Sie Ihren linken Daumen und Zeigefinger an den Kopf zu stützen und üben Sie Druck des Kopfes gegen die Ohr-bar Spitze fortsetzen. Mit der rechten Hand, drücken Sie die linke Ohr gelockert bar in den Gehörgang und mit leichtem Druck nach innen. Verschieben Sie die linke Seite der den Kopf des Tieres nach unten und vorne und überall, bis Sie das linke Ohr-bar Spitze Slip in den Gehörgang fühlen kann. Mit der rechten Hand, weiterhin Druck auf dem linken Ohr bar gelten. Lassen Sie den Kopf des Tieres und mit Ihrer linken Hand jetzt frei, ziehen Sie die Stellschraube des linken Ohres bar.
Disclosures
DRK ist Teil-Eigentümer des NeuroNexus Technologies.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde vom Center for Neural Kommunikationstechnologie (CNCT), eine P41 Resource Center des National Institute of Biomedical Imaging and Bioengineering (NIBIB, P41 EB002030) gefördert und unterstützt durch die National Institutes of Health (NIH) finanziert. Die Autoren möchten Rio Vetter von NeuroNexus Technologies für die Entwicklung der chirurgischen Techniken zu danken, und Paras Patel von der University of Michigan für die Erstellung der Liste der Geräte bei Operationen verwendet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bone Screw - #2-56 x 3/16, phillips pan head, 18-8 S/S | BoltDepot | 7650 | |
| Bone Screw - #2-56 x 1/8, phillips pan head, 18-8 S/S | BoltDepot | 9617 | |
| Large Oxygen Tank - Size K | Cryogenic Gases | OXKME | |
| Small Oxygen Tank - Size E | Cryogenic Gases | OXYE-AL | |
| Vannas-Tubingen Spring Scissors - 2.5mm Blade, Angled | Fine Science Tools | 15002-08 | |
| Dumont #5 Forceps, Teflon | Fine Science Tools | 11626-11 | |
| Dumont #5 Forceps, Dumostar | Fine Science Tools | 11295-10 | |
| Student Vannas Spring Scissors | Fine Science Tools | 91500-09 | |
| Adson Forceps | Fine Science Tools | 11006-12 | |
| Friendman-Pearson Ronqeur, Curved | Fine Science Tools | 16221-14 | |
| Iris Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-11 | |
| Vannas-Tubingen Spring Scissors - 5mm Blade, Straight | Fine Science Tools | 15003-08 | |
| Scalpel Handle | Fine Science Tools | 10003-12 | |
| Plastic Sterilization Box | Fine Science Tools | 20810-02 | |
| Stainless Steel Ruler | Fine Science Tools | 30086-15 | |
| Probe & Spatula - Straight 14cm | Fine Science Tools | 10090-13 | |
| Hemostat Straight | Fine Science Tools | 13002-10 | |
| Hemostat Curved | Fine Science Tools | 13003-10 | |
| Micro Drill Stainless Steel Burrs - 0.7mm | Fine Science Tools | 19008-07 | 10/Pack |
| Micro Drill Stainless Steel Burrs - 0.5mm | Fine Science Tools | 19007-05 | 10/Pack |
| Self-Tapping Bone Screws - 1.17mm (diam) - 4.7mm (length) | Fine Science Tools | 19010-00 | 100/Pack |
| Artificial Tears | Fisher Scientific | NC9860842 | Each |
| Betadine | Fisher Scientific | 19-066452 | Bottle |
| F-AIR Carbon Filters | Fisher Scientific | NC9112250 | Canister |
| Applicator Cotton Tipped, Non Sterile | Materiel Services | 1104 | 10Pack/Case |
| Gauze 2" x 2" | Materiel Services | 1630 | 25Pack/Case |
| Needle tip, 23 GA x 1" | Materiel Services | 39412 | Sold by Case |
| Needle tip, 27 GA x 1.25" | Materiel Services | 25251 | |
| Needle tip, 30 GA x 0.5" | Materiel Services | 22023 | 10Box/Case |
| Ointment, Triple Antibiotic 0.6g | Materiel Services | 2528 | |
| Pouch, Self Seal Sterilization Pouches, 3.5" x 8" | Materiel Services | 1023 | 10Box/Case |
| Ringers Solution 1000ml | Materiel Services | 5263 | 12Bag/Case |
| Scalpel Blade disposable sterile #15 | Materiel Services | 1975 | 3Box/Case |
| Suture, Nylon w/P-3 Needle, 5-0, 18in. | Materiel Services | 4618 | 12/Box |
| Underpad, Disposable 23" x 36" | Materiel Services | 2545 | 15Pack/Case |
| Lubricant, Jelly Surgical Sterile | Materiel Services | 2538 | 12Box/Case |
| Absorbable Foam Gel 2cmx6cmx7mm | Materiel Services | 3107 | |
| Six Piece Set-Screw Screwdriver Set | National Jewelers Supplies | ETSCR98001 | |
| Kwik Sil Adhesive | World Precision Instruments, Inc. | KWIK-SIL | |
| Kwik Sil Tubes | World Precision Instruments, Inc. | 600009 | |
| Chronic silicon electrodes 16 to 64 sites | NeuroNexus Technologies | Varies on Probe Design | |
| Chronic thin film surface electrodes (micr–CoG) 16 to 32 sites | NeuroNexus Technologies | Varies on Probe Design |
References
- Paxinos, G. A. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , Sixth Edition, Academic Press. (2007).
- Fujisawa, S. A. Behavior-dependent short-term assembly dynamics in the medial prefrontal cortex. Nat. Neurosci. 11 (7), 823-833 (2008).
- Merrill, D. B. Electrical stimulation of excitable tissue: design of efficacious and safe protocols. J. Neurosci. Methods. 141, 171-171 (2005).
- Gage, G. J. Naive coadaptive cortical control. J. Neural Eng. 2, 52-52 (2005).
- Marzullo, T. L. Development of Closed-Loop Neural Interface Technology in a Rat Model: Combining Motor Cortex Operant Conditioning With Visual Cortex Microstimulation. IEEE Trans. Neur. Sys. and Rehab. Eng. 18 (2), 117-126 (2010).
- Maynard, E. N. The Utah intracortical electrode array: a recording structure for potential brain-computer interfaces. Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 102, 228-239 (1997).
- Kipke, D. V. Silicon-substrate intracortical microelectrode arrays for long-term recording of neuronal spike activity in cerebral cortex. IEEE Trans. Neural Syst. Rehab. Eng. 11 (2), 151-155 (2003).
- Vetter, R. W. Chronic neural recording using silicon-substrate microelectrode arrays implanted in cerebral cortex. IEEE Trans. Biomed. Eng. 51 (6), 896-904 (2004).
