Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Analyse av Neural Crest Migrasjon og differensiering av Cross-arter Transplantation

Published: February 7, 2012 doi: 10.3791/3622
Automatic Translation
1, 1
1Department of Biochemistry and Cell Biology, Rice University

Summary

En tilnærming for å analysere migrasjon og eventuell skjebne av aviær neural crest cellene i vaktel-chick chimeric embryoer er beskrevet. Denne metoden er en enkel og grei teknikk for sporing neural crest cellene under trekket og differensiering som ellers er vanskelig å skille innenfor en unmanipulated kylling embryo.

Abstract

Avian embryoer gir en unik plattform for å studere mange virveldyr utviklingsprosesser, på grunn av enkel tilgang av embryoene i egget. Chimeric avian embryo, der vaktel donor vev blir transplantert inn en kylling embryo i ovo, kombinere kraften uutslettelige genetisk merking av celle populasjoner med enkel manipulasjon presenteres av aviær embryo.

Quail-chick chimeras er et klassisk verktøy for å spore vandrende neural crest cellene (NCCer) 1-3. NCCer er en forbigående vandringer populasjon av celler i embryoet, som stammer i den dorsale delen av å utvikle nevralrøret 4. De gjennomgår en epitelial til mesenchymale overgang og deretter migrere til andre regioner av embryoet, hvor de differensiere i ulike celletyper, inkludert 5-13 brusk, melanocytter 11,14-20, nevroner og gliaceller 21-32. NCCer er multipotent, og deres endelige skjebne er innflytelsepåvirket av 1) den delen av nevralrøret hvor de stammer langs Rostro-kaudal aksen av embryoet 11,33-37, 2) signaler fra nabocellene som de vandrer 38-44, og 3) mikromiljøet av deres endelige destinasjon i fosteret 45,46. Følge disse cellene fra deres synspunkt opprinnelse i nevralrøret, til sin endelige posisjon og skjebne innenfor fosteret, gir viktig innsikt i de utviklingsprosesser som regulerer mønster og organogenesen.

Transplantasjon av komplementære områder av donor nevralrøret (homotopic pode) eller ulike regioner av donor nevralrøret (heterotop pode) kan avsløre forskjeller i pre-spesifikasjon av NCCer langs Rostro-kaudal aksen 2,47. Denne teknikken kan videre tilpasses transplantere en ensidig kupé av nevralrøret, slik at den ene siden er avledet fra donor vev, og motsatt side restene uaffisert i verten embryo, yiElding en intern kontroll innenfor samme prøve 2,47. Det kan også tilpasses for transplantasjon av hjernen segmenter i senere embryoer, etter HH10, når den fremre nevralrøret har stengt 47.

Her rapporterer vi teknikker for å generere vaktel-chick chimeras via nevralrøret transplantasjon, som gir mulighet for sporing av trekkende NCCer avledet fra en diskret del av nevralrøret. Artsspesifikk merking av donor-deriverte celler med vaktel-spesifikt QCPN antistoff 48-56 tillater forskeren å skille donor og vertsceller ved eksperimentelle endepunktet. Denne teknikken er enkel, billig, og har mange bruksområder, inkludert skjebne-mapping, celle avstamning sporing, og identifisere pre-mønster hendelser langs Rostro-kaudal aksen 45. På grunn av den enkle tilgangen til avian embryo, kan vaktel-chick pode teknikk kombineres med andre manipulasjoner, inkludert men ikke begrenset til objektiv ablasjon 40, injeksjon av hemmende molekyler 57,58, eller genetisk manipulering via electroporation av uttrykk plasmider 59-61, for å identifisere responsen av bestemte trekkende strømmer av NCCer til forstyrrelsene i embryoet utviklingstrinn program. Videre kan dette pode teknikken også brukes til å generere andre interspecific chimeric embryoer som vaktel-Duck chimeras å studere NCC bidrag til kraniofaciale morphogenesis, eller mus-chick chimeras å kombinere kraften til musen genetikk med den enkle manipulering av aviær embryoet . 62

Protocol

1. Inkuber dama og vaktler egg til ønsket scene

For HH9 embryoer, typiske inkubasjonstider varierer fra 29-33 timer ved 38 ° C. 63

  1. Vask eventuelle rester fra eggene med lunkent vann.
  2. Ordne kylling egg på brett horisontalt. Marker den siden som vender opp med blyant, og dette vil tilsvare den regionen hvor embryoet vil bli lokalisert. Inkuber vaktel egg butte enden opp.
  3. Plass i 38 ° C fuktet inkubator. Slå på gyngefunksjon.

2. Forbered egg for windowing og disseksjon

  1. Fjern egg fra inkubator, og sterilisere topper med 70% etanol. Det er best å spraye på etanol, og tørk det av raskt med et papirhåndkle eller Kimwipe å unngå absorpsjon av etanol gjennom eggeskallet.
  2. Legg kyllingen egg på en individuell egg holder (vi bruker en petriskål foret med foldede papirhåndklær, for eksempel "Kimwipes"). Ved hjelp av AA tang, trykk på en liten HOLe inn den øvre overflaten av eggeskallet ved den spisse enden av egget.
  3. Fjern 1.5-3ml av lys albumin fra kylling egg med en 18 ½ G kanyle og 5 ml sprøyte. Det er best å sette nålen loddrett ned i hullet, med skråkant vendt den spisse enden av egget (Figur 2A). På denne måten når albumin er trukket tilbake, er det liten risiko for uhell skade eggeplomme via sugekraft. Kast albumin. Dette trinnet vil senke eggeplomme og embryo i egg for å tillate et vindu for å bli åpnet i eggeskallet.
  4. Tørk hullet med 70% etanol som beskrevet ovenfor, og forsegle det med teip. Det er viktig at eggeskallet rundt hullet er helt blottet for albumin og tørr eller limet vil ikke forsegle.
  5. Med AA tang, klikker i et annet hull i den markerte øvre overflaten av horisontal egg, ikke helt på toppen. Pass på å ikke la tang går for langt gjennom eggeskallet for å unngå skader på eggeplomme eller embryo.
  6. ISert ene siden av de buede iris tang i hullet parallelt med egg skall. Knipe ned på skallet, arbeider i en sirkulær bevegelse for å bryte en ~ 2 cm i diameter vindu i høna eggeskallet. Kast fjernet eggeskallet. Alternativt dekker den øvre overflaten av egg med pakking tape og bruke en saks til å klippe ut av vinduet. Dette minimerer sjansen for eggeskallet rusk faller inn i egget. Embryoet skal fremstå som en ugjennomsiktig plate på toppen av eggeplomme. Kast eventuelle unfertilized egg (identifisert ved liten hvit flekk på overflaten av eggeplomme, eller fravær av blastoderm).
  7. Injiser en liten mengde tusj (fortynnet 1:10 i steril Ringer-løsning som inneholder "Pen / Strep" antibiotika: endelig konsentrasjon 100 mg / ml penicillin og 100 mikrogram / ml streptomycin) under blastoderm å bistå med oppsamlingsnøkkel fosteret. Bruk en 1 ml sprøyte og 26 ½ G kanyle, bøyd i en 45 ° vinkel i bunnen av nålen, med skråkant vendt opp, alternativt en may bruke en trakk glass Pasteur pipette og munn pipettering apparater (øyebeskyttelse når du bøyer kanyle eller bryte glass nål). Punkter i plommesekken utenfor omkretsen av blastoderm og skyv tuppen av nålen under embryo, nær overflaten av eggeplomme, men ikke i de embryonale lagene (figur 2B). Injiser akkurat nok blekk til å skissere embryo, deretter forsiktig trekke nålen (figur 2C). Injisere for mye blekk kan føre til embryodød. Det er viktig ikke å injisere noen luftbobler under embryo, da dette kan være en kilde for forurensning. NB: All Ringer-løsning som brukes i denne prosedyren er sterilisert og inneholder Pen / Strep som definert ovenfor. Steril fosfatbufret saltvann (PBS) er også et akseptabelt alternativ til Ringers løsning på alle trinn av denne protokollen.
  8. Iscenesette fosteret ifølge Hamburger og Hamilton 63 og spille på scenen på eggeskallet i permanent blekk eller blyant. Stadier er best vurderes etter stereomicroscopy, med fiberoptiske "svanehals" lyskilder som har en begrenset varmebelastning.
  9. Påfør 2-3 dråper varm steril Ringer-løsning til overflaten av embryoet å hindre dehydrering og forurensing. Midlertidig forsegle vinduet med Parafilm strukket over overflaten av egget.
  10. Gjenta trinn 02.02 til 02.09 med alle chick egg før begynner de transplanterte eksperimenter.
  11. Siden vaktler embryoer blir kun brukt til donor vev, i ovo trinn 2.2 til 2.9 kan utelates. For ex ovo utarbeidelse av donor embryoer, blir vaktler egg ruges sløv side opp og åpnet i denne regionen med buede tang å avsløre embryo. Ved hjelp dissekere saks, lage fire kutt i form av en firkant gjennom vitelline membranen og blastoderm utenfor embryo (sørg for at alle kutt møtes). Bruke en buet iris tang, forsiktig tak en klippkanten og løft embryo fra egget og overføre den til Ringesignaler løsning i en petriskål. Alternativt kan man bruke kurvend iris tang for å løfte excised embryo fra under, eller et embryo skje eller plast overføringspipetten skjære gjennom den bredere delen av sylinderen, kan brukes til å overføre embryo ut av egget. Fjern forsiktig vitelline membranen med # 5 tang. Samle de resterende vaktler embryoene som ovenfor, og iscenesetter dem under en dissekere mikroskop.

3. Forbered verten embryoet å motta transplantatet

  1. Fjern Parafilm fra verten (dama) embryo og bruker en skjerpet tungsten nål eller # 5 tang, rive et lite hull i vitelline membranen på ønsket område av nevralrøret (figur 3A).
  2. Tilsett en dråpe Ringer-løsning til embryoet. Pass på å holde fosteret helt nedsenket i Ringer-løsning under hele prosedyren for å hindre uttørking av vev. Hold tilføyer dråper av Ringer-løsning til overflaten av embryoet via overføringspipetten om nødvendig.
  3. Ved hjelp av en trakk glass nål, nøye lage rostral og caudal tverrgående snitt tilsvarende lengden og regionen interesse i dorsal nevralrøret. (Trukket glass nåler genereres fra silisium glass kapillarrør som har blitt dratt under varme med en nål trekke apparat.) For ensidig grafts snittene skal bare utvide til lumen av dorsal nevralrøret, og for bilaterale grafts, gjør snittene tvers hele dorsal nevralrøret. Deretter kuttet bilateralt mellom dorsal nevralrøret og paraksiale mesoderm.
  4. Forsiktig skille excised eksplantering fra nevralrøret så fjerne det fra embryo ved å aspirere til en glass mikropipette (Figur 3B).

4. Klargjør donor pode vev

  1. Velg en scene-matchet vaktel embryo. Hold embryoet ned med AA tang, fjerne vitelline membranen, og avgiftsdirektoratet en lignende størrelse regionen nevralrøret som beskrevet ovenfor (03.03-03.04) (figur 3A'-B '). Avhengig av behovene til eksperimentet, kan denne regionen være enkomplementære region av verten (dama) nevralrøret eller fra en annen region langs Rostro-kaudal aksen. (NB: for større regionale grafts, inkludert fullstendige nevralrørsdefekter grafts, kan forskerne ønsker å legge en protease fordøyelsen på dette trinnet for å fjerne enhver tilhenger mesenchymale vev fra donor vevet før transplantasjon er imidlertid for små dorsal nevralrørsdefekter grafts i tidlige stadier. , er så detaljert her, er protease fordøyelsen ikke nødvendig ettersom nevralrøret er lett skilt fra tilstøtende mesenchyme av strengt kirurgiske teknikker.)

5. Pode vevet

  1. Aspirer donor eksplantering i et glass mikropipette inneholder Ringer løsning. Vær forsiktig så du ikke innføre noen bobler i pipetten.
  2. Overfør eksplantering ved siden excised regionen av dama verten. Bruke trakk glass nål, den eksplantering orientere og forsiktig lede den inn i ablated regionen (Figur 3C).
  3. Nøye legge noen dråper Ringers løsningtil fosteret for å unngå dehydrering. Pass på å unngå å miste væske direkte på graftet nettsted som dette kan løsne pode.
  4. Tett vinduet med pakking tape. Kontroller at forseglingsbåndet hele regionen i windowed egg. Dette forhindrer dehydrering og forurensing av embryo under påfølgende inkubasjon.
  5. Returner egg til inkubatoren til ønsket scene. Pass på at "gynger"-funksjonen er slått av mens ruger de chimeras. Egg kan være forsiktig dreies for hånd to ganger om dagen, da dette kan øke sin levedyktighet hvis senere stadier av utvikling er målrettet.

6. Forbered chimeric embryoer for seksjonering

  1. På den eksperimentelle endepunktet, skjære vekk tapen dekker vinduet med fine saks.
  2. Ta tak i kanten av blastoderm med buet iris tang (enklest å gjøre med taggete tips), og deretter klippe embryoet bort fra plommen med 4 store kutt utenfor grensene av blastoderm. Overfør embryo til en petriskål med Ringer løsning. Pass på å minimalisere eksponeringen av embryoet til luft for å unngå dehydrering av vev.
  3. Under stereomikroskopi, forsiktig skille vitelline membranen fra blastoderm bruke # 5 tang.
  4. Nøye ordne embryo i fatet slik at embryoet er i samme retning som det var i egget, med omkringliggende membraner lagt ut flatt.
  5. Bruk dissekere nåler laget av wolfram ledninger 64 til rent fjerne den omkringliggende blastoderm fra embryo ved å arrangere nålen på grensen av embryoet og extraembryonic vev, med lengden på wolfram ledning parallell til bunnen av fatet. Bruk en mild saging bevegelse for å skjære gjennom vev.
  6. Fjern forsiktig amnion med # 5 tang. På dette punktet kan du ønsker å enten ytterligere dissekere regionen av interesse, eller la embryoet hele.
  7. Overfør embryo til iskalde 4% paraformaldehyde og rock over natten ved 4 ° C.
  8. Forbered prøver og legge til Cryo-eller parafin snitting.

Spor podet vev i verten embryo. Det finnes flere teknikker for å identifisere vaktel vev innenfor en kylling embryo, herunder deteksjon av vaktel nucleoli med hematoxylin farging (vaktel kjerner har veldig store, mørke flekker inneslutninger enn kylling kjerner), den Feulgen-Rossenbeck reaksjon, acridine-oransje eller biz-benzamide flekken kombinert med elektronmikroskopi, eller immunolabeling for vaktel-spesifikke antigener 3,47,65,66. Her bruker vi QCPN antigen og standard hel-mount eller seksjon immunfluorescens teknikker for å identifisere vaktler neural crest cellene i vaktel-chick chimeras (figur 4). Denne teknikken gir størst fleksibilitet i eksperimentell design, som QCPN immunfluorescens kan også kombineres med andre antistoffer for å identifisere differensierte celler avledet fra donor (vaktel) vev. Bruk STANDArd hel-mount eller § immunfluorescens teknikker for å merke vaktel-deriverte celler i chimeras.

7. Representative Resultater

En representant bilde av podet regionen nevralrøret etter 6t av re-inkubasjon (til HH11) viser forventet innlemmelse av podet donor (vaktel) vev i verten (dama) nevralrøret (Figur 4A). Embryoer viser ufullstendig integrering av graftet, eller asymmetrisk utvikling av skallen eller somites etter reincubation skal kastes.

Snitt gjennom podet regionen på HH11 show NCCer merket med HNK-1 migrere sidelengs vekk fra nevralrøret. Quail celler som bidrar til NCC vandrende strømmen, og til nevralrøret, er tydelig merket med QCPN (Figur 4B).

Ved senere stadier kan vaktler NCC-deriverte celler spores til sin endelige målet vev. QCPN merket celler ispedd innenfor kylling embryo mesenchymeav maxillaris prosessen ved E5 (Figur 4C).

Den QCPN antistoff kan enkelt kombineres med andre antistoffer til å undersøke differensiering av vaktel-deriverte NCCer i verten miljøet. Quail NCC-deriverte trigeminal sensoriske nevroner er merket med QCPN og Tuj1 antistoffer (Figur 4D).

Figur 1
Figur 1. Oversikt over eksperimentell prosedyre og nødvendige instrumenter. A) Host (kylling) og donor (vaktel) embryoer skal være scenen matchet. Å merke NCC bekk som bidrar til trigeminal ganglion og maxillo-underkjevens regionen, er HH9 ideelt. På HH9 er nevralrøret begynner å lukke i rostral regionen, men er ennå ikke fullstendig forseglet. Den grå linjen i diagrammene representerer midtlinjen av den avsluttende nevralrøret. De stiplede hvite linjer angir snitt linjer for excising en midbrain regionen i høyre side av nevralrøret fra verten og donor embryos. Den excised regionen verten embryoet er forkastet, og donor vev transplantert i å generere chimeric embryo. B) Nødvendige instrumenter inkluderer: a) 5ml sprøyte med 18 ½ G kanyle, b) 1 ml sprøyte med 26 ½ G kanyle bøyd i 45 ° vinkel, c) tusj, d) klar pakking tape, e) glass pipette med munn pipettering apparat, f) 60 mm-petriskål, g) AA pinsetter, h) buede iris tang med taggete tips, i) # 5 tang, j) fine sakser, K) skjerpet wolfram wire, l) trakk glass nål, m) Parafilm firkanter.

Figur 2
Figur 2. Utarbeidelse av egg og embryo. A) tverrsnittsdiagram av egg, herunder ideelle innsettingspunktet av 18 ½ G kanyle for tilbaketrekking av lys albumin. B) Etter uttak av ~ 3ml av lys albumin, senker eggeplomme og embryo innenfor egg, slik at forskerne å klippe et "vindu" (piler) i than eggeskall for å få tilgang til fosteret. Tusj, fortynnes 1:10 i steril Ringer-løsning, så kan injiseres under blastoderm å gi kontrast for enkel oppsetning av embryoer. C) Chick embryo etter inking.

Figur 3
Figur 3. Skjematisk og eksempler på HH sceniske 9 donor og vert embryo ved hvert trinn i poding prosedyre. A) Chick vert embryo. Stiplede linjer i diagrammet indikerer hvor vitelline Membranen skal rives for å få tilgang til skallen for pode. Når revet trekantet klaff på vitelline Membranen skal skrelles caudally. Box i bildet indikerer nedfelling brukt i (BC). A ') Quail donor embryo. Bildet er av donor embryo fjernet fra egg og plasseres i petriskål for disseksjon av graftet vev. Box i bildet indikerer nedfelling brukt i (B '). Stiplede linjer i prinsippskisse (A ') indikerer hvor vitelline og eggeplomme membraner bør kuttes for å fjerne tHan embryo fra egget. B) Host embryo med ensidig midbrain regionen nevralrøret excised (hvite piler) venter pode. Stiplet linje i prinsippskisse viser hvor kuttene skal gjøres for å skjære nevralrøret i midbrain regionen. B ') Donor embryo med dorsal nevralrøret pode vev excised (pode vev angitt med svarte pilspisser). Stiplet linje i diagrammet viser hvor kuttene skal gjøres i vaktel embryoet å skjære donor vev for ensidig pode av midbrain regionen av nevralrøret. C) chimeric embryo etter poding av vaktel dorsal nevralrøret eksplantering inn i dama midbrain regionen.

Figur 4
Figur 4. Immunfluorescens oppdage vaktel-spesifikt antigen kjernefysiske QCPN i donor-deriverte celler i chimeric embryo. A) Hel-mount bilde av HH11 Chimera (podet på HH9) viser QCPN farging i rødt, og HNK-1 flekker (en markør for migrering NCCer) igrønn. 10X forstørrelse, dorsal utsikt. B) Tverrsnitt gjennom embryo i (A), som viser QCPN-positive vaktler avledet celler i nevralrøret og vandrende NCC co-farget med HNK-1 (grønn). 40X forstørrelse. C) tverrsnitt gjennom maxillaris prosessen E5 Chimera (inkubert i 3 dager etter pode), viser QCPN-positive NCC-deriverte celler (rød) som har migrert fra podet delen av nevralrøret til sin endelige plassering i embryo. 10X forstørrelse. D) Snitt gjennom E5 Chimera viser bidraget av vaktel avledet NCC til trigeminal ganglion (rød) og differensiering inn i TuJ1-positive nevroner (grønn). 40X forstørrelse. *, NCCer, MP, maxillaris prosess, NT, nevralrøret, TG, trigeminal ganglion.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Den pode av vaktel nevralrøret inn vert kyllingembryo beskrevet her er en enkel og billig teknikk for å spore spesifikke subpopulasjoner trekkende NCCer kommer fra ulike regioner langs Rostro-kaudal aksen 21,67-69. Denne teknikken tar nytte av enkel tilgang til avian embryoer (i forhold til pattedyr embryoer) og kan kombineres med andre teknikker, for eksempel vev ablasjon, injeksjon av hemmende molekyler, eller genetisk manipulasjon via electroporation av uttrykk plasmider, til eksperimentelt undersøke respons av spesifikke trekkende NCC populasjoner til ulike utviklingsstadier pekepinner innenfor embryoene 47,69.

Quail-chick chimeras er et kraftig verktøy for å undersøke NCC migrasjon og differensiering, og denne teknikken kan tilpasses inkludere transplantasjon av andre vev i tillegg til nevralrøret. Poding av vaktel vevet inn i kylling embryo er en veletablert techniqu13,21,70-76 e, men er best lært av visuell demonstrasjon, som mikrodisseksjon av små regioner i nevrale rør krever svært finmotorikken.

Fordi vaktel-deriverte celler kan lett skilles fra vertens chick celler via farging med vaktel-spesifikt antistoff QCPN, kan den utviklingsmessige potensialet NCCer som oppstår fra bestemte regioner av nevralrøret utledes fra differensiering av donor (vaktel) celler ved eksperimentell endepunkt, for eksempel tilstedeværelse av QCPN positive celler i periokulær regionen og hornhinne, etter pode vaktel nevralrøret inn midbrain regionen kyllingembryo på HH9 indikerer at vandrende neural crest fra denne regionen gir opphav til hornhinnen endotel og stroma 77. Nevralrørsdefekter grafts på HH9-10 avsløre NCC bidrag til trigeminal ganglion og branchial buer. Dessuten kan vaktel-deriverte sensoriske nevroner spores med en annen vaktel-neuron spesifikk (QN) antistoff 78,79.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ikke noe å avsløre.

Acknowledgments

Forfatterne takker medlemmene av Lwigale laboratorium for kritikk av manuskriptet. SLG er støttet av en Ruth L. Kirschstein NRSA Fellowship fra National Eye Institute (F32 EY02167301). PYL støttes av National Eye Institute (EY018050).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Chick eggs Various
Quail eggs Various
Egg incubator (Digital Readout 1502 Sportsman Incubator w/Humidity 110-120 Volt AC) Poultry Supply 1502
Dumont AA forceps, Inox Epoxy-coated Fine Science Tools 11210-10
Scotch tape Any Supplier
Curved Iris forceps Fine Science Tools 11065-07
India ink Any Supplier
Pen/Strep (Penicillin, Streptomycin) Solution VWR international 101447-068
Clear Packing tape Any Supplier
Needle pulling apparatus Narishige International PE-21
Pulled glass needle, made from 1.5-1.8 x 100mm borosilicate glass capillary tube Kimble Chase 34500 99
Pulled glass pipette, made from 5¾" Pasteur pipette Fisher Scientific 13-678-6A
Mouth pipette apparatus (aspirator tube assembly for calibrated microcapillary pipette) Sigma-Aldrich A5177-52A
Dumont #5 forceps Fine Science Tools 11251-30
Tungsten wire, 0.1mm diameter VWR international AA10404-H2
Needle holders (Nickel-plated pin holder) Fine Science Tools 26018-17
QCPN antiserum Developmental Studies Hybridoma Bank QCPN
Alexa Fluor secondary antibody (e.g., Alexa Fluor 594 goat anti-mouse IgG1) Invitrogen A21125
Ringer’s Solution (2L):
  • 14.4g NaCl
  • 0.34g CaCl2
  • 0.74g KCl
  • 0.230g Na2HPO4
  • 0.04g KH2PO4
  • ddH2O to 2L
  • Filter and autoclave
 Fisher Scientific
  • 7647-14-5
  • 10043-52-4
  • 7447-40-7
  • 7558-79-4
  • 7778-77-0

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Le Douarin, G., Renaud, D. Morphologic and physiologic study of the differentiation in vitro of quail embryo precardial mesoderm. Bull. Biol. Fr. Belg. 103 (3), 453-468 (1969).
  2. Teillet, M. A., Ziller, C., Le Douarin, N. M. Quail-chick chimeras. Methods. Mol. Biol. 461, 337-350 (2008).
  3. Le Douarin, N. A biological cell labeling technique and its use in expermental embryology. Dev. Biol. 30 (1), 217-222 (1973).
  4. Noden, D. M. An analysis of migratory behavior of avian cephalic neural crest cells. Dev. Biol. 42 (1), 106-130 (1975).
  5. Johnston, M. C. A radioautographic study of the migration and fate of cranial neural crest cells in the chick embryo. Anat. Rec. 156 (2), 143-155 (1966).
  6. Noden, D. M. The control of avian cephalic neural crest cytodifferentiation. I. Skeletal and connective tissues. Dev. Biol. 67 (2), 296-312 (1978).
  7. Oka, K. The role of TGF-beta signaling in regulating chondrogenesis and osteogenesis during mandibular development. Dev. Biol. 303 (1), 391-404 (2007).
  8. Chai, Y. Fate of the mammalian cranial neural crest during tooth and mandibular morphogenesis. Development. 127 (8), 1671-1679 (2000).
  9. Lengele, B., Schowing, J., Dhem, A. Embryonic origin and fate of chondroid tissue and secondary cartilages in the avian skull. Anat. Rec. 246 (3), 377-393 (1996).
  10. Le Douarin, N. M., Ziller, C., Couly, G. F. Patterning of neural crest derivatives in the avian embryo: in vivo and in vitro studies. Dev. Biol. 159 (1), 24-49 (1993).
  11. Lallier, T. E. Cell lineage and cell migration in the neural crest. Ann. N.Y. Acad. Sci. 615, 158-171 (1991).
  12. Nakamura, H. Mesenchymal derivatives from the neural crest. Arch. Histol. Jpn. 45 (2), 127-138 (1982).
  13. Le Lievre, C. S., Le Douarin, N. M. Mesenchymal derivatives of the neural crest: analysis of chimaeric quail and chick embryos. J. Embryol. Exp. Morphol. 34 (1), 125-154 (1975).
  14. Rawles, M. E. The Development of Melanophores from Embryonic Mouse Tissues Grown in the Coelom of Chick Embryos. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 26 (12), 673-680 (1940).
  15. Rawles, M. E. The Pigment-Forming Potency of Early Chick Blastoderms. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 26 (1), 86-94 (1940).
  16. Mosher, J. T. Intrinsic differences among spatially distinct neural crest stem cells in terms of migratory properties, fate determination, and ability to colonize the enteric nervous system. Dev. Biol. 303 (1), 1-15 (2007).
  17. Dupin, E., Le Douarin, N. M. Development of melanocyte precursors from the vertebrate neural crest. Oncogene. 22 (20), 3016-3023 (2003).
  18. Faraco, C. D., Vaz, S. A., Pastor, M. V., Erickson, C. A. Hyperpigmentation in the Silkie fowl correlates with abnormal migration of fate-restricted melanoblasts and loss of environmental barrier molecules. Dev. Dyn. 220 (3), 212-225 (2001).
  19. Selleck, M. A., Bronner-Fraser, M. Avian neural crest cell fate decisions: a diffusible signal mediates induction of neural crest by the ectoderm. Int. J. Dev. Neurosci. 18 (7), 621-627 (2000).
  20. Stocker, K. M., Sherman, L., Rees, S., Ciment, G. Basic FGF and TGF-beta 1 influence commitment to melanogenesis in neural crest-derived cells of avian embryos. Development. 111 (2), 635-645 (1991).
  21. Le Douarin, N. M., Teillet, M. A. Experimental analysis of the migration and differentiation of neuroblasts of the autonomic nervous system and of neurectodermal mesenchymal derivatives, using a biological cell marking technique. Dev. Biol. 41 (1), 162-184 (1974).
  22. Noden, D. M. The control of avian cephalic neural crest cytodifferentiation. II. Neural tissues. Dev. Biol. 67 (2), 313-329 (1978).
  23. Barraud, P. Neural crest origin of olfactory ensheathing glia. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107 (49), 21040-21045 (2010).
  24. Li, H. Y., Say, E. H., Zhou, X. F. Isolation and characterization of neural crest progenitors from adult dorsal root ganglia. Stem Cells. 25 (8), 2053-2065 (2007).
  25. Carney, T. J. A direct role for Sox10 in specification of neural crest-derived sensory neurons. Development. 133 (23), 4619-4630 (2006).
  26. Maro, G. S. Neural crest boundary cap cells constitute a source of neuronal and glial cells of the PNS. Nat. Neurosci. 7 (9), 930-938 (2004).
  27. Bronner-Fraser, M. Molecular analysis of neural crest formation. J. Physiol. Paris. 96 (1-2), 3-8 (2002).
  28. Paratore, C., Goerich, D. E., Suter, U., Wegner, M., Sommer, L. Survival and glial fate acquisition of neural crest cells are regulated by an interplay between the transcription factor Sox10 and extrinsic combinatorial signaling. Development. 128 (20), 3949-3961 (2001).
  29. Britsch, S. The transcription factor Sox10 is a key regulator of peripheral glial development. Genes Dev. 15 (1), 66-78 (2001).
  30. Bronner-Fraser, M. Origin of the avian neural crest. Stem Cells. 13 (6), 640-646 (1995).
  31. Jessen, K. R., Mirsky, R. Neural development. Fate diverted. Curr. Biol. 4 (9), 824-827 (1994).
  32. Le Douarin, N., Dulac, C., Dupin, E., Cameron-Curry, P. Glial cell lineages in the neural crest. Glia. 4 (2), 175-184 (1991).
  33. Chan, W. Y., Cheung, C. S., Yung, K. M., Copp, A. J. Cardiac neural crest of the mouse embryo: axial level of origin, migratory pathway and cell autonomy of the splotch (Sp2H) mutant effect. Development. 131 (14), 3367-3379 (2004).
  34. Bronner-Fraser, M. Segregation of cell lineage in the neural crest. Curr. Opin. Genet. Dev. 3 (4), 641-647 (1993).
  35. Peters-vander Sanden, M. J., Luider, T. M., vander Kamp, A. W., Tibboel, D., Meijers, C. Regional differences between various axial segments of the avian neural crest regarding the formation of enteric ganglia. Differentiation. 53 (1), 17-24 (1993).
  36. Kuratani, S., Bockman, D. E. Capacity of neural crest cells from various axial levels to participate in thymic development. Cell Tissue Res. 263 (1), 99-105 (1991).
  37. Leblanc, G. G., Epstein, M. L., Bronner-Fraser, M. E. Differential development of cholinergic neurons from cranial and trunk neural crest cells in vitro. 137 (2), 318-330 (1990).
  38. Golding, J. P., Trainor, P., Krumlauf, R., Gassmann, M. Defects in pathfinding by cranial neural crest cells in mice lacking the neuregulin receptor ErbB4. Nat. Cell. Biol. 2 (2), 103-109 (2000).
  39. Kulesa, P. M., Bailey, C. M., Kasemeier-Kulesa, J. C., McLennan, R. Cranial neural crest migration: new rules for an old road. Dev. Biol. 344 (2), 543-554 (2009).
  40. Lwigale, P. Y., Bronner-Fraser, M. Semaphorin3A/neuropilin-1 signaling acts as a molecular switch regulating neural crest migration during cornea development. Dev. Biol. 336 (2), 257-265 (2009).
  41. Killian, O. lesnicky, Birkholz, E. C., A, D., Artinger, K. B. A role for chemokine signaling in neural crest cell migration and craniofacial. Dev. Biol. 333 (1), 161-172 (2009).
  42. Gammill, L. S., Gonzalez, C., Bronner-Fraser, M. Neuropilin 2/semaphorin 3F signaling is essential for cranial neural crest migration and trigeminal ganglion condensation. Dev. Neurobiol. 67 (1), 47-56 (2007).
  43. Osborne, N. J., Begbie, J., Chilton, J. K., Schmidt, H., Eickholt, B. J. Semaphorin/neuropilin signaling influences the positioning of migratory neural crest cells within the hindbrain region of the chick. Dev. Dyn. 232 (4), 939-949 (2005).
  44. Kanzler, B., Foreman, R. K., Labosky, P. A., Mallo, M. BMP signaling is essential for development of skeletogenic and neurogenic cranial neural crest. Development. 127 (5), 1095-1104 (2000).
  45. Garcia-Lopez, R., Pombero, A., Martinez, S. Fate map of the chick embryo neural tube. Dev. Growth Differ. 51 (3), 145-165 (2009).
  46. Goldstein, A. M., Nagy, N. A bird's eye view of enteric nervous system development: lessons from the avian embryo. Pediatr. Res. 64 (4), 326-333 (2008).
  47. Le Douarin, N., Dieterlen-Lievre, F., Creuzet, S., Teillet, M. A. Quail-chick transplantations. Methods Cell. Biol. 87, 19-58 (2008).
  48. Wingate, R. J., Lumsden, A. Persistence of rhombomeric organisation in the postsegmental hindbrain. Development. 122 (7), 2143-2152 (1996).
  49. Karagenc, L., Sandikci, M. Tissue distribution of cells derived from the area opaca in heterospecific quail-chick blastodermal chimeras. J. Anat. 216 (1), 16-22 (2010).
  50. Teague, W. J., Jayanthi, N. V., Lear, P. V., Johnson, P. R. Foregut mesenchyme contributes cells to pancreatic acini during embryonic development in a chick-quail chimera model. Pediatr. Surg. Int. 21 (3), 138-142 (2005).
  51. Borue, X., Noden, D. M. Normal and aberrant craniofacial myogenesis by grafted trunk somitic and segmental plate mesoderm. Development. 131 (16), 3967-3980 (2004).
  52. He, L. Three different fates of cells migrating from somites into the limb bud. Anat. Embryol. (Berl). 207 (1), 29-34 (2003).
  53. Huang, R., Zhi, Q., Christ, B. The relationship between limb muscle and endothelial cells migrating from single somite. Anat. Embryol. (Berl). 206 (4), 283-289 (2003).
  54. Hidalgo-Sanchez, M., Simeone, A., Alvarado-Mallart, R. M. Fgf8 and Gbx2 induction concomitant with Otx2 repression is correlated with midbrain-hindbrain fate of caudal prosencephalon. Development. 126 (14), 3191-3203 (1999).
  55. Verberne, M. E., Gittenberger-de Groot, A. C., Poelmann, R. E. Lineage and development of the parasympathetic nervous system of the embryonic chick heart. Anat. Embryol. (Berl). 198 (3), 171-184 (1998).
  56. Burns, A. J., Douarin, N. M. The sacral neural crest contributes neurons and glia to the post-umbilical gut: spatiotemporal analysis of the development of the enteric nervous system. Development. 125 (21), 4335-4347 (1998).
  57. Debby-Brafman, A., Burstyn-Cohen, T., Klar, A., Kalcheim, C. F-Spondin, expressed in somite regions avoided by neural crest cells, mediates inhibition of distinct somite domains to neural crest migration. Neuron. 22 (3), 475-488 (1999).
  58. Lwigale, P. Y., Bronner-Fraser, M. Lens-derived Semaphorin3A regulates sensory innervation of the cornea. Dev. Biol. 306 (2), 750-759 (2007).
  59. Nakamura, H., Funahashi, J. Introduction of DNA into chick embryos by in ovo electroporation. Methods. 24 (1), 43-48 (2001).
  60. Chen, Y. X., Krull, C. E., Reneker, L. W. Targeted gene expression in the chicken eye by in ovo electroporation. Mol. Vis. 10, 874-883 (2004).
  61. Sato, F., Nakagawa, T., Ito, M., Kitagawa, Y., Hattori, M. A. Application of RNA interference to chicken embryos using small interfering RNA. J. Exp. Zool. A. Comp. Exp. Biol. 301 (10), 820-827 (2004).
  62. Lwigale, P. Y., Schneider, R. A. Other chimeras: quail-duck and mouse-chick. Methods Cell. Biol. 87, 59-74 (2008).
  63. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. 1951. Dev. Dyn. 195 (4), 231-272 (1992).
  64. Brady, J. A simple technique for making very fine, durable dissecting needles by sharpening tungsten wire electrolytically. Bull. World Health Organ. 32 (1), 143-144 (1965).
  65. Le Douarin, N. M. A Feulgen-positive nucleolus. Exp. Cell. Res. 77 (1), 459-468 (1973).
  66. Feulgen, R., Rossenbeck, H. Mikroskopisch-chemischer Nachweis einer Nucleinsaure vom typus der Thymonucleinsiiure und die darauf beruhende elektive Faibung von Zellkemen in mikroskopischen Praparaten. Hoppe-Seyler's Z. Physiol. Chem. 135, 203-252 (1924).
  67. Lwigale, P. Y., Conrad, G. W., Bronner-Fraser, M. Graded potential of neural crest to form cornea, sensory neurons and cartilage along the rostrocaudal axis. Development. 131 (9), 1979-1991 (2004).
  68. Weston, J. A. A radioautographic analysis of the migration and localization of trunk neural crest cells in the chick. Dev. Biol. 6, 279-310 (1963).
  69. Le Douarin, N. M., Kalcheim, C. The Neural Crest. , 2nd Ed, Cambridge University Press. (2009).
  70. Le Douarin, N. M., Teillet, M. A. The migration of neural crest cells to the wall of the digestive tract in avian embryo. J. Embryol. Exp. Morphol. 30 (1), 31-48 (1973).
  71. Douarin, N. M. L. e, Jotereau, F. V. Tracing of cells of the avian thymus through embryonic life in interspecific chimeras. J. Exp. Med. 142 (1), 17-40 (1975).
  72. Le Douarin, N. M., Renaud, D., Teillet, M. A., Le Douarin, G. H. Cholinergic differentiation of presumptive adrenergic neuroblasts in interspecific chimeras after heterotopic transplantations. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 72 (2), 728-732 (1975).
  73. Houssaint, E., Belo, M., Le Douarin, N. M. Investigations on cell lineage and tissue interactions in the developing bursa of Fabricius through interspecific chimeras. Dev. Biol. 53 (2), 250-264 (1976).
  74. Le Douarin, N. M., Jotereau, F. V., Houssaint, E., Belo, M. Ontogeny of the avian thymus and bursa of Fabricius studied in interspecific chimeras. Ann. Immunol. (Paris). 127 (6), 849-856 (1976).
  75. Fontaine, J., Le Douarin, N. M. Analysis of endoderm formation in the avian blastoderm by the use of quail-chick chimaeras. The problem of the neurectodermal origin of the cells of the APUD series. J. Embryol. Exp. Morphol. 41, 209-222 (1977).
  76. Narayanan, C. H., Narayanan, Y. On the origin of the ciliary ganglion in birds studied by the method of interspecific transplantation of embryonic brain regions between quail and chick. J. Embryol. Exp. Morphol. 47, 137-148 (1978).
  77. Lwigale, P. Y., Cressy, P. A., Bronner-Fraser, M. Corneal keratocytes retain neural crest progenitor cell properties. Dev. Biol. 288 (1), 284-293 (2005).
  78. Lwigale, P. Y. Embryonic origin of avian corneal sensory nerves. Dev. Biol. 239 (2), 323-337 (2001).
  79. Tanaka, H., Kinutani, M., Agata, A., Takashima, Y., Obata, K. Pathfinding during spinal tract formation in the chick-quail chimera analysed by species-specific monoclonal antibodies. Development. 110 (2), 565-571 (1990).

Tags

Neuroscience Neural crest kylling vaktel Chimera skjebne kart celle migrasjon celledifferensiering
Analyse av Neural Crest Migrasjon og differensiering av Cross-arter Transplantation
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Griswold, S. L., Lwigale, P. Y.… More

Griswold, S. L., Lwigale, P. Y. Analysis of Neural Crest Migration and Differentiation by Cross-species Transplantation. J. Vis. Exp. (60), e3622, doi:10.3791/3622 (2012).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter