Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

Анализ нейронной миграции Крест и дифференциация по межвидовой трансплантации

doi: 10.3791/3622 Published: February 7, 2012

Summary

Подход к анализу миграции и в конечном итоге судьба птичьего клеток нервного гребня в перепелиных-химерных эмбрионов куриных описано. Этот метод является простым и техника для отслеживания клеток нервного гребня во время миграции и дифференциации, которые иначе трудно различить в unmanipulated куриного эмбриона.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. Инкубируйте куриных и перепелиных яиц желаемый этап

Для HH9 эмбрионов, типичное время инкубации составляет от 29-33 часов при 38 ° C. 63

  1. Смойте остатки из яиц с теплой водой.
  2. Упорядочить куриные яйца на подносе по горизонтали. Отметить вверх с карандашом, это будет соответствовать той области, где эмбрион будет локализована. Инкубировать перепелиные яйца тупым концом вверх.
  3. Место в 38 ° C увлажненном инкубаторе. Включите функцию качания.

2. Подготовка яиц для окон и вскрытия

  1. Удалите яйца из инкубатора, и стерилизовать вершины с 70% этанола. Лучше всего распылять на этанол и стереть ее быстро с бумажным полотенцем или Kimwipe, чтобы избежать поглощения этанола через яичную скорлупу.
  2. Место куриные яйца на отдельный держатель яйцо (мы используем чашке Петри выстроились со сложенными бумажные полотенца, например, "Kimwipes"). Используя щипцы А.А., нажмите небольшой холе на верхней поверхности скорлупы на остром конце яйца.
  3. Удалить 3 мл 1,5 света альбумина с куриное яйцо с 18 ½ G иглой подкожно и 5 мл шприц. Лучше всего вставить иглу вертикально в отверстие с конической перед заостренный конец яйца (рис. 2A). Таким образом, когда альбумина сняты, есть небольшой риск случайно повредить желток с помощью всасывания. Откажитесь от альбумина. Этот шаг позволит снизить желток и зародыш в яйце, чтобы обеспечить окно будет открыто в яичной скорлупе.
  4. Протрите отверстие с 70% этанолом, как описано выше и скрепите скотчем. Важно, что яичная скорлупа окружающих отверстие полностью лишена альбумина и сухой или клей не запечатать.
  5. С щипцы А.А., нажмите еще одну дыру в отмеченной верхней поверхности горизонтальной яйца, не совсем на вершине. Будьте осторожны, чтобы не допустить щипцы заходить слишком далеко через яичную скорлупу, чтобы не повредить желток или эмбриона.
  6. ВСерт одной стороны изогнутый пинцет ирис в отверстие параллельно яиц. Сжатие вниз на корпусе, работающий в круговое движение, чтобы сломать ~ 2 см в диаметре окна в оболочке яйца куриные. Отменить удалить скорлупу. Кроме того, покрытие верхней поверхности яйца с упаковочной ленты и использовать ножницы, чтобы вырезать окно. Это сводит к минимуму вероятность падения обломков скорлупы в яйце. Эмбрион должен появиться как непрозрачный диск на верхней части желтка. Откажитесь от любого неоплодотворенных яиц (определенные небольшие белые пятна на поверхности желтка или отсутствие бластодерма).
  7. Вводите небольшое количество тушь (разбавленный 1:10 в стерильного раствора Рингера, содержащие "Pen / Strep" антибиотик: конечная концентрация 100 мкг / мл пенициллина и 100 мкг / мл стрептомицина) под бластодерма для оказания помощи в постановке эмбриона. Используйте 1 мл шприц и 26 ½ G шприц, согнувшись в 45 ° у основания иглы, с конической вверх, наоборот, одна маУ использовать вытащил стекло пипеткой Пастера и рот пипеткой аппарата (надевайте защитные очки при изгибе шприц или игла разбитого стекла). Прокол мембраны желток за пределами периметра бластодерма и вставьте кончик иглы под эмбриона, близких к поверхности желтка, но не в зародышевых листков (рис. 2В). Вводите достаточно чернил, чтобы наметить эмбриона, затем осторожно снять иглу (рис. 2). Потребители инъекционных слишком много чернил может привести к смерти эмбриона. Важно, чтобы не вводить любые воздушные пузыри под эмбриона, так как это может быть источником заражения. Примечание: Все решения Рингера, используемых в этой процедуре стерилизации и содержит Pen / Острый, как указано выше. Стерильный фосфатный буферный раствор (PBS) также является приемлемой альтернативой раствор Рингера на всех этапах этого протокола.
  8. Этап эмбриона в соответствии с Гамбургер и Гамильтон 63 и записать сцену на яичной скорлупы в несмываемыми чернилами или карандашом. Этапы лучше всего оценивать по стерomicroscopy с волоконно-оптической "гусиная шея" источников света, которые имеют ограниченный тепловой нагрузки.
  9. Нанесите 2-3 капли теплого стерильного решение Рингера на поверхности эмбриона, чтобы избежать обезвоживания и загрязнения. Временное уплотнение окна с парафильмом растягивается по поверхности яйца.
  10. Повторите шаги 2.2-2.9 со всеми куриных яиц перед началом пересадки экспериментов.
  11. С перепелиным эмбрионов будут использованы только для донорских тканей, в ово шаги 2.2-2.9 может быть опущен. Для бывших ово подготовки доноров эмбрионов, перепелиные яйца инкубируют тупой стороной вверх и открыл в этом регионе с изогнутыми щипцами выявить эмбрион. Использование рассечение ножницами, сделать четыре сокращений в форме квадрата через мембрану желточного и бластодерма вне эмбриона (убедитесь, что все сокращения встречаются). Использование изогнутых щипцов ириса, нежно схватить одного разреза края и поднять эмбриона из яйцеклетки и перенести его на Рингера раствор в чашке Петри. Кроме того, можно использовать кривуюг ириса щипцы для снятия вырезали зародыш снизу, или эмбрион ложкой или пластмассовой пипетки передачи прорубить широкую часть цилиндра, могут быть использованы для передачи эмбриона из яйцеклетки. Аккуратно снимите желточной мембраны с 5 щипцы. Соберите оставшиеся эмбрионы перепела, как указано выше, и поставить их под микроскоп рассечения.

3. Подготовка принимающей эмбриона для получения трансплантата

  1. Удалить парафильмом от хозяина (куриного) эмбриона и использование заостренной иглы вольфрама или 5 щипцы, рвать небольшое отверстие в мембране желточной в нужной области нервной трубки (рис. 3А).
  2. Добавить каплю раствора Рингера в зародыше. Позаботьтесь, чтобы сохранить эмбрион полностью погружен в раствор Рингера в течение всей процедуры, чтобы предотвратить обезвоживание тканей. Продолжайте добавлять капли раствора Рингера на поверхности эмбриона путем передачи пипетки, если необходимо.
  3. Использование стекла вытащил иглу, осторожно сделать ростральной и околоudal поперечные разрезы, соответствующей длине и область интереса в спинной нервной трубки. (Вытащил иглы стекла формируются из кремния стеклянные капилляры, которые были выведены под воздействием высокой температуры с помощью иглы тянуть аппарат.) Для одностороннего трансплантатов разрезы должны распространяться лишь на просвет спинной нервной трубки, так и для двусторонних трансплантатов, сделать надрезы по всей весь спинной нервной трубки. Затем вырежьте на двусторонней основе между спинной нервной трубки и параксиальной мезодермы.
  4. Аккуратно отделить вырезали эксплантов из нервной трубки, то удалить его из эмбриона аспирационных в стакан микропипетки (рис. 3В).

4. Подготовка донорской ткани трансплантата

  1. Выберите стадии соответствует перепелов эмбриона. Держите эмбриона вниз щипцами А.А., удалить желточной оболочки, а также акцизные аналогичного размера области нервной трубки, как описано выше (3,3-3,4) (рис. 3A'-B). В зависимости от потребностей эксперимента, эта область может бытьдополнительные области узла (цыпленок) нервной трубки или из другого региона по-ростро хвостовой оси. (Примечание: для более крупных региональных прививок, в том числе полное нейронных трансплантатов трубки, исследователи, возможно, пожелают добавить протеазы пищеварения на этот шаг, чтобы удалить любой приверженец мезенхимальных тканей от донора ткани до трансплантации, однако, для малых спинной нервный трансплантат трубки на ранних стадиях. , как описанные здесь, протеазы пищеварение не нужно, как нервная трубка легко отделяется от соседних мезенхимы строго хирургических методов.)

5. Graft ткани

  1. Аспирируйте доноров эксплантов в стеклянной пипетки с раствором Рингера. Будьте осторожны, чтобы не вводить никаких пузырьков в пипетку.
  2. Передача эксплантов, прилегающих к вырезали области куриных хозяина. Использование стекла вытащил иглу, ориентироваться эксплантов и осторожно направлять его в удаленной области (рис. 3).
  3. Осторожно добавьте несколько капель раствора Рингерана эмбрион, чтобы предотвратить обезвоживание. Будьте осторожны, чтобы не уронить жидкость непосредственно на трансплантат сайта, поскольку это может выбить трансплантата.
  4. Закройте окно с упаковочной лентой. Убедитесь, что лента уплотнения всей области оконного яйца. Это предотвращает обезвоживание и загрязнение зародыша во время последующей инкубации.
  5. Вернуться яйцо в инкубатор до нужной стадии. Убедитесь, что "качалка" функция отключена при инкубации химеры. Яйца могут быть слегка повернут на руки два раза в день, поскольку это может увеличить свою жизнеспособность, если более поздних стадиях развития ориентированы.

6. Подготовить химерных эмбрионов для секционирования

  1. В экспериментальных конечную точку, отрезать ленту, закрывающую окно с помощью тонких ножниц.
  2. Возьмитесь за край бластодерма с изогнутым пинцетом диафрагмы (проще всего сделать с зубчатыми советов), а затем вырезать эмбриона от желтка с 4 больших сокращений за пределами бластодерма. Передача эмбриона к чашке Петри с раствором Рингера. Позаботьтесь, чтобы минимизировать воздействие на эмбрион в воздух для того, чтобы избежать обезвоживания тканей.
  3. Под стереомикроскопия, осторожно отделить желточной оболочки с использованием бластодерма # 5 щипцы.
  4. Тщательно организовать эмбриона в блюдо так, что эмбрион в ту же ориентацию, как это было в яйце, с окружающими мембраны изложены квартире.
  5. Используйте рассечения иглы из 64 вольфрамовых проводов начисто удалить окружающих бластодерма из эмбриона путем организации иглу на границе зародыш и внеэмбриональной ткани, длиной параллельного вольфрамовой проволоки на дно тарелки. Используйте нежное движение пиления, чтобы прорваться через ткань.
  6. Осторожно снимите амнион с 5 щипцы. В этот момент вы можете, хотите или дальнейшего анализировать область ваших интересов, или оставить эмбрион целом.
  7. Передача эмбриона ледяной 4% парафиновойormaldehyde и рок ночи при 4 ° C.
  8. Подготовка образцов и вставлять для секционирования крио-или парафин.

Проследите пересаженной ткани в принимающей эмбриона. Есть несколько методов для определения перепелов в ткани куриного эмбриона, в том числе выявление перепела ядрышки окрашиванием гематоксилином (перепел ядра имеют очень большие, темные окрашивание включений, чем куриных зародышей), Фельгена-Rossenbeck реакции, акридиновым-оранжевым или бизнес-бензамид пятно в сочетании с электронной микроскопией, или immunolabeling для перепелов антигенов 3,47,65,66. Здесь мы используем антиген QCPN и стандартные целом монтажа или раздел иммунофлюоресценции методы для определения перепелиных клеток нервного гребня в перепелиных-птенец химеры (рис. 4). Эта технология обеспечивает максимальную гибкость в опытно-конструкторских, а иммунофлюоресценции QCPN также может быть объединена с другими антителами для определения дифференцированных клеток, полученных от донора (перепел) тканей. Используйте Standaго целого монтажа или методы иммунофлюоресценции разделе для обозначения перепелиных клеток, полученных в химеры.

7. Представитель Результаты

Представитель образ привиты области нервной трубки после 6ч повторной инкубации (в HH11) показывает, ожидается включение привитых доноров (перепел) ткани в хост (цыпленок) нервной трубки (рис. 4а). Эмбрионы показывает неполной интеграции трансплантата, или асимметричным развитием черепной или сомитов после reincubation должен быть уничтожен.

Поперечное сечение через привитые области на HH11 шоу НКЦ меченных HNK-1 миграции сбоку от нервной трубки. Перепела клетки способствуют NCC миграционных потоков, а также нервной трубки, четко обозначены с QCPN (рис. 4В).

На более поздних стадиях, перепелиные NCC-клеток, полученных можно проследить до их окончательного ткани цели. QCPN меченых клеток перемежаются в мезенхимы куриного эмбрионаверхнечелюстной процесса в E5 (рис. 4С).

Антитела QCPN можно легко комбинировать с другими антителами для изучения дифференциации перепела производных НКЦ в принимающей среде. Перепела NCC-производных тройничного сенсорных нейронов помечены QCPN и Tuj1 антител (Рис. 4D).

Рисунок 1
Рисунок 1. Обзор экспериментальной процедуры и необходимые инструменты.) Host (куриных) и доноров (перепел) эмбрионы должны быть этапе совпадают. Чтобы пометить поток NCC, которая способствует тройничный ганглий и челюстно-нижнечелюстной области, HH9 идеально. В HH9, нервная трубка начинает закрываться в ростральной области, но еще не полностью решена. Серая линия на графиках представляет средней линии закрытия нервной трубки. Пунктирные белые линии указывают на сокращение линии для вырезания области мозга с правой стороны нервной трубки от хозяина и донора етbryos. Исключены регионе принимающей зародыш удаляют, а пересадить донорские ткани для создания в химерных эмбрионов. Б) Необходимые документы: а) 5 мл шприц с 18 ½ G шприц, б) 1 мл шприц с 26 ½ G шприц изогнутый под углом 45 °, в) тушью, г) ясно упаковочную ленту, е), стеклянной пипетки ртом пипетки аппарата, е) 60 мм-Петри, г) А. А. щипцы, ч) изогнутый пинцет ирис с зубчатыми советы, я) # 5 щипцы, у) декоративные ножницы, к), заостренные вольфрамовой проволоки, л) вытащил стекло иглой, м) парафильмом квадратов.

Рисунок 2
Рисунок 2. Подготовка яиц и эмбрионов.) Поперечного сечения диаграммы яйцо, в том числе идеальная точка вставки 18 ½ G шприц для вывода легких альбумина. Б) После снятия ~ 3 мл света альбумин, желток и зародыш снижает внутри яйца, позволяя исследователям сократить «окно» (стрелки) в тОн яичной скорлупы для доступа к эмбриону. Тушь, разбавленное 1:10 в стерильного раствора Рингера, может быть введен под бластодерма обеспечить контраст для удобства постановки эмбрионов. C) куриного эмбриона после красочного.

Рисунок 3
Рисунок 3. Схема и примеры HH этап 9 донора и реципиента эмбрионов на каждом этапе процедуры пересадки.) Chick хозяин эмбриона. Пунктирные линии на диаграмме указано, где желточной оболочки должны быть разорваны на доступ к черепной части для пересадки. Когда разрывается треугольный лоскут желточной оболочки должны быть очищены каудально. Box в изображении указывает вставка используется в (ВС). ») Перепела доноров эмбрионов. Изображение донорского эмбриона вырезали из яйца и помещают в чашку Петри для рассечения тканей трансплантата. Box в изображении указывает вставка используется в (B). Пунктирные линии на схеме (А ') указывают, где желточного и желток мембраны должны быть сокращены для того, чтобы удалить тОн эмбриона из яйцеклетки. B) Host эмбрион с односторонним области мозга нервной трубки вырезают (белые стрелки) ожидает трансплантата. Пунктирная линия на схеме показывает, где сокращения должны быть направлены на акцизные нервной трубки в среднем мозге региона. ) B 'доноров эмбрионов с спинной нервной ткани трансплантата трубки вырезают (трансплантат тканей показано черными стрелками). Пунктирная линия на рисунке показывает, где сокращения должны быть сделаны в перепелиных эмбрионов акцизными тканей донора для одностороннего прививки мозга области нервной трубки. C) химерические эмбрионов после пересадки спинного перепела нейронных эксплантов трубки в области среднего мозга цыпленка.

Рисунок 4
Рисунок 4. Иммунофлуоресценции обнаружения перепела конкретных ядерных QCPN антигена донора клеток, полученных в химерных эмбрионов.) Всего монтажа изображения HH11 химера (привитые на HH9) с указанием QCPN окрашивание в красный и HNK-1 окрашивания (маркер миграции НКЦ) взеленый. 10х увеличение, вид сверху. Б) Сечение через эмбриона в (A), показывая QCPN-положительных перепелов, полученных клеток в нервной трубки и миграционных NCC совместно окрашивали HNK-1 (зеленый). 40-кратном увеличении. C) поперечное сечение верхней челюсти процесс E5 химера (инкубируют в течение 3 дней после трансплантата), показывая QCPN-положительных NCC-клеток, полученных (красный), которые мигрировали из привитых области нервной трубки до их окончательного места в зародыше. 10-кратным увеличением. D) Раздел через E5 химера показывающие вклад перепелов, полученных НКК тройничный ганглий (красный) и дифференциации в TuJ1-позитивных нейронов (зеленый). 40-кратном увеличении. * НКЦ, депутат, верхнечелюстной процесса; NT, нервная трубка, ТГ, тройничный ганглий.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Прививки перепела нервной трубки эмбриона в принимающей куриных описанный здесь простой и недорогой способ для отслеживания конкретных субпопуляций мигрирующих НКЦ, исходящие из разных регионов по-ростро хвостовой оси 21,67-69. Эта техника использует легкость доступа к птичьему эмбрионов (по сравнению с эмбрионов млекопитающих) и может сочетаться с другими методами, такими как удаление тканей, инъекции тормозных молекул или генетических манипуляций с помощью электропорации выражение плазмиды, экспериментально исследовать ответ конкретных популяций мигрирующих NCC различные сигналы в развитии эмбрионов 47,69.

Перепела, цыпленок химеры являются мощным инструментом для изучения миграции NCC и дифференциации, и эта методика может быть адаптирована для включения трансплантации других тканях, кроме нервной трубки. Наращивание ткани в перепелиных куриного эмбриона является устоявшейся techniquэлектронной 13,21,70-76, но лучше узнали визуальной демонстрации, как микродиссекции небольших регионов нейронных трубы требуют очень мелкая моторика.

Поскольку перепела клеток, полученных можно легко отличить от клеток хозяина куриных через иммунной с перепелиными-специфических антител QCPN, развития потенциала НКЦ, вытекающих из конкретных регионов нервной трубки могут быть выведены из дифференциации донора (перепел) клеток в экспериментальных Конечная точка, например, наличие QCPN положительных клеток в periocular региона и роговицы, после прививки перепела нервной трубки в области среднего мозга куриных эмбрионов на HH9 показывает, что миграционные нервного гребня в этом регионе вызывает эндотелий роговицы и стромы 77. Нейронные трансплантатов трубку HH9-10 показывают NCC вклад в тройничный ганглий и жаберных дуг. Кроме того, перепелиные производных сенсорных нейронов можно отслеживать с помощью другого перепел-нейрон конкретных (QN) антител 78,79.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторы не имеют ничего раскрывать.

Acknowledgments

Авторы выражают благодарность членам Lwigale лаборатории критику рукописи. SLG поддерживается Рут Л. Kirschstein НРСА стипендии от Национального института глаза (F32 EY02167301). Пыл при поддержке Национального института глаза (EY018050).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Chick eggs Various
Quail eggs Various
Egg incubator (Digital Readout 1502 Sportsman Incubator w/Humidity 110-120 Volt AC) Poultry Supply 1502
Dumont AA forceps, Inox Epoxy-coated Fine Science Tools 11210-10
Scotch tape Any Supplier
Curved Iris forceps Fine Science Tools 11065-07
India ink Any Supplier
Pen/Strep (Penicillin, Streptomycin) Solution VWR international 101447-068
Clear Packing tape Any Supplier
Needle pulling apparatus Narishige International PE-21
Pulled glass needle, made from 1.5-1.8 x 100mm borosilicate glass capillary tube Kimble Chase 34500 99
Pulled glass pipette, made from 5¾" Pasteur pipette Fisher Scientific 13-678-6A
Mouth pipette apparatus (aspirator tube assembly for calibrated microcapillary pipette) Sigma-Aldrich A5177-52A
Dumont #5 forceps Fine Science Tools 11251-30
Tungsten wire, 0.1mm diameter VWR international AA10404-H2
Needle holders (Nickel-plated pin holder) Fine Science Tools 26018-17
QCPN antiserum Developmental Studies Hybridoma Bank QCPN
Alexa Fluor secondary antibody (e.g., Alexa Fluor 594 goat anti-mouse IgG1) Invitrogen A21125
Ringer’s Solution (2L):
  • 14.4g NaCl
  • 0.34g CaCl2
  • 0.74g KCl
  • 0.230g Na2HPO4
  • 0.04g KH2PO4
  • ddH2O to 2L
  • Filter and autoclave
Fisher Scientific
  • 7647-14-5
  • 10043-52-4
  • 7447-40-7
  • 7558-79-4
  • 7778-77-0

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Le Douarin, G., Renaud, D. Morphologic and physiologic study of the differentiation in vitro of quail embryo precardial mesoderm. Bull. Biol. Fr. Belg. 103, (3), 453-468 (1969).
  2. Teillet, M. A., Ziller, C., Le Douarin, N. M. Quail-chick chimeras. Methods. Mol. Biol. 461, 337-350 (2008).
  3. Le Douarin, N. A biological cell labeling technique and its use in expermental embryology. Dev. Biol. 30, (1), 217-222 (1973).
  4. Noden, D. M. An analysis of migratory behavior of avian cephalic neural crest cells. Dev. Biol. 42, (1), 106-130 (1975).
  5. Johnston, M. C. A radioautographic study of the migration and fate of cranial neural crest cells in the chick embryo. Anat. Rec. 156, (2), 143-155 (1966).
  6. Noden, D. M. The control of avian cephalic neural crest cytodifferentiation. I. Skeletal and connective tissues. Dev. Biol. 67, (2), 296-312 (1978).
  7. Oka, K. The role of TGF-beta signaling in regulating chondrogenesis and osteogenesis during mandibular development. Dev. Biol. 303, (1), 391-404 (2007).
  8. Chai, Y. Fate of the mammalian cranial neural crest during tooth and mandibular morphogenesis. Development. 127, (8), 1671-1679 (2000).
  9. Lengele, B., Schowing, J., Dhem, A. Embryonic origin and fate of chondroid tissue and secondary cartilages in the avian skull. Anat. Rec. 246, (3), 377-393 (1996).
  10. Le Douarin, N. M., Ziller, C., Couly, G. F. Patterning of neural crest derivatives in the avian embryo: in vivo and in vitro studies. Dev. Biol. 159, (1), 24-49 (1993).
  11. Lallier, T. E. Cell lineage and cell migration in the neural crest. Ann. N.Y. Acad. Sci. 615, 158-171 (1991).
  12. Nakamura, H. Mesenchymal derivatives from the neural crest. Arch. Histol. Jpn. 45, (2), 127-138 (1982).
  13. Le Lievre, C. S., Le Douarin, N. M. Mesenchymal derivatives of the neural crest: analysis of chimaeric quail and chick embryos. J. Embryol. Exp. Morphol. 34, (1), 125-154 (1975).
  14. Rawles, M. E. The Development of Melanophores from Embryonic Mouse Tissues Grown in the Coelom of Chick Embryos. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 26, (12), 673-680 (1940).
  15. Rawles, M. E. The Pigment-Forming Potency of Early Chick Blastoderms. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 26, (1), 86-94 (1940).
  16. Mosher, J. T. Intrinsic differences among spatially distinct neural crest stem cells in terms of migratory properties, fate determination, and ability to colonize the enteric nervous system. Dev. Biol. 303, (1), 1-15 (2007).
  17. Dupin, E., Le Douarin, N. M. Development of melanocyte precursors from the vertebrate neural crest. Oncogene. 22, (20), 3016-3023 (2003).
  18. Faraco, C. D., Vaz, S. A., Pastor, M. V., Erickson, C. A. Hyperpigmentation in the Silkie fowl correlates with abnormal migration of fate-restricted melanoblasts and loss of environmental barrier molecules. Dev. Dyn. 220, (3), 212-225 (2001).
  19. Selleck, M. A., Bronner-Fraser, M. Avian neural crest cell fate decisions: a diffusible signal mediates induction of neural crest by the ectoderm. Int. J. Dev. Neurosci. 18, (7), 621-627 (2000).
  20. Stocker, K. M., Sherman, L., Rees, S., Ciment, G. Basic FGF and TGF-beta 1 influence commitment to melanogenesis in neural crest-derived cells of avian embryos. Development. 111, (2), 635-645 (1991).
  21. Le Douarin, N. M., Teillet, M. A. Experimental analysis of the migration and differentiation of neuroblasts of the autonomic nervous system and of neurectodermal mesenchymal derivatives, using a biological cell marking technique. Dev. Biol. 41, (1), 162-184 (1974).
  22. Noden, D. M. The control of avian cephalic neural crest cytodifferentiation. II. Neural tissues. Dev. Biol. 67, (2), 313-329 (1978).
  23. Barraud, P. Neural crest origin of olfactory ensheathing glia. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, (49), 21040-21045 (2010).
  24. Li, H. Y., Say, E. H., Zhou, X. F. Isolation and characterization of neural crest progenitors from adult dorsal root ganglia. Stem Cells. 25, (8), 2053-2065 (2007).
  25. Carney, T. J. A direct role for Sox10 in specification of neural crest-derived sensory neurons. Development. 133, (23), 4619-4630 (2006).
  26. Maro, G. S. Neural crest boundary cap cells constitute a source of neuronal and glial cells of the PNS. Nat. Neurosci. 7, (9), 930-938 (2004).
  27. Bronner-Fraser, M. Molecular analysis of neural crest formation. J. Physiol. Paris. 96, (1-2), 3-8 (2002).
  28. Paratore, C., Goerich, D. E., Suter, U., Wegner, M., Sommer, L. Survival and glial fate acquisition of neural crest cells are regulated by an interplay between the transcription factor Sox10 and extrinsic combinatorial signaling. Development. 128, (20), 3949-3961 (2001).
  29. Britsch, S. The transcription factor Sox10 is a key regulator of peripheral glial development. Genes Dev. 15, (1), 66-78 (2001).
  30. Bronner-Fraser, M. Origin of the avian neural crest. Stem Cells. 13, (6), 640-646 (1995).
  31. Jessen, K. R., Mirsky, R. Neural development. Fate diverted. Curr. Biol. 4, (9), 824-827 (1994).
  32. Le Douarin, N., Dulac, C., Dupin, E., Cameron-Curry, P. Glial cell lineages in the neural crest. Glia. 4, (2), 175-184 (1991).
  33. Chan, W. Y., Cheung, C. S., Yung, K. M., Copp, A. J. Cardiac neural crest of the mouse embryo: axial level of origin, migratory pathway and cell autonomy of the splotch (Sp2H) mutant effect. Development. 131, (14), 3367-3379 (2004).
  34. Bronner-Fraser, M. Segregation of cell lineage in the neural crest. Curr. Opin. Genet. Dev. 3, (4), 641-647 (1993).
  35. Peters-vander Sanden, M. J., Luider, T. M., vander Kamp, A. W., Tibboel, D., Meijers, C. Regional differences between various axial segments of the avian neural crest regarding the formation of enteric ganglia. Differentiation. 53, (1), 17-24 (1993).
  36. Kuratani, S., Bockman, D. E. Capacity of neural crest cells from various axial levels to participate in thymic development. Cell Tissue Res. 263, (1), 99-105 (1991).
  37. Leblanc, G. G., Epstein, M. L., Bronner-Fraser, M. E. Differential development of cholinergic neurons from cranial and trunk neural crest cells in vitro. 137, (2), 318-330 (1990).
  38. Golding, J. P., Trainor, P., Krumlauf, R., Gassmann, M. Defects in pathfinding by cranial neural crest cells in mice lacking the neuregulin receptor ErbB4. Nat. Cell. Biol. 2, (2), 103-109 (2000).
  39. Kulesa, P. M., Bailey, C. M., Kasemeier-Kulesa, J. C., McLennan, R. Cranial neural crest migration: new rules for an old road. Dev. Biol. 344, (2), 543-554 (2009).
  40. Lwigale, P. Y., Bronner-Fraser, M. Semaphorin3A/neuropilin-1 signaling acts as a molecular switch regulating neural crest migration during cornea development. Dev. Biol. 336, (2), 257-265 (2009).
  41. Killian, O. lesnicky, Birkholz, E. C., A, D., Artinger, K. B. A role for chemokine signaling in neural crest cell migration and craniofacial. Dev. Biol. 333, (1), 161-172 (2009).
  42. Gammill, L. S., Gonzalez, C., Bronner-Fraser, M. Neuropilin 2/semaphorin 3F signaling is essential for cranial neural crest migration and trigeminal ganglion condensation. Dev. Neurobiol. 67, (1), 47-56 (2007).
  43. Osborne, N. J., Begbie, J., Chilton, J. K., Schmidt, H., Eickholt, B. J. Semaphorin/neuropilin signaling influences the positioning of migratory neural crest cells within the hindbrain region of the chick. Dev. Dyn. 232, (4), 939-949 (2005).
  44. Kanzler, B., Foreman, R. K., Labosky, P. A., Mallo, M. BMP signaling is essential for development of skeletogenic and neurogenic cranial neural crest. Development. 127, (5), 1095-1104 (2000).
  45. Garcia-Lopez, R., Pombero, A., Martinez, S. Fate map of the chick embryo neural tube. Dev. Growth Differ. 51, (3), 145-165 (2009).
  46. Goldstein, A. M., Nagy, N. A bird's eye view of enteric nervous system development: lessons from the avian embryo. Pediatr. Res. 64, (4), 326-333 (2008).
  47. Le Douarin, N., Dieterlen-Lievre, F., Creuzet, S., Teillet, M. A. Quail-chick transplantations. Methods Cell. Biol. 87, 19-58 (2008).
  48. Wingate, R. J., Lumsden, A. Persistence of rhombomeric organisation in the postsegmental hindbrain. Development. 122, (7), 2143-2152 (1996).
  49. Karagenc, L., Sandikci, M. Tissue distribution of cells derived from the area opaca in heterospecific quail-chick blastodermal chimeras. J. Anat. 216, (1), 16-22 (2010).
  50. Teague, W. J., Jayanthi, N. V., Lear, P. V., Johnson, P. R. Foregut mesenchyme contributes cells to pancreatic acini during embryonic development in a chick-quail chimera model. Pediatr. Surg. Int. 21, (3), 138-142 (2005).
  51. Borue, X., Noden, D. M. Normal and aberrant craniofacial myogenesis by grafted trunk somitic and segmental plate mesoderm. Development. 131, (16), 3967-3980 (2004).
  52. He, L. Three different fates of cells migrating from somites into the limb bud. Anat. Embryol. (Berl). 207, (1), 29-34 (2003).
  53. Huang, R., Zhi, Q., Christ, B. The relationship between limb muscle and endothelial cells migrating from single somite. Anat. Embryol. (Berl). 206, (4), 283-289 (2003).
  54. Hidalgo-Sanchez, M., Simeone, A., Alvarado-Mallart, R. M. Fgf8 and Gbx2 induction concomitant with Otx2 repression is correlated with midbrain-hindbrain fate of caudal prosencephalon. Development. 126, (14), 3191-3203 (1999).
  55. Verberne, M. E., Gittenberger-de Groot, A. C., Poelmann, R. E. Lineage and development of the parasympathetic nervous system of the embryonic chick heart. Anat. Embryol. (Berl). 198, (3), 171-184 (1998).
  56. Burns, A. J., Douarin, N. M. The sacral neural crest contributes neurons and glia to the post-umbilical gut: spatiotemporal analysis of the development of the enteric nervous system. Development. 125, (21), 4335-4347 (1998).
  57. Debby-Brafman, A., Burstyn-Cohen, T., Klar, A., Kalcheim, C. F-Spondin, expressed in somite regions avoided by neural crest cells, mediates inhibition of distinct somite domains to neural crest migration. Neuron. 22, (3), 475-488 (1999).
  58. Lwigale, P. Y., Bronner-Fraser, M. Lens-derived Semaphorin3A regulates sensory innervation of the cornea. Dev. Biol. 306, (2), 750-759 (2007).
  59. Nakamura, H., Funahashi, J. Introduction of DNA into chick embryos by in ovo electroporation. Methods. 24, (1), 43-48 (2001).
  60. Chen, Y. X., Krull, C. E., Reneker, L. W. Targeted gene expression in the chicken eye by in ovo electroporation. Mol. Vis. 10, 874-883 (2004).
  61. Sato, F., Nakagawa, T., Ito, M., Kitagawa, Y., Hattori, M. A. Application of RNA interference to chicken embryos using small interfering RNA. J. Exp. Zool. A. Comp. Exp. Biol. 301, (10), 820-827 (2004).
  62. Lwigale, P. Y., Schneider, R. A. Other chimeras: quail-duck and mouse-chick. Methods Cell. Biol. 87, 59-74 (2008).
  63. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. 1951. Dev. Dyn. 195, (4), 231-272 (1992).
  64. Brady, J. A simple technique for making very fine, durable dissecting needles by sharpening tungsten wire electrolytically. Bull. World Health Organ. 32, (1), 143-144 (1965).
  65. Le Douarin, N. M. A Feulgen-positive nucleolus. Exp. Cell. Res. 77, (1), 459-468 (1973).
  66. Feulgen, R., Rossenbeck, H. Mikroskopisch-chemischer Nachweis einer Nucleinsaure vom typus der Thymonucleinsiiure und die darauf beruhende elektive Faibung von Zellkemen in mikroskopischen Praparaten. Hoppe-Seyler's Z. Physiol. Chem. 135, 203-252 (1924).
  67. Lwigale, P. Y., Conrad, G. W., Bronner-Fraser, M. Graded potential of neural crest to form cornea, sensory neurons and cartilage along the rostrocaudal axis. Development. 131, (9), 1979-1991 (2004).
  68. Weston, J. A. A radioautographic analysis of the migration and localization of trunk neural crest cells in the chick. Dev. Biol. 6, 279-310 (1963).
  69. Le Douarin, N. M., Kalcheim, C. The Neural Crest. 2nd Ed, Cambridge University Press. (2009).
  70. Le Douarin, N. M., Teillet, M. A. The migration of neural crest cells to the wall of the digestive tract in avian embryo. J. Embryol. Exp. Morphol. 30, (1), 31-48 (1973).
  71. Douarin, N. M. L. e, Jotereau, F. V. Tracing of cells of the avian thymus through embryonic life in interspecific chimeras. J. Exp. Med. 142, (1), 17-40 (1975).
  72. Le Douarin, N. M., Renaud, D., Teillet, M. A., Le Douarin, G. H. Cholinergic differentiation of presumptive adrenergic neuroblasts in interspecific chimeras after heterotopic transplantations. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 72, (2), 728-732 (1975).
  73. Houssaint, E., Belo, M., Le Douarin, N. M. Investigations on cell lineage and tissue interactions in the developing bursa of Fabricius through interspecific chimeras. Dev. Biol. 53, (2), 250-264 (1976).
  74. Le Douarin, N. M., Jotereau, F. V., Houssaint, E., Belo, M. Ontogeny of the avian thymus and bursa of Fabricius studied in interspecific chimeras. Ann. Immunol. (Paris). 127, (6), 849-856 (1976).
  75. Fontaine, J., Le Douarin, N. M. Analysis of endoderm formation in the avian blastoderm by the use of quail-chick chimaeras. The problem of the neurectodermal origin of the cells of the APUD series. J. Embryol. Exp. Morphol. 41, 209-222 (1977).
  76. Narayanan, C. H., Narayanan, Y. On the origin of the ciliary ganglion in birds studied by the method of interspecific transplantation of embryonic brain regions between quail and chick. J. Embryol. Exp. Morphol. 47, 137-148 (1978).
  77. Lwigale, P. Y., Cressy, P. A., Bronner-Fraser, M. Corneal keratocytes retain neural crest progenitor cell properties. Dev. Biol. 288, (1), 284-293 (2005).
  78. Lwigale, P. Y. Embryonic origin of avian corneal sensory nerves. Dev. Biol. 239, (2), 323-337 (2001).
  79. Tanaka, H., Kinutani, M., Agata, A., Takashima, Y., Obata, K. Pathfinding during spinal tract formation in the chick-quail chimera analysed by species-specific monoclonal antibodies. Development. 110, (2), 565-571 (1990).
Анализ нейронной миграции Крест и дифференциация по межвидовой трансплантации
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Griswold, S. L., Lwigale, P. Y. Analysis of Neural Crest Migration and Differentiation by Cross-species Transplantation. J. Vis. Exp. (60), e3622, doi:10.3791/3622 (2012).More

Griswold, S. L., Lwigale, P. Y. Analysis of Neural Crest Migration and Differentiation by Cross-species Transplantation. J. Vis. Exp. (60), e3622, doi:10.3791/3622 (2012).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter