Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Analys av Neural Crest migration och differentiering av Cross-arter Transplantation

Published: February 7, 2012 doi: 10.3791/3622
Automatic Translation
1, 1
1Department of Biochemistry and Cell Biology, Rice University

Summary

Ett tillvägagångssätt för att analysera migration och slutligen öde fågel neurallistceller i vaktel-chick chimära embryon beskrivs. Denna metod är en enkel och okomplicerad teknik för att spåra neurallistceller under migration och differentiering som annars är svåra att skilja inom ett obehandlade kycklingembryo.

Abstract

Fågelembryon ger en unik plattform för att studera många ryggradsdjur utvecklingsprocesser, på grund av enkel tillgång av embryon i ägget. Chimära fågelembryon, där vaktel donatorvävnad transplanteras in i en brud embryo i ovo, kombinerar kraften i outplånlig genetiska märkning av cellpopulationer med enkel manipulation presenteras av aviär embryot.

Quail-chick chimärer är ett klassiskt verktyg för att spåra migrerande neurallistceller (NCC) 1-3. NCC är en övergående vandrande population av celler i embryot, som har sitt ursprung i den dorsala regionen av att utveckla neuralröret 4. De genomgår en epitelial till mesenkymal övergången och därefter migrera till andra delar av embryot, där de differentieras till olika celltyper, inklusive brosk 5-13, melanocyter 11,14-20, nervceller och glia 21-32. NCC är multipotenta, och deras slutliga öde är inflytandepåverkas mest av 1) den region av neuralröret, i vilken de har sitt ursprung längs rostro-kaudala axel av embryot 11,33-37, 2) signaler från angränsande celler, eftersom de migrerar 38-44, och 3) mikromiljön hos deras slutliga destination inom embryot 45,46. Spåra dessa celler från deras utgångspunkt i neuralröret till den slutliga position och öde i embryot, ger viktiga insikter i de utvecklingsprocesser som reglerar mönstring och organogenesen.

Transplantation av kompletterande områden av donator neuralrörsdefekter (homotop ympning) eller olika regioner om givarens neuralrörsdefekter (heterotopisk ympning) kan avslöja skillnader i pre-specifikation NCC längs rostro-caudal axeln 2,47. Denna teknik kan vidare anpassas att transplantera en ensidig utrymme i neuralröret, så att en sida är härledd från donatorvävnad, och den kontralaterala sidan resterna ostörda i värden embryot, yiElding en intern kontroll inom samma prov 2,47. Den kan även anpassas för transplantation av hjärnan segment i senare embryon efter HH10, när den främre neuralröret har stängt 47.

Här rapporterar vi tekniker för att generera vaktel-chick chimärer via neuralröret transplantation, som möjliggör spårning av flyttande NCC som härrör från en diskret segment av neuralröret. Art-specifik märkning av givar-härledda celler med vaktel-specifika QCPN antikroppen 48-56 gör det möjligt för forskaren att skilja donator och värdceller på experimentstadiet slutpunkten. Denna teknik är enkel, billig, och har många tillämpningar, inklusive öde-mapping, cellhärstamning spårning och identifiering av pre-mönstring evenemang längs rostro-caudal axeln 45. På grund av möjligheterna till aviär embryot kan vaktel-chick transplantat tekniken kombineras med andra manipulationer, inklusive men inte begränsat till objektiv ablation 40, injektion av inhiberande molekyler 57,58 eller genetisk manipulering via elektroporering av expressionsplasmider 59-61, för att identifiera svaret hos vissa migrerande strömmar av NCC till störningar i embryots utvecklingsprogrammet. Dessutom kan denna ympningstekniken också användas för att generera andra interspecifika chimära embryon som vaktlar-Duck chimärer att studera NCC bidrag till kraniofacial morfogenes, eller mus-chick chimärer att kombinera kraften i musen genetik med enkel manipulation av aviär embryot 62 i

Protocol

1. Inkubera brud och vaktelägg till önskad scenen

För HH9 embryon, typiska inkubationstider sträcka sig från 29-33 timmar vid 38 ° C. 63

  1. Tvätta eventuellt skräp från äggen med ljummet vatten.
  2. Ordna hönsägg på brickan horisontellt. Markera sidan uppåt med en penna, vilket kommer att motsvara den region där embryot kommer att lokaliseras. Inkubera vaktelägg trubbiga änden uppåt.
  3. Rum i 38 ° C fuktad inkubator. Slå på gungfunktion.

2. Förbered ägg för fönsterhantering och dissektion

  1. Avlägsna ägg från inkubatorn, och sterilisera topparna med 70% etanol. Det är bäst att spraya på etanol och torka bort det snabbt med en pappershandduk eller Kimwipe att undvika absorption av etanol genom äggskalet.
  2. Lägg kycklingen ägget på en enskild ägghållaren (vi använder en petriskål fodrad med vikta pappershanddukar, t.ex. "Kimwipes"). Med AA pincett, trycker du på en liten Hole in i den övre ytan av äggskalet vid den spetsiga änden av ägget.
  3. Ta bort 1,5-3 ml av ljus albumin från hönsägg med en 18 ½ G kanyl och 5 ml spruta. Det är bäst att införa nålen vertikalt in i hålet, med det koniska vänd mot spetsiga änden av ägget (Figur 2A). På så sätt, när albumin ut, finns det liten risk för misstag skada äggulan via sug. Släng albumin. Detta steg kommer att sänka gulan och embryot i ägget för att medge ett fönster som skall öppnas i äggskalet.
  4. Torka av hålet med 70% etanol enligt ovan och försegla den med tejp. Det är viktigt att äggskalet omger hålet är fullständigt fri från albumin och torrt eller limmet inte täta.
  5. Med AA tång, trycker på ett annat hål i den markerade övre ytan av den horisontella ägget, inte riktigt i spetsen. Var noga med att inte låta tången går för långt igenom äggskalet att undvika skador på gula eller embryo.
  6. Isätt tillbaka den ena sidan av de krökta iris tången i hålet parallell med ägg skalet. Nypa ner på skalet, som arbetar i en cirkulär rörelse för att bryta en ~ 2 cm i diameter fönster i kyckling äggskalet. Kassera avlägsnas äggskal. Alternativt, täcker ovansidan av ägget med förpackningstejpen och använda sax för att klippa ut genom fönstret. Detta minimerar risken för äggskal skräp faller in i ägget. Embryot ska visas som en ogenomskinlig skiva ovanpå äggulan. Kassera obefruktade ägg (identifieras med liten vit fläck på ytan av äggula, eller frånvaro av blastodermbildning).
  7. Injicera en liten mängd tusch (utspädd 1:10 i steril Ringers-lösning innehållande "Pen / Strep" antibiotikum: slutkoncentration 100 ^ g / ml penicillin och 100 pg / ml streptomycin) under blastodermbildning att hjälpa till med stadieindelning embryot. Använda en 1 ml spruta och 26 halv G injektionsnål, böjd till en 45 ° vinkel vid basen av nålen, med den koniska uppåt, alternativt, en may använda en drog av glas pasteurpipett och Munpipettering apparater (skyddsglasögon när du böjer injektionsnål eller glas som krossas nål). Punktera äggulsmembranet utanför omkretsen av den blastodermbildning och skjut nålspetsen under embryot, nära ytan av den gula men inte i de embryonala skikten (fig. 2B). Injicera precis tillräckligt med bläck för att beskriva embryot, sedan försiktigt dra tillbaka nålen (figur 2C). Injicera för mycket bläck kan leda till embryo döden. Det är viktigt att inte spruta några luftbubblor under embryot, eftersom detta kan vara en källa för förorening. Anmärkning: Samtliga Ringers lösning som används i denna procedur är steriliserad och innehåller Pen / Strep såsom definierats ovan. Steril fosfatbuffrad saltlösning (PBS) är också ett acceptabelt alternativ till Ringers lösning i alla steg i protokollet.
  8. Steg embryot enligt Hamburger och Hamilton 63 och spela in scenen på äggskalet med permanent bläck eller blyerts. Steg är bäst bedöms enligt stereomicroscopy, med fiberoptiska "svanhals" ljuskällor som har en begränsad värmebelastning.
  9. Tillämpas 2-3 droppar varm steril Ringers lösning till ytan av embryot för att förhindra uttorkning och förorening. Temporärt försegla fönster med parafilm sträckas över ytan av ägget.
  10. Upprepa steg 2,2-2,9 med alla chick ägg innan du påbörjar transplantation experiment.
  11. Eftersom vaktlar embryon används endast för givare vävnader i ovo steg 2,2-2,9 kan utelämnas. För ex ovo beredning av givare embryon är vaktelägg inkuberas trubbigt uppåt och öppnade i denna region med böjda pincett för att avslöja embryot. Med dissekera sax, göra fyra snitt i form av en kvadrat genom vitellinmembranet och blastodermbildning utanför embryot (se till att alla nedskärningar möts). Med hjälp av en krökt iris tång Ta försiktigt tag i en skuren kant och lyft embryot från ägget och överföra den till Ringers lösning i en petriskål. Alternativt kan man använda kurvand iris pincett för att lyfta ut embryot underifrån, eller ett embryo sked eller plast överföringspipett skär genom den bredare delen av cylindern, kan användas för att överföra embryot ut ur ägget. Ta försiktigt bort vitellinmembranet med # 5 pincett. Uppbära de återstående vaktel embryon som ovan, och steg dem under ett dissektionsmikroskop.

3. Förbered värden embryot för att ta emot transplantatet

  1. Ta parafilm från värddatorn (chick) embryo och använda en vass volfram nål eller # 5 tång, riva ett litet hål i vitellinmembranet vid önskad region av neuralröret (Figur 3A).
  2. Tillsätt en droppe av Ringers lösning till embryot. Var noga med att hålla embryot helt nedsänkt i Ringers lösning under hela förfarandet för att förhindra uttorkning av vävnaden. Fortsätta att lägga droppar Ringers lösning till ytan av embryot genom överföringspipett om nödvändigt.
  3. Med hjälp av en drog glasnål, försiktigt göra rostral och caudal tvärgående snitt motsvarar längden och region av intresse i den dorsala neuralröret. (Dras glas nålar genereras från kisel glas kapillärrör som har dragits under värme med en nål drar apparat.) För ensidiga transplantat snitten bör endast omfatta lumen i dorsala neuralröret, och för bilaterala transplantat, gör snitt i hela hela ryggen neuralröret. Klipp bilateralt mellan den dorsala neuralröret och paraxiala mesoderm.
  4. Försiktigt separera ut explantatet från neuralröret sedan bort den från embryot genom att aspirera till en glasmikropipett (Figur 3B).

4. Förbered vävnadsdonator transplantat

  1. Välj en scen matchade vaktel embryo. Håll embryot ner med AA pincett, ta bort vitellinmembranet, och punktskatter en liknande storlek regionen neuralröret som beskrivits ovan (3,3-3,4) (Figur 3A'-B). Beroende på vilka behov ditt experiment kan denna region vara enkompletterande region av värden (chick) neuralrörsdefekter eller från en annan region längs rostro-caudal axeln. (OBS: För större regionala transplantat, inklusive kompletta neuralrörsdefekter transplantat, kan forskarna vill lägga till en proteasdigestion i detta steg att ta bort fastsittande mesenkymal vävnad från donatorn vävnaden före transplantation Men för små rygg neuralrörsdefekter transplantat i tidiga skeden. , såsom beskrivs här, är proteasdigestion inte nödvändigt eftersom neuralröret lätt separeras från närliggande mesenkym genom att strikt kirurgiska tekniker.)

5. Transplantat vävnaden

  1. Aspirera givaren explantatet i en glasmikropipett innehållande Ringers lösning. Var noga med att inte införa några bubblor i pipetten.
  2. Överföra explantatet intill det utskurna området av kyckling värd. Använda drog glasnål, explantatet Orienten och försiktigt styra in den ablationsbehandlade regionen (figur 3C).
  3. Tillsätt försiktigt några droppar Ringers lösningtill embryot för att förhindra uttorkning. Var noga med att undvika att tappa vätska direkt på transplantationsstället eftersom detta kan rubba transplantatet.
  4. Täta fönster med förpackningstejpen. Kontrollera att den förseglas med tejp hela regionen av fönsterläge ägget. Detta förhindrar uttorkning och kontaminering av embryot under efterföljande inkubation.
  5. Återgå ägget till inkubatorn till dess den önskade stadiet. Se till att "gungande"-funktionen är avstängd, medan inkubering chimärerna. Ägg kan försiktigt vridas för hand två gånger om dagen eftersom det kan öka deras lönsamhet om senare stadier av utveckling är riktade.

6. Förbered chimära embryon för sektionering

  1. På den experimentella endpoint skära bort tejpen som täcker fönstret med fina sax.
  2. Ta tag i kanten på blastodermbildning med böjt iris pincett (lättast att göra med räfflad tips), klipp av embryot från gulan med 4 stora nedskärningar utanför gränserna för blastodermbildning. Överföra embryot till en Petri-skål innehållande Ringers lösning. Ta hand för att minimera exponeringen av embryot för luft för att undvika uttorkning av vävnaden.
  3. Under stereomikroskopi försiktigt separera vitellinmembranet från blastodermbildning med # 5 pincett.
  4. Försiktigt ordna embryot i skålen så att embryot är i samma riktning som det var i ägget, med närliggande membran som anges platt.
  5. Använda dissekerande nålar tillverkade av volfram trådar 64 att på ett rent avlägsna den omgivande blastodermbildning från embryot genom att anordna nålen vid gränsen mellan embryot och extraembryonic vävnader, med längden av volframtråd parallellt med botten av skålen. Använd en mjuk sågning rörelse för att skära igenom vävnaderna.
  6. Ta försiktigt bort amnion med # 5 pincett. På denna punkt kan du, vill antingen ytterligare dissekera regionen av ditt intresse, eller lämna embryot hela.
  7. Överföra embryot till iskyld 4% paraformaldehyde och sten över natten vid 4 ° C.
  8. Förbered prover och bädda för kryo-eller paraffin sektionering.

Spåra den transplanterade vävnaden inuti värden embryot. Det finns flera tekniker för att identifiera vaktlar vävnad i ett kycklingembryo, inklusive detektering av vaktlar nukleolerna med hematoxylin färgning (vaktlar kärnor har mycket stora, mörka fläckar inneslutningar än chick kärnor), den Feulgen-Rossenbeck reaktion, akridin-orange eller biz-bensamid fläck kombineras med elektronmikroskopi, eller immunomärkning för vaktel-specifika antigener 3,47,65,66. Här använder vi QCPN antigen och standard hel-mount eller avsnitt immunofluorescens tekniker för att identifiera vaktlar neurallist celler i vaktel-chick chimärer (Figur 4). Denna teknik ger den största flexibiliteten i experimentell design, som QCPN immunofluorescens kan också kombineras med andra antikroppar för att identifiera differentierade celler härledda från donatorn (vaktel) vävnad. Använda standaRD hel-fäste eller avsnitt tekniker immunofluorescens att märka vaktel-härledda celler i chimärer.

7. Representativa resultat

En representativ bild av det ympade regionen av det neurala röret efter 6h av re-inkubation (till HH11) visar förväntas inkorporering av den ympade donator (vaktel) vävnad i värden (kyckling) neuralröret (figur 4A). Embryon som visar ofullständig integration av transplantatet, eller asymmetrisk utveckling av Skallparti eller somiter efter reincubation skall kasseras.

Tvärsnitt genom den ympade regionen vid HH11 visar NCC märkta med HNK-1 migrerar i sidled bort från det neurala röret. Quail celler som bidrar till NCC flyttande strömmen och till neuralröret, är tydligt märkta med QCPN (Figur 4B).

I senare skeden kan vaktlar NCC-härledda celler spåras till sin slutliga målvävnaden. QCPN märkta celler varvas inom kycklingembryo mesenkymetav den överkäke processen vid E5 (figur 4C).

Den QCPN Antikroppen kan enkelt kombineras med andra antikroppar för att undersöka differentiering av vaktel-härledda NCC i värdmiljön. Vaktel NCC-härledda trigeminala sensoriska neuroner är märkta med QCPN och Tuj1 antikroppar (Figur 4D).

Figur 1
Figur 1. Översikt över försöksförfarande och nödvändiga instrument. A) Host (unge) och givare (vaktlar) embryon ska vara steget matchas. Att märka NCC strömmen som bidrar till trigeminus ganglion och käk-mandibulära regionen är HH9 ideal. På HH9 är neuralröret börjar stänga i rostral regionen, men är ännu inte helt förseglad. Den grå linje i diagrammen representerar mittlinje stängning neuralröret. De streckade vita linjer anger skurna linjer för skära ett mellanhjärnan region av den högra sidan av neuralröret från värd och givare EMbryos. Det utskurna området av värden embryot kastas och givarvävnad transplanteras i att generera den chimära embryot. B) nödvändiga instrumenten är: a) 5 ml spruta med 18 ½ G injektionsnål, b) 1 ml spruta med 26 ½ G injektionsnål böjd i 45 ° vinkel, c) tusch, d) en tydlig förpackningstejpen, e) glaspipett med munnen pipettera apparater, f) 60 mm-petriskål, g) AA pincett, h) böjda iris peang med tandad tips, i) # 5 pincett, j) fina saxar, k) slipade volfram tråd l) dras glasnål, m) parafilm rutor.

Figur 2
Figur 2. Beredning av ägg och embryon. A) tvärsnitt av ägget, inklusive perfekt insättningspunkten i 18 ½ G injektionsnål för uttag av ljus albumin. B) Dra ut ~ 3 ml ljus albumin, sänker äggula och embryot i ägget, så att forskarna att skära ett "fönster" (pilar) i tHan äggskal för att komma åt embryot. Tusch, utspädda 1:10 i steril Ringers lösning, kan sedan injiceras under blastodermbildning att tillhandahålla kontrast för enkel uppsättning av embryona. C) Chick embryo efter infärgning.

Figur 3
Figur 3. Schematisk och exempel på HH steg 9 givare och värd embryon vid varje steg i ympning förfarandet. A) Chick värd embryo. Streckade linjerna i diagrammet visar var vitellinmembranet bör rivas för att komma åt Skallparti för ympning. När rivs den triangulära flik av vitellinmembranet bör skalas kaudalt. Box i bilden visar att infällda används i (BC). A ') Quail donator embryo. Bilden är att givarens embryot ut från ägg och placerades i en petriskål för dissektion av transplantatvävnaden. Box i bilden visar att infällda används i (B). Streckade linjerna i schema (A ') anger var vitelline och äggula membran bör skäras för att avlägsna than embryo från ägget. B) Host embryo med unilateral mitthjärnan regionen neural skärs röret (vita pilar) väntar transplantat. Streckade linjen i schema visar var ska skäras, för att skära det neurala röret i mitthjärnan regionen. B) Givarens embryo med ryggen neuralröret transplantatvävnad exciderad (transplantatvävnad anges med svarta pilar). Streckade linjen i diagram visar var nedskärningar ska göras i vaktel embryot att skära givaren vävnaden för ensidig ympning av mellanhjärnan regionen av neuralröret. C) Chimär embryo efter ympning av vaktlar dorsal neuralröret explantatet i ungen mitthjärnan regionen.

Figur 4
Figur 4. Immunofluorescens upptäcka vaktel-specifik nukleär antigen QCPN hos blodgivaren-härledda celler i chimära embryot. A) Hela montering bild av HH11 chimär (ympad på HH9) som visar QCPN färgning i rött och HNK-1 färgning (en markör för migrerande NCC) igrönt. 10X förstoring, dorsal vy. B) tvärsnitt genom embryot i (A), som visar QCPN-positiva vaktel härledda celler i neuralröret och flyttande NCC samtidig färgades med HNK-1 (grönt). 40X förstoring. C) Tvärsnitt genom maxillaris processen E5 chimär (inkuberas under 3 dagar efter ymp), som visar QCPN-positiva NCC-härledda celler (röda) som har migrerat från den ympade regionen av den neurala röret till sin slutliga plats i embryot. 10X förstoring. D) Sektion genom E5 chimär visar bidrag vaktlar härrör NCC till trigeminala ganglion (röd) och differentiering till TuJ1-positiva neuroner (grön). 40X förstoring. *, NCC, smp, maxillar process, NT, neuralröret, TG, trigeminal ganglion.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Ympning av vaktlar neuralröret till embryon värd brud som beskrivs här är en enkel och billig teknik för att spåra specifika subpopulationer av migrera NCC kommer från olika regioner längs rostro-caudal axeln 21,67-69. Denna teknik drar fördel av den lättillgänglighet för fågelembryon (jämfört med däggdjursceller embryon) och kan kombineras med andra tekniker, såsom vävnadsablation, injektion av inhiberande molekyler, eller genetisk manipulering via elektroporering av expressionsplasmider för att experimentellt undersöka svar av specifika flyttande NCC populationer på olika utvecklingsstadier signaler inom embryona 47,69.

Quail-chick chimärer är ett kraftfullt verktyg för att undersöka NCC migration och differentiering, och denna teknik kan anpassas till att omfatta transplantation av andra vävnader förutom neuralröret. Ympning av vaktel vävnad in i kycklingembryo är en väletablerad technique 13,21,70-76, men är bäst lärt sig genom visuell demonstration, som mikrodissektion av små regioner i neurala rör kräver mycket finmotorik.

Eftersom vaktel-härledda celler kan lätt skiljas från värdceller brud via immunofärgning med vaktel-specifik antikropp QCPN kan utvecklingspotentialen i NCC som härrör från specifika regioner av neuralröret härledas från en differentiering av givare (vaktlar) celler vid den experimentella slutpunkt, till exempel, närvaron av QCPN positiva celler i den periokulär regionen och hornhinna, och efter ympning vaktel neurala röret i mitthjärnan regionen av kycklingembryon vid HH9 indikerar att vandrande neurallisten från denna region leder till hornhinnans endotel och glatta 77. Neuralrörsdefekter transplantat vid HH9-10 avslöjar NCC bidrag till trigeminus ganglion och brankial valv. Dessutom kan vaktel-härledda sensoriska neuroner spåras med en annan vaktel-neuron specifika (QN) antikroppar 78,79.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har ingenting att lämna ut.

Acknowledgments

Författarna tackar medlemmar Lwigale laboratorium för kritik av manuskriptet. SLG stöds av en Ruth L. Kirschstein NRSA stipendium från National Eye Institute (F32 EY02167301). Pyl stöds av National Eye Institute (EY018050).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Chick eggs Various
Quail eggs Various
Egg incubator (Digital Readout 1502 Sportsman Incubator w/Humidity 110-120 Volt AC) Poultry Supply 1502
Dumont AA forceps, Inox Epoxy-coated Fine Science Tools 11210-10
Scotch tape Any Supplier
Curved Iris forceps Fine Science Tools 11065-07
India ink Any Supplier
Pen/Strep (Penicillin, Streptomycin) Solution VWR international 101447-068
Clear Packing tape Any Supplier
Needle pulling apparatus Narishige International PE-21
Pulled glass needle, made from 1.5-1.8 x 100mm borosilicate glass capillary tube Kimble Chase 34500 99
Pulled glass pipette, made from 5¾" Pasteur pipette Fisher Scientific 13-678-6A
Mouth pipette apparatus (aspirator tube assembly for calibrated microcapillary pipette) Sigma-Aldrich A5177-52A
Dumont #5 forceps Fine Science Tools 11251-30
Tungsten wire, 0.1mm diameter VWR international AA10404-H2
Needle holders (Nickel-plated pin holder) Fine Science Tools 26018-17
QCPN antiserum Developmental Studies Hybridoma Bank QCPN
Alexa Fluor secondary antibody (e.g., Alexa Fluor 594 goat anti-mouse IgG1) Invitrogen A21125
Ringer’s Solution (2L):
  • 14.4g NaCl
  • 0.34g CaCl2
  • 0.74g KCl
  • 0.230g Na2HPO4
  • 0.04g KH2PO4
  • ddH2O to 2L
  • Filter and autoclave
 Fisher Scientific
  • 7647-14-5
  • 10043-52-4
  • 7447-40-7
  • 7558-79-4
  • 7778-77-0

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Le Douarin, G., Renaud, D. Morphologic and physiologic study of the differentiation in vitro of quail embryo precardial mesoderm. Bull. Biol. Fr. Belg. 103 (3), 453-468 (1969).
  2. Teillet, M. A., Ziller, C., Le Douarin, N. M. Quail-chick chimeras. Methods. Mol. Biol. 461, 337-350 (2008).
  3. Le Douarin, N. A biological cell labeling technique and its use in expermental embryology. Dev. Biol. 30 (1), 217-222 (1973).
  4. Noden, D. M. An analysis of migratory behavior of avian cephalic neural crest cells. Dev. Biol. 42 (1), 106-130 (1975).
  5. Johnston, M. C. A radioautographic study of the migration and fate of cranial neural crest cells in the chick embryo. Anat. Rec. 156 (2), 143-155 (1966).
  6. Noden, D. M. The control of avian cephalic neural crest cytodifferentiation. I. Skeletal and connective tissues. Dev. Biol. 67 (2), 296-312 (1978).
  7. Oka, K. The role of TGF-beta signaling in regulating chondrogenesis and osteogenesis during mandibular development. Dev. Biol. 303 (1), 391-404 (2007).
  8. Chai, Y. Fate of the mammalian cranial neural crest during tooth and mandibular morphogenesis. Development. 127 (8), 1671-1679 (2000).
  9. Lengele, B., Schowing, J., Dhem, A. Embryonic origin and fate of chondroid tissue and secondary cartilages in the avian skull. Anat. Rec. 246 (3), 377-393 (1996).
  10. Le Douarin, N. M., Ziller, C., Couly, G. F. Patterning of neural crest derivatives in the avian embryo: in vivo and in vitro studies. Dev. Biol. 159 (1), 24-49 (1993).
  11. Lallier, T. E. Cell lineage and cell migration in the neural crest. Ann. N.Y. Acad. Sci. 615, 158-171 (1991).
  12. Nakamura, H. Mesenchymal derivatives from the neural crest. Arch. Histol. Jpn. 45 (2), 127-138 (1982).
  13. Le Lievre, C. S., Le Douarin, N. M. Mesenchymal derivatives of the neural crest: analysis of chimaeric quail and chick embryos. J. Embryol. Exp. Morphol. 34 (1), 125-154 (1975).
  14. Rawles, M. E. The Development of Melanophores from Embryonic Mouse Tissues Grown in the Coelom of Chick Embryos. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 26 (12), 673-680 (1940).
  15. Rawles, M. E. The Pigment-Forming Potency of Early Chick Blastoderms. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 26 (1), 86-94 (1940).
  16. Mosher, J. T. Intrinsic differences among spatially distinct neural crest stem cells in terms of migratory properties, fate determination, and ability to colonize the enteric nervous system. Dev. Biol. 303 (1), 1-15 (2007).
  17. Dupin, E., Le Douarin, N. M. Development of melanocyte precursors from the vertebrate neural crest. Oncogene. 22 (20), 3016-3023 (2003).
  18. Faraco, C. D., Vaz, S. A., Pastor, M. V., Erickson, C. A. Hyperpigmentation in the Silkie fowl correlates with abnormal migration of fate-restricted melanoblasts and loss of environmental barrier molecules. Dev. Dyn. 220 (3), 212-225 (2001).
  19. Selleck, M. A., Bronner-Fraser, M. Avian neural crest cell fate decisions: a diffusible signal mediates induction of neural crest by the ectoderm. Int. J. Dev. Neurosci. 18 (7), 621-627 (2000).
  20. Stocker, K. M., Sherman, L., Rees, S., Ciment, G. Basic FGF and TGF-beta 1 influence commitment to melanogenesis in neural crest-derived cells of avian embryos. Development. 111 (2), 635-645 (1991).
  21. Le Douarin, N. M., Teillet, M. A. Experimental analysis of the migration and differentiation of neuroblasts of the autonomic nervous system and of neurectodermal mesenchymal derivatives, using a biological cell marking technique. Dev. Biol. 41 (1), 162-184 (1974).
  22. Noden, D. M. The control of avian cephalic neural crest cytodifferentiation. II. Neural tissues. Dev. Biol. 67 (2), 313-329 (1978).
  23. Barraud, P. Neural crest origin of olfactory ensheathing glia. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107 (49), 21040-21045 (2010).
  24. Li, H. Y., Say, E. H., Zhou, X. F. Isolation and characterization of neural crest progenitors from adult dorsal root ganglia. Stem Cells. 25 (8), 2053-2065 (2007).
  25. Carney, T. J. A direct role for Sox10 in specification of neural crest-derived sensory neurons. Development. 133 (23), 4619-4630 (2006).
  26. Maro, G. S. Neural crest boundary cap cells constitute a source of neuronal and glial cells of the PNS. Nat. Neurosci. 7 (9), 930-938 (2004).
  27. Bronner-Fraser, M. Molecular analysis of neural crest formation. J. Physiol. Paris. 96 (1-2), 3-8 (2002).
  28. Paratore, C., Goerich, D. E., Suter, U., Wegner, M., Sommer, L. Survival and glial fate acquisition of neural crest cells are regulated by an interplay between the transcription factor Sox10 and extrinsic combinatorial signaling. Development. 128 (20), 3949-3961 (2001).
  29. Britsch, S. The transcription factor Sox10 is a key regulator of peripheral glial development. Genes Dev. 15 (1), 66-78 (2001).
  30. Bronner-Fraser, M. Origin of the avian neural crest. Stem Cells. 13 (6), 640-646 (1995).
  31. Jessen, K. R., Mirsky, R. Neural development. Fate diverted. Curr. Biol. 4 (9), 824-827 (1994).
  32. Le Douarin, N., Dulac, C., Dupin, E., Cameron-Curry, P. Glial cell lineages in the neural crest. Glia. 4 (2), 175-184 (1991).
  33. Chan, W. Y., Cheung, C. S., Yung, K. M., Copp, A. J. Cardiac neural crest of the mouse embryo: axial level of origin, migratory pathway and cell autonomy of the splotch (Sp2H) mutant effect. Development. 131 (14), 3367-3379 (2004).
  34. Bronner-Fraser, M. Segregation of cell lineage in the neural crest. Curr. Opin. Genet. Dev. 3 (4), 641-647 (1993).
  35. Peters-vander Sanden, M. J., Luider, T. M., vander Kamp, A. W., Tibboel, D., Meijers, C. Regional differences between various axial segments of the avian neural crest regarding the formation of enteric ganglia. Differentiation. 53 (1), 17-24 (1993).
  36. Kuratani, S., Bockman, D. E. Capacity of neural crest cells from various axial levels to participate in thymic development. Cell Tissue Res. 263 (1), 99-105 (1991).
  37. Leblanc, G. G., Epstein, M. L., Bronner-Fraser, M. E. Differential development of cholinergic neurons from cranial and trunk neural crest cells in vitro. 137 (2), 318-330 (1990).
  38. Golding, J. P., Trainor, P., Krumlauf, R., Gassmann, M. Defects in pathfinding by cranial neural crest cells in mice lacking the neuregulin receptor ErbB4. Nat. Cell. Biol. 2 (2), 103-109 (2000).
  39. Kulesa, P. M., Bailey, C. M., Kasemeier-Kulesa, J. C., McLennan, R. Cranial neural crest migration: new rules for an old road. Dev. Biol. 344 (2), 543-554 (2009).
  40. Lwigale, P. Y., Bronner-Fraser, M. Semaphorin3A/neuropilin-1 signaling acts as a molecular switch regulating neural crest migration during cornea development. Dev. Biol. 336 (2), 257-265 (2009).
  41. Killian, O. lesnicky, Birkholz, E. C., A, D., Artinger, K. B. A role for chemokine signaling in neural crest cell migration and craniofacial. Dev. Biol. 333 (1), 161-172 (2009).
  42. Gammill, L. S., Gonzalez, C., Bronner-Fraser, M. Neuropilin 2/semaphorin 3F signaling is essential for cranial neural crest migration and trigeminal ganglion condensation. Dev. Neurobiol. 67 (1), 47-56 (2007).
  43. Osborne, N. J., Begbie, J., Chilton, J. K., Schmidt, H., Eickholt, B. J. Semaphorin/neuropilin signaling influences the positioning of migratory neural crest cells within the hindbrain region of the chick. Dev. Dyn. 232 (4), 939-949 (2005).
  44. Kanzler, B., Foreman, R. K., Labosky, P. A., Mallo, M. BMP signaling is essential for development of skeletogenic and neurogenic cranial neural crest. Development. 127 (5), 1095-1104 (2000).
  45. Garcia-Lopez, R., Pombero, A., Martinez, S. Fate map of the chick embryo neural tube. Dev. Growth Differ. 51 (3), 145-165 (2009).
  46. Goldstein, A. M., Nagy, N. A bird's eye view of enteric nervous system development: lessons from the avian embryo. Pediatr. Res. 64 (4), 326-333 (2008).
  47. Le Douarin, N., Dieterlen-Lievre, F., Creuzet, S., Teillet, M. A. Quail-chick transplantations. Methods Cell. Biol. 87, 19-58 (2008).
  48. Wingate, R. J., Lumsden, A. Persistence of rhombomeric organisation in the postsegmental hindbrain. Development. 122 (7), 2143-2152 (1996).
  49. Karagenc, L., Sandikci, M. Tissue distribution of cells derived from the area opaca in heterospecific quail-chick blastodermal chimeras. J. Anat. 216 (1), 16-22 (2010).
  50. Teague, W. J., Jayanthi, N. V., Lear, P. V., Johnson, P. R. Foregut mesenchyme contributes cells to pancreatic acini during embryonic development in a chick-quail chimera model. Pediatr. Surg. Int. 21 (3), 138-142 (2005).
  51. Borue, X., Noden, D. M. Normal and aberrant craniofacial myogenesis by grafted trunk somitic and segmental plate mesoderm. Development. 131 (16), 3967-3980 (2004).
  52. He, L. Three different fates of cells migrating from somites into the limb bud. Anat. Embryol. (Berl). 207 (1), 29-34 (2003).
  53. Huang, R., Zhi, Q., Christ, B. The relationship between limb muscle and endothelial cells migrating from single somite. Anat. Embryol. (Berl). 206 (4), 283-289 (2003).
  54. Hidalgo-Sanchez, M., Simeone, A., Alvarado-Mallart, R. M. Fgf8 and Gbx2 induction concomitant with Otx2 repression is correlated with midbrain-hindbrain fate of caudal prosencephalon. Development. 126 (14), 3191-3203 (1999).
  55. Verberne, M. E., Gittenberger-de Groot, A. C., Poelmann, R. E. Lineage and development of the parasympathetic nervous system of the embryonic chick heart. Anat. Embryol. (Berl). 198 (3), 171-184 (1998).
  56. Burns, A. J., Douarin, N. M. The sacral neural crest contributes neurons and glia to the post-umbilical gut: spatiotemporal analysis of the development of the enteric nervous system. Development. 125 (21), 4335-4347 (1998).
  57. Debby-Brafman, A., Burstyn-Cohen, T., Klar, A., Kalcheim, C. F-Spondin, expressed in somite regions avoided by neural crest cells, mediates inhibition of distinct somite domains to neural crest migration. Neuron. 22 (3), 475-488 (1999).
  58. Lwigale, P. Y., Bronner-Fraser, M. Lens-derived Semaphorin3A regulates sensory innervation of the cornea. Dev. Biol. 306 (2), 750-759 (2007).
  59. Nakamura, H., Funahashi, J. Introduction of DNA into chick embryos by in ovo electroporation. Methods. 24 (1), 43-48 (2001).
  60. Chen, Y. X., Krull, C. E., Reneker, L. W. Targeted gene expression in the chicken eye by in ovo electroporation. Mol. Vis. 10, 874-883 (2004).
  61. Sato, F., Nakagawa, T., Ito, M., Kitagawa, Y., Hattori, M. A. Application of RNA interference to chicken embryos using small interfering RNA. J. Exp. Zool. A. Comp. Exp. Biol. 301 (10), 820-827 (2004).
  62. Lwigale, P. Y., Schneider, R. A. Other chimeras: quail-duck and mouse-chick. Methods Cell. Biol. 87, 59-74 (2008).
  63. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. 1951. Dev. Dyn. 195 (4), 231-272 (1992).
  64. Brady, J. A simple technique for making very fine, durable dissecting needles by sharpening tungsten wire electrolytically. Bull. World Health Organ. 32 (1), 143-144 (1965).
  65. Le Douarin, N. M. A Feulgen-positive nucleolus. Exp. Cell. Res. 77 (1), 459-468 (1973).
  66. Feulgen, R., Rossenbeck, H. Mikroskopisch-chemischer Nachweis einer Nucleinsaure vom typus der Thymonucleinsiiure und die darauf beruhende elektive Faibung von Zellkemen in mikroskopischen Praparaten. Hoppe-Seyler's Z. Physiol. Chem. 135, 203-252 (1924).
  67. Lwigale, P. Y., Conrad, G. W., Bronner-Fraser, M. Graded potential of neural crest to form cornea, sensory neurons and cartilage along the rostrocaudal axis. Development. 131 (9), 1979-1991 (2004).
  68. Weston, J. A. A radioautographic analysis of the migration and localization of trunk neural crest cells in the chick. Dev. Biol. 6, 279-310 (1963).
  69. Le Douarin, N. M., Kalcheim, C. The Neural Crest. , 2nd Ed, Cambridge University Press. (2009).
  70. Le Douarin, N. M., Teillet, M. A. The migration of neural crest cells to the wall of the digestive tract in avian embryo. J. Embryol. Exp. Morphol. 30 (1), 31-48 (1973).
  71. Douarin, N. M. L. e, Jotereau, F. V. Tracing of cells of the avian thymus through embryonic life in interspecific chimeras. J. Exp. Med. 142 (1), 17-40 (1975).
  72. Le Douarin, N. M., Renaud, D., Teillet, M. A., Le Douarin, G. H. Cholinergic differentiation of presumptive adrenergic neuroblasts in interspecific chimeras after heterotopic transplantations. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 72 (2), 728-732 (1975).
  73. Houssaint, E., Belo, M., Le Douarin, N. M. Investigations on cell lineage and tissue interactions in the developing bursa of Fabricius through interspecific chimeras. Dev. Biol. 53 (2), 250-264 (1976).
  74. Le Douarin, N. M., Jotereau, F. V., Houssaint, E., Belo, M. Ontogeny of the avian thymus and bursa of Fabricius studied in interspecific chimeras. Ann. Immunol. (Paris). 127 (6), 849-856 (1976).
  75. Fontaine, J., Le Douarin, N. M. Analysis of endoderm formation in the avian blastoderm by the use of quail-chick chimaeras. The problem of the neurectodermal origin of the cells of the APUD series. J. Embryol. Exp. Morphol. 41, 209-222 (1977).
  76. Narayanan, C. H., Narayanan, Y. On the origin of the ciliary ganglion in birds studied by the method of interspecific transplantation of embryonic brain regions between quail and chick. J. Embryol. Exp. Morphol. 47, 137-148 (1978).
  77. Lwigale, P. Y., Cressy, P. A., Bronner-Fraser, M. Corneal keratocytes retain neural crest progenitor cell properties. Dev. Biol. 288 (1), 284-293 (2005).
  78. Lwigale, P. Y. Embryonic origin of avian corneal sensory nerves. Dev. Biol. 239 (2), 323-337 (2001).
  79. Tanaka, H., Kinutani, M., Agata, A., Takashima, Y., Obata, K. Pathfinding during spinal tract formation in the chick-quail chimera analysed by species-specific monoclonal antibodies. Development. 110 (2), 565-571 (1990).

Tags

Neuroscience Neural vapen fågelunge vaktel chimär öde karta cell migration celldifferentiering
Analys av Neural Crest migration och differentiering av Cross-arter Transplantation
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Griswold, S. L., Lwigale, P. Y.… More

Griswold, S. L., Lwigale, P. Y. Analysis of Neural Crest Migration and Differentiation by Cross-species Transplantation. J. Vis. Exp. (60), e3622, doi:10.3791/3622 (2012).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter